UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO POSGRADO EN CIENCIAS BIOMÉDICAS Instituto de Ecología Centro de Investigaciones en Ecosistemas LA DIVERSIDAD DE FENOTIPOS QUÍMICOS Y SU RELACIÓN CON LA DEFENSA DE Persea americana TESIS QUE PARA OBTENER EL GRADO ACADÉMICO DE DOCTORA EN CIENCIAS PRESENTA GUADALUPE TORRES GURROLA DIRECTOR DE TESIS: DR. FRANCISCO JAVIER ESPINOSA GARCÍA MÉXICO, D.F. ABRIL, 2011 UNAM – Dirección General de Bibliotecas Tesis Digitales Restricciones de uso DERECHOS RESERVADOS © PROHIBIDA SU REPRODUCCIÓN TOTAL O PARCIAL Todo el material contenido en esta tesis esta protegido por la Ley Federal del Derecho de Autor (LFDA) de los Estados Unidos Mexicanos (México). El uso de imágenes, fragmentos de videos, y demás material que sea objeto de protección de los derechos de autor, será exclusivamente para fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el respectivo titular de los Derechos de Autor. AGRADECIMIENTOS A mi tutor el Dr. Francisco J. Espinosa García del Centro en investigaciones en ecosistemas, por todo el apoyo, confianza, paciencia y conocimientos que me entregó para la realización de éste trabajo de investigación. A los miembros de mi comité tutoral, el Dr. Guillermo Delgado Lamas del instituto de química de la UNAM, en cuyo laboratorio durante mi estancia, obtuve los conocimientos necesarios para la realización de éste proyecto. Al Dr. Miguel Martínez Ramos del centro de investigaciones en ecosistemas por los valiosos comentarios durante el periodo de mi formación académica y la realización de éste proyecto. A los miembros del jurado asignados para la defensa de mi tesis, a la Dra. Ana Luisa Anaya del Instituto de Ecología de la UNAM, al Dr. Ricardo Reyes Chilpa del Instituto de Química de la UNAM, al Dr. Zenón Cano Santana de la Facultad de Ciencias de la UNAM, al Dr. Ramón Marcos Soto Hernández del Colegio de Postgraduados, por sus comentarios y sugerencias que enriquecieron el contenido de este manuscrito. Al Dr. Salvador Montes Hernández por las facilidades otorgadas en el Banco de Germoplasma del Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias (INIFAP) Al Geógrafo Jesús Fuentes Junco, por la elaboración de los mapas; al M. C. Heberto Ferreira Medina y al Ing. Alberto Valencia García por su ayuda técnica, a mis compañeros Ángel, Yolanda, Cintia, Erick, Alicia, Gerardo, Lucero, Yesenia, del laboratorio de Ecología Química del Centro de Investigaciones en Ecosistemas, por su valioso apoyo y compañía durante las largas jornadas de trabajo tanto en el campo como en el laboratorio; a Maribel por su amistad y aliento durante la realización de este proyecto. A la M.C. Ma. Teresa Ramírez Apan y el M.C. Antonio Nieto Camacho por su apoyo y amistad durante mi estancia en el Instituto de Química; también a mis compañeros del laboratorio Ma. Luisa, Raquel, Alejandra, Blanca y Edgar por su ayuda durante mi estancia en el laboratorio de Productos Naturales del mismo Instituto A las siguientes instituciones: Centro de Investigaciones en Ecosistemas, UNAM (POFJEG) y Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (Proyecto 34895-V otorgado a FJEG), por el apoyo económico. Al CONACyT por la beca que otorgó a la primera autora durante sus estudios de doctorado en el Posgrado en Ciencias Biomédicas de la UNAM. D E D I C A T O R I A A mi esposo, compañero y amigo Gerardo, quien siempre me ha apoyado en todos mis proyectos. “Gracias por estar siempre conmigo”. A mis hijos Geraldy, Josseline, Jorge, Israel y Emmanuel pues son la energía e inspiración que me mueven para llegar a la meta. “Siempre estarán en mi corazón”. A mi mamá Marilú y a mis hermanos José, Celia, Cayetano, Ma. del Carmen y Alejandra que siempre me han animado en la conclusión de mis estudios. “Mil gracias por estar siempre cuando los he necesitado”. I INDICE RESUMEN GENERAL.................................................................................................................................... 1 INTRODUCCIÓN GENERAL........................................................................................................................ 3 LITERATURA CITADA ............................................................................................................................ 7 CAPÍTULO I................................................................................................................................................... 11 1. LOS METABOLITOS SECUNDARIOS DE PERSEA AMERICANA Y ESPECIES AFINES: INCIDENCIA Y ACTIVIDAD BIOLÓGICA.............................................................................................. 11 RESUMEN.................................................................................................................................................. 12 1.1 INTRODUCCIÓN................................................................................................................................ 15 1.2. RESULTADOS.................................................................................................................................... 17 1.2.1. Diversidad estructural de los compuestos químicos de Persea. .................................................. 17 1.2.2. Actividad biológica de los compuestos encontrados en Persea spp. ........................................... 40 1.2.3. Composición química de los órganos de Persea spp. .................................................................. 52 1.3 DISCUSIÓN.......................................................................................................................................... 54 1.3.1. Consideraciones ecológicas de las mezclas de los metabolitos secundarios............................... 54 1.3.2. Actividades múltiples de los metabolitos secundarios ................................................................. 55 1.3.3. Variabilidad en el número de actividades de los terpenos........................................................... 55 1.3.4. Actividad de los demás compuestos.............................................................................................. 56 1.3.5. Atracción de entomófagos............................................................................................................ 56 1.3.6. Atrayentes de los polinizadores .................................................................................................... 57 1.3.7. Compuestos citotóxicos, antivirales y antiinflamatorios. ............................................................ 57 1.3.8. Divesidad de compuestos en Persea............................................................................................. 58 LITERATURA CITADA .......................................................................................................................... 60 AGRADECIMIENTOS ............................................................................................................................. 97 CAPÍTULO 2 .................................................................................................................................................. 98 2. DOCUMENTO PUBLICADO: PATRONES DE VARIACIÓN Y DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA EN FENOTIPOS QUÍMICOS FOLIARES DE PERSEA AMERICANA VAR. DRYMIFOLIA ............. 98 RESUMEN……………………………………………………………………………………...…………99 2.1 INTRODUCCIÓN……………………………………………………………………………..……...99 2.2. MATERIALES Y MÉTODOS…………………………………………………………….…..…...100 2.2.1. Toma de muestras……………....………………………………………………....…………...100 2.2.2. Procedimiento de extracción y cuantificación de los metabolitos secundarios...….…...……100 2.2.3. Identificación y cuantificación de los compuestos químicos……………………...….…....101 2.2.4. Análisis estadístico………………………………………………………………...…….….….101 2.3. RESULTADOS Y DISCUSIÓN……………………………….……………………………...…….101 2.3.1. Grupos y subgrupos del banco de germoplasma. ……………………………………………...102 2.3.2. Distribución geográfica del orígen de las accesiones según su grupo químico……………....102 2.3.3. Grupos generados por características químicas……………………………………….………102 2.3.4. Variación química dentro y entre estados……………………………………………….……..106 2.3.5. Proporción de compuestos más abundantes en las localidades………………………….……106 2.3.6. Correlación entre localización geográfica y la incidencia de los compuestos volatiles..……..106 2.4. CONCLUSIONES....................................................................................................................109 AGRADECIMIENTOS..................................................................................................................109 LITERATURA CITADA...........................................................................................................................109 CAPÍTULO 3 ................................................................................................................................................ 111 3. DOCUMENTO PUBLICADO: THE FOLIAR CHEMICAL PROFILE OF CRIOLLO AVOCADO, PERSEA AMERICANA VAR. DRYMIFOLIA (LAURACEAE), AND ITS RELATIONSHIP WITH THE INCIDENCE OF A GALL-FORMING INSECT, TRIOZA ANCEPS (TRIOZIDAE). ................ 111 ABSTRACT………………………………………………………………………………………………112 II 3.1. INTRODUCTION…………………………………………………………………………………...112 3.2. MATERIALS AND METHODS……………………………………………………………………113 3.2.1. Study site………………………………………………………………………………………..113 3.2.2. Sample processing and chromatographic analysis…………………………………………….113 3.2.3. Data analysis………………………………………………………………………………..…..114 3.2.4. Size and shape analysis…………………………………………………………...…………....114 3.3. RESULTS………………………………………………………………………………………..…..115 3.3.1. Relationships among phytochemical diversity, accession origin, and gall incidence……..….115 3.3.2. Size and shape analysis of the foliar secondary compound mixtures of individual trees….…115 3.3.3. Size of foliar chemical compounds among groups…………………………………………….116 3.3.4. Shape of foliar chemical compounds among groups……………………………...……….….117 3.4. DISCUSSION………………………………………………………………………………………..119 3.5. ACKNOWLEDGEMENTS...……………………………………………………………………....120 3.6. REFERENCES…...............................................................................................................................120 CAPÍTULO 4 ................................................................................................................................................ 122 4. RELACIÓN DE LA DIVERSIDAD QUÍMICA FOLIAR DEL AGUACATE HASS (PERSEA AMERICANA VAR. HASS) CON LA HERBIVORÍA Y LA ONTOGENIA.......................................... 122 RESUMEN................................................................................................................................................ 123 4.1 INTRODUCCIÓN.............................................................................................................................. 125 4.2 MATERIALES Y MÉTODOS .......................................................................................................... 126 4.2.1. Toma de muestras....................................................................................................................... 127 4.2.2. Procedimiento de extracción y cuantificación de los metabolitos secundarios........................ 127 4.2.3. Identificación y cuantificación de los compuestos químicos .................................................... 128 4.2.4. Tasas de herbivoría..................................................................................................................... 129 4.2.5. Análisis estadístico ..................................................................................................................... 130 4.2.6. Análisis de tamaño y forma........................................................................................................ 130 4.3 RESULTADOS................................................................................................................................... 132 4.3.1. Relación de la diversidad fitoquímica con daño por herbivoría ............................................... 132 4.3.2. Tasas de herbivoría por edad de la hoja, ubicación y orientación............................................ 135 4.3.3. Contenido de agua foliar por edad de la hoja, ubicación y orientación................................... 137 4.3.4. Diferencias en las distintas épocas de colecta ........................................................................... 140 4.3.5. Compuestos más abundantes en las 3 diferentes épocas........................................................... 145 4.3.6. Análisis de tamaño y forma de las mezclas de metabolitos secundarios en la ontogenia ........ 147 4.3.6.1. Tamaño de los compuestos químicos foliares de P. americana var. Hass entre grupos ..................149 4.3.6.2. Forma de los compuestos químicos foliares de P. americana var. Hass entre grupos .....................161 4.4 DISCUSIÓN........................................................................................................................................ 164 4.5 CONCLUSIONES.............................................................................................................................. 168 LITERATURA CITADA ........................................................................................................................ 169 4.7. AGRADECIMIENTOS .................................................................................................................... 173 DISCUSIÓN GENERAL ............................................................................................................................. 174 LITERATURA CITADA ........................................................................................................................ 175 1 RESUMEN GENERAL Se investigó la función de la diversidad fitoquímica relacionada con el ataque de los herbívoros en Persea americana, en diferentes escalas: dentro y entre poblaciones, y dentro del individuo. Probamos dos hipótesis, a) que la defensa de la planta está determinada por la diversidad fitoquímica; y b) que un compuesto o grupos de compuestos determinan la defensa de la planta. Antes de probar las hipótesis, revisamos la literatura y encontramos 357 metabolitos secundarios (MS) reportados en las 24 especies de Persea que han sido estudiadas, y documentamos la actividad de cada uno de ellos (capítulo 1). P. americana es la especie más estudiada y la mayor cantidad de MS se han aislado de hojas y la minoría de frutos, ramas y troncos. Se encontraron 126 terpenoides, 13 aromáticos, 8 alcaloide, 15 fenoles, 19 furanos, 19 flavonas, una leucoantocianidina, 41 ligninas, 6 lactona, 4 esteroles, 16 alcoholes, 7 cetonas, 29 aldehídos, 28 ácidos y ésteres, un triglicerido, 20 alcanos y alquenos, 4 azúcares. El sesgo en la investigación de los MS de Persea no permite hacer generalizaciones sobre la función de la diversidad fitoquímica, aunque se encontró que la mayoría de los compuestos donde se reporta su actividad biológica pueden afectar a varias especies o procesos bioquímicos o patológicos. Para probar las hipótesis a escala geográfica y poblacional describimos la variación de terpenoides y fenilpropanoides volátiles foliares en las accesiones de P. americana var. drymifolia (aguacate criollo) del banco de germoplasma del INIFAP-Celaya y determinamos los fenotipos químicos foliares de esos árboles y sus patrones de variación y distribución geográfica en (capítulo 2). Los resultados muestran la formación de grupos y subgrupos, la mayor distribución se encuentra a través del Eje Volcánico Transversal, todos los subgrupos se diferencian significativamente por el estragol siendo este y el cariofileno los compuestos más abundantes (> 10%), además que el estragol tuvo correlación positiva significativa con la latitud, longitud y altitud. Los árboles del banco de germoplasma estaban diferencialmente atacados por el insecto agallero de la hoja (Trioza anceps), relacionamos entre individuos los perfiles químicos foliares de P. americana var. drymifolia con la incidencia del insecto formador de agallas Trioza anceps (capítulo 3); encontramos que la diversidad química, la incidencia de agallas, la altitud y latitud tuvieron débiles correlaciones entre ellos mismos y el análisis de correlación multiple indica que la incidencia de agallas tuvo una relación no-lineal con los terpenoides de las hojas de aguacate; el análisis de tamaño y forma mostró variación 2 intraespecífica en los perfiles químicos entre los cinco grupos de árboles clasificados por el número de agallas por 10 cm2 de la hoja. Finalmente estudiamos la función de la diversidad fitoquímica en las diferentes edades de las hojas dentro de los individuos, en tres diferentes épocas y dos posiciones de la copa del árbol (capítulo 4); no encontramos relación lineal del índice de diversidad de Shannon con el porcentaje de daño, sin embargo, cuando el porcentaje de daño como variable dependiente y como covariables la diversidad y el porcentaje de agua foliar, encontramos diferencias en la edad de la hoja. Hay mucha variación entre los individuos y dentro de cada individuo, encontramos combinaciones específicas de compuestos químicos en las diferentes edades de las hojas. Podemos concluir que la función de la diversidad fitoquímica es más compleja que la riqueza de compuestos de la mezcla. Aparentemente, cada interacción entre una planta y un consumidor estará determinada tanto por combinaciones específicas de compuestos como por sus diferentes concentraciones. 3 INTRODUCCIÓN GENERAL El aguacate es una de las frutas más nutritivas, por eso ha ocupado un lugar muy importante en la dieta humana tanto por su sabor como por su aspecto y por los beneficios que aporta, sin contar con su alta densidad energética. Además es excepcional por la cantidad y calidad de su proteína, y provee cantidades importantes de fibra dietética (Barrera et al. 1999). UBICACIÓN TAXONÓMICA Reino: Plantae División: Magnoliophyta Clase: Magnoliopsida Orden: Laurales Familia: Lauraceae Genero: Persea Persea es un género botánico de cerca de 150 especies de árboles siempreverdes de la familia del laurel, Lauraceae. El miembro más conocido es el aguacate o palta (P. americana americana), muy cultivada en regiones subtropicales por sus grandes frutos comestibles. Son árboles medianos, 15-30 m de altura en madurez. Hojas simples, lanceoladas a lanceoladas anchas, variando entre especies desde 5-30 cm de longitud, y 2- 12 cm de ancho, con arreglos espiralados o alternados en los tallos. Las flores están en cortas panículas, con seis pequeños segmentos de periantos verde amarillentos de 3-6 mm de longitud, nueve estambres y un ovario con un solo embrión. El fruto es una drupa oval o aperada, con una cubierta carnosa cubriendo una sola semilla; con tamaño muy variable entre las especies, 1-1,5 cm en P. borbonia y P. indica, más de 1-2 dm en P. americana. Las especies de Persea tienen una heterogénea distribución, con cerca de 70 especies del Neotrópico, de Brasil a Chile en Sudamérica a Centroamérica y México, las Indias Occidentales, el sudeste de EE. UU.; una sola especie, P. indica, endémica de las Islas de Macaronesia, incluyendo Madeira y la Islas Canarias; y 80 especies del este 4 asiático y sudeste de Asia. Ninguna de las especies es muy tolerante a fríos severos, salvo, P. borbonia, P. ichangensis y P. lingue, sobreviven temperaturas debajo de los -12 °C; también requieren suelo húmedo continuo, y no toleran sequía. Las evidencias de fósiles indican que el género es originario de África Occidental durante el Paleoceno, y expandido de Asia, a Sudamérica, luego Europa y finalmente Norteamérica. Es a través del África de secano, oeste de Asia, el Mediterráneo del Oligoceno al Pleistoceno, y la glaciación de Europa durante el Pleistoceno, causando la extinción del género en esas regiones, resultando en la actual distribución. El género Persea tiene tres subgéneros. El subgénero asiático Machilus es tratada en separado del género Machilus por muchos autores, incluido en Flora of China, con incompatibilidad de injerto entre el subgénero Persea y el Eriodaphne. Subgénero Persea de Centroamérica. dos especies: Persea americana Mill.-Avocado (Persea americana Mill. var. drymifolia ( Schltdl. & Cham.) S.F.Blake; Persea americana var. floccosa; Persea americana var. Guatemalensis; Persea americana var. nubigena; Persea americana var. steyermarkii) y Persea schiedeana-Coyo. Subgénero Eriodaphne (Mutisiopersea) de América, Macaronesia, con unas 70 especies por menciona algunas de ellas tenemos: Persea alpigena Spreng.; Persea borbonia Spreng.; Persea caerulea (Ruiz & Pav.) Mez; Persea cinerascens Blake; Persea donnell-smithii Mez; Persea indica–Viñátigo; Persea lingue–Lingue; Persea longipes; Persea palustris–Swampbay; Persea skutchii. Subgénero Machilus de Asia, con unas 80 especies como por ejemplo: Persea edulis; Persea ichangensis; Persea japonica; Persea macrantha; Persea nanmu; Persea thunbergii; Persea yunnanensis (Esacademic 2011). La hipótesis que trata de explicar la diversidad y concentración de los metabolitos secundarios (MS), supone que mientras más alta es la diversidad de éstos mayor es la protección para la planta (Firn y Jones, 2003; Jones y Firns, 1991; Jones y Lawton, 1991; Rhoades, 1979), y que a mayor presión de consumidores sobre la planta se favorece mayor diversidad química (Langenheim, 1984, 1994). Sin embargo, pocos estudios han mostrado experimentalmente que la alta diversidad de mezclas de MS puede reducir el ataque de los herbívoros más efectivamente que la baja diversidad de éstos (Adams y Bernays, 1978; Castellanos y Espinosa-García, 1997). En poblaciones de plantas es frecuente que la variación química entre los individuos sea discreta, esto es, que haya grupos de individuos, 5 con perfiles fitoquímicos distintos (Snyder, 1992; Torres-Gurrola et al., 2009). Asimismo, es bien sabido que la química de la planta afecta la calidad de ésta, limitando el crecimiento y la reproducción de los herbívoros; sin embargo, muchos herbívoros pueden usar los MS (p. ej. secuestrándolos), en su defensa contra sus propios enemigos naturales, alimentandose de su planta hospedero que contiene MS toxicos, creando los herbivoros el espacio libre de enemigos (Ode, 2006). Las hojas cuando son jóvenes a menudo son más vulnerables al daño causado por herbívoros y patógenos, ya que son preferidas en comparación con las hojas maduras (Aide, 1993; Coley, 1983; Feeny, 1970; Selman y Lowman, 1983; Wint, 1983); por lo tanto, el tiempo en que ocurre el mayor daño es en el primer mes de desarrollo (Coley y Aide, 1991; Lowman y Box, 1983). La herbivoría de las hojas jóvenes (cercana al final de la expansión) puede imponer más altos costos en la pérdida de recursos y la potencial productividad de una planta (Jurik y Chabot, 1986). Los niveles de fenoles (Choong, 1996; Coley 1983; Langenheim et al., 1986; Read et al., 2003; Turner, 1995), terpenos (Crankshaw y Langenheim, 1981; Hall y Langenheim, 1986; Mihaliak y Lincoln, 1989), alcaloides (van Dam et al., 1995, 1996) y glucósidos cianogénicos (Gleadow y Woodrow, 2000; Lamont, 1993), están más concentrados en las hojas jóvenes, a pesar de ello, son más consumidas que las hojas maduras (Choong 1996; Coley 1983), pues esto no siempre sucede (Lambdon et al., 2003; van Dam et al., 1996). Las concentraciones relativas de los MS pueden ser muy importantes para determinar la capacidad de defensa de determinados fenotipos e influir en los patrones multidimensionales de las interacciones bióticas de las plantas (An et al., 2001; Barbehenn et al., 2001; Castellanos y Espinosa-García, 1997; Espinosa-García y Langenheim, 1991; Rasmussen y Einhellig, 1977; Stamp y Yang, 1996), por lo que el análisis de tamaño y forma de la concentración absoluta (CA) y concentración relativa (CR) de las mezclas de MS que definen a los fenotipos químicos de los individuos, proporciona una herramienta analítica para examinar y relacionar variaciones y covariaciones de CA y CR de los MS en las plantas, con diversos factores y procesos ecológicos (Boecklen y Price, 1989; Mosimann y James, 1979). A pesar de la importancia de la química de la planta y de que los MS están asociados con la resistencia de las plantas a las plagas y enfermedades (Edwards et al., 6 1993; Espinosa-García, 2001; Langenheim, 2003), el estudio y la caracterización de la variación química del aguacate criollo o “Hass” (tanto en bancos de germoplasma como en las formas silvestres) han tenido poca atención (p. ej. los estudios de Bergh et al., 1973; Rincón-Hernández et al., 2005). Muchos de estos compuestos (como los terpenoides) están bajo un fuerte control genético, y pueden ser usados como marcadores para la resistencia a plagas y patógenos (Lavi et al., 1993a, 1993b; Mhameed et al., 1995). La variabilidad química en plantas frecuentemente está asociada con la distribución geográfica (Azevedo et al., 2001; Dodd y Rafii, 1994; Goralka y Langenheim, 1995), por lo que es posible que esta asociación también se encuentre en P. americana var. drymifolia. El aguacate es originario de las áreas montañosas del centro y este de México y partes altas de Guatemala (Williams, 1977), de donde se ha llevado al resto del mundo (Barrientos-Priego y López-López, 1998; Martínez-Blanco, 1998; INIFAP y CIPAC, 1996). Se reconocen tres razas o variedades: “mexicana” (Persea americana var. drymifolia), “guatemalteca” (P. americana var. guatemalensis) y “antillana” (P. americana var. americana). Persea americana var. drymifolia produce frutos que se consumen y comercializan localmente y se usa como pie de injerto para el cultivo de “Hass”; esta variedad también es importante, pues junto con P. americana var. guatemalensis constituyen los progenitores del cultivar “Hass” el más distribuido en el mundo (Fielder et al., 1998; Barrientos-Priego y López-López, 1998). Las formas silvestres de Persea americana var. drymifolia (aguacate criollo) se encuentran en bosques mesófilos de montaña o de lauráceas (Challenger, 1998; Lorea- Hernández, 2002; Space, 2002), cuyo estado de conservación es muy precario, y cuya superficie original ha disminuido por la apertura de nuevas áreas a la agricultura y la ganadería, el sobrepastoreo, los incendios forestales, el avance de las áreas urbanas y explotación maderera (Lorea-Hernández 2002; Sánchez-Pérez, 1999). Así, una parte considerable de la enorme riqueza fitogenética de Persea spp. está amenazada por la destrucción de estos ecosistemas y por la sustitución de cultivos tradicionales por cultivos mejorados. El objetivo central del presente trabajo fue el estudio de la función de la diversidad fitoquímica relacionada con el ataque de los herbívoros. El trabajo se divide en cuatro capítulos. El primer capítulo incluye la información de los metabolitos secundarios del 7 género Persea, y propiedades biológicas reportadas hasta el momento de los mismos de manera individual o en mezclas, documentando lo que se conoce del género. El segundo capítulo revisa la distribución geográfica y la diversidad de fenotipos químicos de P. americana var. drymifolia que se encuentra en el banco de germoplasma del INIFAP- Celaya, nos permite conocer la variación química intra e interpoblacional. El capítulo tres aborda el estudio de la relación entre la diversidad fitoquimica de P. americana var. drymifolia y la defensa de la planta contra el herbívoro especialista inductor de agallas Trioza anceps; además revisa si algún fitoquímico permite o evita el establecimento del insecto en la planta hospedera. El cuarto capítulo abordó el estudio del efecto de la edad de la hoja, la temporada y los estratos superior e inferior en la copa del árbol sobre de la defensa de la planta. 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LOS METABOLITOS SECUNDARIOS DE Persea americana Y ESPECIES AFINES: INCIDENCIA Y ACTIVIDAD BIOLÓGICA SECONDARY METABOLITES OF Persea americana AND RELATED SPECIES: INCIDENCE AND BIOLOGICAL ACTIVITY GUADALUPE TORRES GURROLA 1, GUILLERMO DELGADO LAMAS 2 Y FRANCISCO J. ESPINOSA-GARCÍA 1 1Centro de Investigaciones en Ecosistemas, Universidad Nacional Autónoma de México. Antigua carretera a Pátzcuaro No. 8701, Col. ex-Hacienda de San José de la Huerta. , C.P. 58190, Morelia, Mich. Tel. 01-443-322-27-77 Ext. 42628, Fax 01-443-322-27-19 México. gtorres@oikos.unam.mx y espinosa@oikos.unam.mx. 2Instituto de Química, Universidad Nacional Autónoma de México, A.P. C.P. 04510, México, D.F., México. 12 RESUMEN Persea americana se cultiva en ambientes tropicales a subtropicales en casi todos los estados de la República Mexicana, aunque Michoacán concentra la mayoría de la producción comercial. Uno de los principales problemas para la conservación del aguacate es la pérdida acelerada de los bosques donde éste crece en forma silvestre y la sustitución de variedades criollas por variedades seleccionadas para explotación comercial. Esta pérdida también amenaza a la diversidad química presente en las variedades y especies afines de P. americana. Es muy factible que la composición química de los diversos órganos del aguacatero sea importante en la resistencia natural contra sus plagas y enfermedades, por lo que es indispensable conocer la incidencia y función de los metabolitos secundarios en el aguacatero. El objetivo de este trabajo fue documentar la incidencia y actividad biológica de los metabolitos secundarios encontrados en las variedades y especies afines de P. americana y examinar esta diversidad química de acuerdo a las principales hipótesis propuestas para explicar la diversidad química en las plantas. La mayor variedad de metabolitos secundarios se encuentran en mezclas en las hojas, entre las que se hayan: muchos terpenos, ocho alcaloides, fenoles, furanos, seis lactonas, lignanos, acetatos, aldehídos, cetonas, alcoholes, alcanos y alquenos. Se han encontrado metabolitos secundarios, aunque en menor proporción, en las ramas, tales como: diterpenos, triterpenos y lactonas; en la corteza se registran lactonas; en el xilema sesquiterpenos, alcaloides y triterpenos; en el pericarpio fenoles, flavonas, leucoantocianidinas y alcoholes; en el mesocarpio: sesquiterpenos, fenoles, furanos, flavonas, leucoantocianidinas, lactonas, alcanos, alcoholes y aldehídos; y en la semilla fenoles, furanos, flavonas, leucoantocianidinas y azúcares. Se encontraron compuestos con más de una propiedad biológica. En general, todos los compuestos volátiles tienen efectos antifúngicos, antibacteriales; en los herbívoros antialimentarios, disuasivos de la oviposición, de la masticación y atrayentes de los polinizadores. Los monoterpenos y sesquiterpenos, son atrayentes de los parasitoides. Los diterpenos son principalmente antialimentarios. Los fenoles actúan como atrayentes de los enemigos naturales de la planta. Algunos de estos compuestos también tienen propiedades como anticancerígenas, antivirales, antiinflamatorios, o como medicina tradicional. La gran cantidad de metabolitos secundarios de Persea spp. y de sus propiedades biológicas apoyan la hipótesis de que a 13 mayor diversidad química mayor protección contra los consumidores de plantas; empero la insuficiencia de estudios químicos y ecológicos en las especies de Persea no permiten la evaluación apropiada de las hipótesis sobre la función de la diversidad química en la defensa vegetal. Palabras clave: Persea americana, metabolitos secundarios, incidencia, actividad biológica. ABSTRACT Persea americana is grown in tropical to subtropical areas in almost every state of Mexico, but Michoacán concentrates most of the commercial production. One of the main problems for the conservation of avocado is the accelerating loss of forests where it grows wild and the replacement of landraces by selected avocado varieties for commercial exploitation. This loss also threatens the chemical diversity present in the varieties and P. americana related species. It is very likely that the chemical composition of the various organs of the avocado is important in natural resistance against pests and their diseases, so it is essential to know the impact and role of secondary metabolites in the avocado. The aim of this study was to document the incidence and biological activity of secondary metabolites found in the varieties and P. americana related species and to consider the chemical diversity according to the main hypotheses to explain the chemical diversity in plants. The greatest variety of secondary metabolites found in mixtures in the leaves, among which are: many terpenes, eight alkaloids, phenols, furans, six lactones, lignans, acetates, aldehydes, ketones, alcohols, alkanes and alkenes. Secondary metabolites were found in lower proportion in the branches: diterpenes, triterpenes and lactones, in the cortex: lactones, in the xylem: sesquiterpenes, alkaloids and sterols, in the pericarp: phenols, flavones, leucoanthocyanidins and alcohols in the mesocarp: sesquiterpenes, phenols, furans, flavones, leucoanthocyanidins, lactones, alkanes, alcohols and aldehydes, and seed: phenols, furans, flavones, leucoanthocyanidins and sugars. Compounds were found that had more of a biological property. Usually all the volatiles have antifungal, antibacterial, antifeedant effects, oviposition, mastication deterrent, pollinator, herbivores and pathogens attractants. That attract parasitoids are monoterpenes and sesquiterpenes, diterpenes found those whose main activity antifeedant; phenols act as attractants for 14 natural enemies of the plant. Some of these compounds were also found as anticancer, antiviral, antiinflammatory, and so on, as a traditional medicine used by many generations of mankind. The large number of secondary metabolites of Persea spp. and their biological property are consistent with the hypothesis that higher chemical diversity provides a better defence against consumers, but the lack of chemical and ecological studies in Persea’s species not allow proper evaluation of hypotheses about the role of chemical diversity in plant defense. Key words: Persea americana, secondary metabolites, incidence, biological activity 15 1.1 INTRODUCCIÓN El aguacate (Persea americana Mill.: Lauraceae) es un fruto originario de México y Centroamérica, de donde se ha llevado al resto de América y a los demás continentes. Persea americana se cultiva en ambientes tropicales a subtropicales en casi todos los estados de México, aunque Michoacán concentra la mayoría de la producción comercial. La mayoría de las variedades comerciales de aguacate (se han clasificado más de 500) se producen en México, Estados Unidos, Israel y las Islas Canarias. La raza mexicana (var. drymifolia) surgió en las montañas de México y está caracterizada por frutos pequeños verdes o negros con piel delgada. El aguacate mexicano puede crecer a elevaciones desde 1,500 hasta 3,000 metros (Bergh, 1975; Sánchez-Pérez, 1999). La raza guatemalteca (var. guatemalensis) surgió en las montañas de América Central pero más al sur y generalmente a menor elevación que la raza mexicana. Los aguacates guatemaltecos son medianos o grandes, tienen piel gruesa y son relativamente lentos para madurar. La raza antillana (var. americana) se presenta en bosques de tierras bajas de América Central y noroeste de América del Sur, y se originó sobre el lado oeste de las montañas de América Central (Rubi et al., 1995). Uno de los principales problemas para la conservación del aguacate es la pérdida acelerada de los bosques donde éste crece en forma silvestre y la sustitución de variedades criollas por variedades seleccionadas para explotación comercial (Sánchez-Pérez, 1999). Esto causa pérdida de variabilidad genética que es muy importante para el mejoramiento de la especie (Sánchez-Pérez, 1999). Una de las áreas donde esta variabilidad es importante es en el fitomejoramiento para reducir la susceptibilidad a plagas y enfermedades de las variedades mejoradas que se cultivan en México, entre las que sobresalen “Hass” y “Fuerte”, que son muy susceptibles a enfermedades tanto del follaje, fruto, ramas y troncos. Estas enfermedades en ocasiones pueden causar la muerte de los árboles (como es el caso del cáncer de tronco y ramas), y en el mejor de los casos, afectan la apariencia del fruto y requieren de control químico intensivo que encarece costos de cultivo. Igualmente, plagas como los ácaros, los barrenadores del fruto y del tronco, así como los trips causan grandes pérdidas en cosechas o en su control (Brogdon, 1955). Es muy factible que la composición química de los diversos órganos del aguacatero sea importante en la resistencia natural de P. americana contra sus plagas y enfermedades 16 (Brune and van Lelyveld, 1982; Prusky et al., 1985; González-Coloma et al., 1992; Espinosa-García et al., 2001). Sin embargo, aunque hay numerosos trabajos sobre la química del aguacate, no existe una compilación de estos compuestos que documente su diversidad, bioactividad e incidencia en los diferentes órganos del aguacatero. La gran diversidad de metabolitos secundarios presentes en las plantas ha tratado de explicarse con diferentes hipótesis sobre su origen y función (Espinosa-García, 2001; Theis and Lerdau, 2003). Una de ellas postula que los metabolitos secundarios dentro de los tejidos de las plantas son redundantes, es decir, que realizan la misma función, y que su gran diversidad se explica como un mecanismo que asegura la defensa aún con la posible pérdida de algunos componentes (Hammerschmidt and Schultz, 1996). Otra hipótesis similar postula que los compuestos en los tejidos funcionan individualmente contra varios tipos de consumidores de las plantas, aunque los diferentes compuestos muestran cierto grado de especificidad; esto es, aunque puede haber compuestos multifuncionales contra herbívoros y patógenos, algunos serán más efectivos contra ciertas especies y otros lo serán con otras especies (Isman et al., 1996). Una hipótesis más se distingue porque propone que los metabolitos secundarios funcionan en conjunto, esto es, como mezclas donde se dan efectos sinérgicos y aditivos que funcionan contra un espectro muy amplio de consumidores (Berenbaum, 1985; Isman et al., 1996). Una visión opuesta a todas estas hipótesis es la que postula que casi todos los metabolitos secundarios son inútiles y que su presencia en las plantas se explica porque estos compuestos no representan costos para éstas y porque las vías metabólicas que los producen ocasionalmente pueden producir un compuesto con alta actividad biológica que sí le sirve a la planta (Jones y Firns, 1991). La gran variedad de metabolitos secundarios que se han aislado de las hojas de Persea americana, provee de una oportunidad para confrontar algunas de las hipótesis sobre la función de la diversidad de los metabolitos secundarios. Así, los objetivos de este trabajo fueron: a) documentar la diversidad, bioactividad e incidencia en órganos vegetales de los metabolitos secundarios de las especies del género Persea; y b) confrontar los datos de diversidad química de hojas de Persea americana con algunas hipótesis que tratan de explicar la función de la diversidad de los metabolitos secundarios. Para lograr estos objetivos se hizo una búsqueda bibliográfica en la base de datos Cambridge Abstracts in 17 Biology de 1973 a 2010. Con la información recabada se creó un inventario de metabolitos secundarios en Persea spp. 1.2. RESULTADOS 1.2.1. Diversidad estructural de los compuestos químicos de Persea. En Persea spp. se ordenaron los compuestos encontrados de acuerdo a clasificación biosintéticas de los metabolitos secundarios (Anaya 2003), en este género se han reportadon hasta el momento 360 diferentes metabolitos secundarios (tabla 1, 2, 3, 4 y 5). Entre los metabolitos secundarios caracterizados en el género Persea se encuentran: terpenoides (monoterpenos, sesquiterpenos, diterpenos y triterpenos) (Tabla 1); leucoanticianidinas, flavonas, ligninas, fenoles y furanos (Tabla 2); compuestos aromáticos, alcaloides y lactonas (Tabla 3); alcoholes, cetonas y aldehídos (Tabla 4); y esteres, alcanos y azúcares (Tabla 5). La actividad de los metabolitos secundarios está asociada a su estructura tridimensional. En algunos compuestos el isómero no tiene actividad biológica por lo que representamos la estructura química de terpenoides (monoterpenos, sesquiterpenos, diterpenos y triterpenos) (Fig. 1); leucoanticianidinas, flavonas, ligninas, fenoles, furanos y (Fig. 2); compuestos aromáticos, alcaloides y lactonas (Fig. 3); alcoholes, cetonas y aldehídos (Fig. 4); esteres, alcanos y azúcares (Fig. 5) que se encuentran en el género Persea. La importancia de identificar la parte de la planta y la especie de donde fueron aislados los metabolitos secundarios presentes en el género Persea se enlista en la Tabla 6. Tabla 1. Lista de monoterpenos, sesquiterpenos, diterpenos y triterpenos aislados del género Persea. TERPENOIDES Monoterpenos MT 1 allo-ocimeno 13 α-felandreno 25 (E)--ocimeno 2 camfeno 14 β-felandreno 26 α-pineno 3 hidrato de camfeno 15 α-fencheno 27 β-pineno 4 alcanfor 16 geraniol 28 cis-piperitol 5 -3-careno 17 isoborneol 29 sabineno 6 4-careno 18 limoneno 30 α-terpineno 7 carvacrol 19 linalool 31 -terpineno 18 Continuación de la tabla 1. 8 p-cimeno 20 óxido de cis-linalool 32 α-terpineol 9 1,4-cineol 21 β-mirceno 33 terpinen-4-ol 10 1,8-cineol 22 trans-ocimeno 34 terpinoleno 11 citral 23 cis-ocimeno 35 tricicleno 12 citronelal 24 (Z)--ocimeno 36 α-thujeno Sesquiterpenos TS 1 acoradieno 26 ciclosativeno 51 β-himachaleno 2 -amorfeno 27 α-copaeno 52 α-humuleno 3 allo-aromadendreno 28 -copaeno 53 alcanfor juniper 4 aromadendreno 29 α-cubebeno 54 ledeno 5 bergamoteno 30 β-cubebeno 55 machikusanol 6 tras-α-bergamoteno 31 cubenol 56 cis-muurola-3,5-dieno 7 biciclogermacreno 32 1-epi-cubenol 57 trans-muurola-4(14),5-dieno 8 β-bisaboleno 33 α-curcumeno 58 α-muuroleno 9 -bisabolol 34 β-elemeno 59 -muuroleno 10 β-bourboneno 35 -elemeno 60 α-muurolol 11 bulnesol 36 elemol 61 -muurolol 12 trans-cadina-1,4- dieno 37 espatulenol 62 (Z)-nerolidol 13 trans-cadina-1(6),4- dieno 38 eudesmol 63 (E)-nerolidol 14 α-cadineno 39 -eudesmol 64 patchouli alcohol 15 -cadineno 40 α-farneseno 65 β-patchouleno 16 -cadineno 41 β-farneseno 66 santalol 17 α-cadinol 42 farnesol 67 cis-β-santalol 18 -cadinol 43 germacreno B 68 (E)- β-santalol 19 β-calacoreno 44 germacreno D 69 α-selineno 20 (E)-cariofileno 45 globulol 70 β-selineno 21 α-cariofileno 46 cis--guaieno 71 -selineno 22 β-cariofileno 47 guaiol 72 sesquifelandreno 23 9-epi-()-cariofileno 48 α-gurjuneno 73 -sesquifelandreno 24 óxido de cariofileno 49 β-gurjuneno 74 valenceno 25 carissona 50 -gurjuneno 75 α-zingibereno Diterpenos TD 1 anhidrocinnzeilanona 6 cinnzeilanina 11 perseanol 2 anhidrocinnzeilanina 7 2,3- didehidrocinnzeilanono 12 rianodol 3 cinnzeilanol 8 fitol 13 rianodol 14-monoacetato 4 cinnzeilanona 9 garajonona 14 vignaticol 5 epi-cinnzeilanol 10 indicol Triterpenos TT 1 perseapicrosido A 3 β-sitosteril glucósido 5 estigmasteril glucósido 2 β-sitosterol 4 estigmasterol 19 Tabla 2. Lista de Leucoantocianidinas, flavonas, ligninas, fenoles, furanos y aislados del género Persea. Compuestos fenólicos Leucoantocianidinas LE 1 Leucoantocianidina I, II, III, IV, y V Flavonas FL 1 afzelina 8 isoflavona 14 quercetina 3-O-β- galactopiranosido 2 aromadendrina 9 isorhamnetina 3-O- glucosido 15 quercetina 3-O-β- glucopiranosido 3 catechina 10 kaempferola 16 quercetina 3-O-ramnosido 4 (-)-epi-catechina 11 naringerina 17 quercitrina 5 3-O-trans-p- coumaroilkaempferola 12 quercetina 18 scopolina 6 flavona no fenólica 13 quercetina 3-O-α-D- arabinopiranosido 19 taxifolina 7 flavonol glicosido I y II Ligninas LI 1 ácido meso- dihidroguaiaretico 15 licarina B 29 nudiposida 2 ácido meso- monometil- dihidroguaiaretico 16 lingueresinol 30 obovatena 3 (-)-acuminatina 17 lionisido 31 obovatifol 4 (±)-9,9’-O- diferuloilsecoisolaricir esinola 18 machilina A 32 obovatinal 5 epi-eudesmina 19 machilina B 33 perseal A 6 epi-siringaresinola 20 machilina C 34 perseal B 7 eritro- austrobailignana-6 21 machilina D 35 perseal C 8 eudesmina 22 machilina E 36 perseal D 9 filigenina 23 machilina F 37 perseal F 1 0 (+)-galbacina 24 machilina G 38 perseal G 1 1 (+)-galbelgina 25 machilina H 39 (-)-sesamina 1 2 (7S,8S)-7-(4hidroxi-3- metoxifenil)-1'-formil- 3'-metoxi-8- metildihidrobenzofura no 26 machilina I 40 (±)-siringaresinol 1 3 (-)-iso-guaiacina 27 nectandrina A 41 ssiorisida 1 4 licarina A 28 nectandrina B 20 Continuación de la tabla 2. Fenoles FE 1 ácido cafeico 6 ácido p-coumarico 11 chavicol 2 ácido cis-cafeico 7 ácido 3,4- dihidroxibenzoico 12 metil-chavicol 3 ácido trans-cafeico 8 ácido ferúlico 13 eugenol 4 ácido cis-clorogénico 9 ácido p-hidroxibenzoico 14 metil-eugenol 5 ácido trans- clorogénico 10 aesculetin 15 scopoletin Furanos FU 1 avocadenofurano 8 2-(heptadecil)furano 14 majorinolido 2 perseafurano 9 2-(8Z,11Z- heptadecadienil)furano 15 2-pentilfurano 3 avocadienofurano 10 heptilfurano 16 2-(1E-pentadecenil)furano 4 avocadinenofurano 11 isoavocadienofurano 17 2-(1Z-pentadecenil)furano 5 avocatins 12 majoranolido 18 2-(pentadecil)furano 6 2-(1E,8Z,11Z- heptadecatrienil)fura no 13 majorenolido 19 perilleno 7 2-(1E- heptadecenil)furano Tabla 3. Lista de aromáticos, alcaloides y lactonas aislados del género Persea. Aromáticos AR 1 anetol 6 estragol 10 piridina 2 (E)-anetol 7 fenil-acetaldehido 11 siringaldehido 3 bencil-alcohol 8 fenil-etil-alcohol 12 4-vinilguaiacol 4 coniferil alcohol 9 3-metoxi- cinnamaldehido 13 o-xileno 5 dimetil-benzeno Alcaloides AL 1 dl-coclaurina 4 isoboldina 7 subafilina 2 corituberina 5 l-(-)-N-norarmepavina 8 viridiflorena 3 4- coumaroilputrescina 6 paucina Lactonas LA 1 alqueno--lactona 3 isolinderanolida E 5 isoobtusilactona A 2 linderanolida E 4 obstusilactona A 6 (3S,2E)-2-octadecilideno-3- hidroxi-4-metilenobutanolida 21 Tabla 4. Lista de Alcoholes, cetonas y aldehídos aislados del género Persea. Alcoholes AH 1 (Z,Z)-1-acetoxi-2- hidroxi-4-oxo- heneicosa-12,15- dieno 8 10’,11’-didehidro- 5,8,11’,12’-tetrahidro- 10’-apo- β-caroteno- 3,5,8-triol. 15 pentan-1-ol 2 (Z,Z,E)-1-acetoxi-2- hidroxi-4-oxo- heneicosa-5,12,15- trieno 9 5,8,epoxi—5,8-dihidro- 10’-apo--caroteno- 3,10’-diol 16 1,2,4-trihidroxinonadecano 3 1-acetoxi-2,4- dihidroxi-n- heptadeca-16-eno 10 alcohol fenchilico 17 (E)-1,2,4-trihidroxinonadec- 6-ano 4 4-acetoxi-1,2- dihidroxi-n- heptadeca-16-eno 11 hexanol 18 1,2,4-trihidroxiheptadec-16- eno 5 1-acetoxi-2,4- dihidroxi-n- heptadeca-16-ino 12 hexenol 19 1,2,4-trihidroxiheptadec-16- ino 6 4-acetoxi-1,2- dihidroxi-n- heptadeca-16-ino 13 cis-3-hexen-1-ol 7 Z-7-decenol 14 2,4-nonadienol Cetonas CE 1 (2E,5E,12Z,15Z)-1- hidroxiheneicosa- 2,5,12,15-tetraen-4- ona 4 3-penten-2-ona 6 persenona B 2 (2E,12Z,15Z)-1- hidroxiheneicosa- 2,12,15-trien-4-ona 5 persenona A 7 undecan-2-ona 3 (Z)-jasmona Aldehídos AD 1 p-metil-benzaldehido 11 11-dodecenal 21 Nonanal 2 α-citraurin 12 furfural 22 non-2-(E)-enal 3 Decanal 13 heptanal 23 Octadecanal 4 deca-2(E),4(Z)- dienal 14 hept-2(E)-enal 24 Octanal 5 deca-2(E),4(E)- dienal 15 hexadecanal 25 (E)-2-octenal 6 Decenal 16 Hexanal 26 Pentadecanal 7 dec-2-enal 17 2-hexenal 27 Tetradecanal 8 dec-4-enal 18 heptadecanal 28 Tridecanal 9 Dodecanal 19 metional 29 10-undecenal 10 10-dodecenal 20 3- metoxicinnamaldehido 22 Tabla 5. Lista de ácidos y ésteres, triglicéridos, alcanos, alquenos y azúcares aislados del género Persea. Ácidos y ésteres AE 1 ácido 11- dodecenoico 11 acetato de farnesilo 20 (5E,12Z,15Z)-2-hidroxi-4- oxoheneicosa-5,12,15-trien- 1-il-acetato 2 ácido (1'S,6'R)-8'- hidroxiabscisico β- D-glucosido 12 (E,E)- acetato de farnesilo 21 isopersin 3 ácido palmítico 13 acetato de fenchilo 22 acetato de linalilo 4 ácido tetradecanoico 14 acetato de geranilo 23 miristato de metilo 5 acetato de ciclohexilo 15 hexadecanoato de metilo 24 palmitato de metilo 6 ácido (1'R,3'R,5'R,8'S)-epi- dihidrofaseico β-D- glucosido 16 cis-3-acetato de hexenilo 25 acetato de nerilo 7 acetato de bornilo 17 2-hidroxi-4- oxohenicosan-1-il acetato 26 persealido 8 acetato de citronellilo 18 (2R,12Z,15Z)-2-hidroxi- 4-oxoheneicosa-12,15- dien-1-il-acetato 27 persin 9 1-acetato de decilo 19 (5E,12Z)-2-hidroxi-4- oxoheneicosa-5,12,- dien-1-il-acetato 28 4- acetato de terpinenilo 10 Isciadinonato de dimetilo Trigliceridos TR 1 triolein Alcanos y Alquenos AC 1 heptano 8 tricosano 15 triacontano 2 octano 9 tetracosano 16 hentriacontano 3 oct-2(E)-ene 10 pentacosano 17 dotriacontano 4 n-nonano 11 hexacosano 18 tritriacontano 5 decano 12 heptacosano 19 tetratriacontano 6 hexadecano 13 octacosano 20 pentatriacontano 7 heptadecano 14 nonacosano Azúcares AZ 1 D-eritro-L-gluco- nonulosa 3 mannoheptulosa 4 perseitol 2 D-glicero-D-manno- octulosa, 8CI. 23 TERPENOS MONOTERPENOS CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH2 CH3 CH3 OH CH3 CH3CH3 CH3O C H 3 C H 3 C H 3 CH3 CH3 CH3 (1TM) (2TM) (3TM) (4TM) (5TM) (6TM) CH3 CH3 CH3 OH CH3CH3 CH3 O CH3 CH3 CH3 O CH3 CH3 CH3 O CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 O (7TM) (8TM) (9TM) (10TM) (11TM) (12TM) C H 3 CH 3 C H 3 CH2 CH3CH3 CH3 CH3 CH2 CH3 CH3 OHCH3 CH3 CH3 CH3 OH (13TM) (14TM) (15TM) (16TM) (17TM) C H 3 CH 3 C H 2 CH3 OH CH3 CH2 CH3 CH3 CH3 CH2 CH3 OHO CH2 CH2 CH3 CH3 CH3 CH2 CH3 CH3 (18TM) (19TM) (20TM) (21TM) (22TM) CH2 CH3 CH2 CH3 CH2 CH3 CH3 CH3 CH3 CH2 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH2 CH3 CH3 CH3 OH CH3 CH3 (23TM) (24TM) (25TM) (26TM) (27TM) (28TM) CH2 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 OH CH3 CH3OH CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 (29TM) (30TM) (31TM) (32TM) (33TM) (34TM) (35TM) (36TM) Fig. 1. Estructuras químicas de los monoterpenos (TM), sesquiterpenos (TS), diterpenos (TD), triterpenos (TT) encontrados en el género Persea. Los números que contiene cada clave en las estructuras son progresivos, y corresponden a los nombres que se encuentran en la tabla 1. 24 SESQUITERPENOS CH2 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH2 CH3 CH3 H H CH3 H H CH3 CH3 H H CH2 CH3 CH2 CH3 CH3 CH3 (1TS) (2TS) (3TS) (4TS) (5TS) CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH2 CH3 CH3 CH3 CH3 OH CH3 CH3 CH3 (6TS) (7TS) (8TS) (9TS) CH3 CH3 CH2 CH3 CH3 CH3 OH CH3 CH3 H CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 (10TS) (11TS) (12TS) (13TS) CH3 CH3 CH3 H H CH3 CH3CH3 CH3 CH3 CH3 CH2 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 R CH3CH3 CH2 CH3 (14TS) (15TS) (16TS) (17TS) R = OH = 10 alfa (19TS) (18TS) R = OH = 10 beta CH3 CH3 CH2 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH2 H H CH3 CH2 H H CH3 CH3 (20TS) (21TS) (22TS) (23TS) CH3 CH3 CH3 CH2 H H OH CH3 CH3 O CH3 CH3 OH CH2 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 H H CH3 CH3H H H CH2 CH3 (24TS) (25TS) (26TS) (27TS) (28TS) Continuación de la figura 1. 25 H H CH3 CH3 CH3CH3 H H CH2 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 OH H CH3 CH3 CH3 H OH CH3 (29TS) (30TS) (31TS) (32TS) CH3 CH3 CH3 CH3 CH2 CH2 CH3 CH3 CH3 CH2 CH2 CH2 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3CH3 OH CH3 CH2 CH2 CH3 H H CH3CH3 CH3 OH CH2 (33TS) (34TS) (35TS) (36TS) (37TS) CH3 H CH3 CH3 H CH3 O H CH3 CH3 R2 R1 CH3 CH3 OH CH3 CH2 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH2 CH2 CH3 (38TS) (39TS) R1 = R2 = H (40TS) (41TS) (55TS) R1 = H, R2 = OH CH3 CH3 CH3 CH3 OH CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH2 CH3 CH3 CH 3 C H 3 CH 3 O H CH 3 H H (42TS) (43TS) (44TS) (45TS) CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3OH CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH2 CH3 (46TS) (47TS) (48TS) (49TS) (50TS) CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3OH CH3 CH3 CH3 CH3OH CH3 CH3 CH3 (51TS) (52TS) (53TS) (54TS) Continuación de la Figura 1. 26 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH2 CH3 H CH3 H CH3 CH3 CH3 H CH3 H CH2 CH3 CH3 CH3 OH CH3 CH3 CH3 (56TS) (57TS) (58TS) (59TS) (60TS) H CH3 H CH3 CH3 CH3 OH CH3 CH3 CH3 CH3 OH CH2 CH3 CH3 CH3 CH2 CH3 OH CH3 CH3 OH CH3 CH3 (61TS) (62TS) (63TS) (64TS) CH3 CH3 CH3 CH3 CH2 CH3 CH3 OH CH2 OH CH3 CH3 CH2 CH3 OH CH3 (65TS) (66TS) (67TS) (68TS) CH2 CH3 CH3 CH3 CH2 CH3 CH3 CH2 CH2 CH3 CH3 CH3 CH3CH3 CH2 CH3 (69TS) (70TS) (71TS) (72TS) CH3 CH3 CH2 CH3 H CH3 CH2 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 (73TS) (74TS) (75TS) Continuación de la fig. 1. 27 DITERPENOS CH3 CH3 CH3 OH OH R CH3 OH CH3 O O CH3 OH OH CH3 CH3 CH3 O OH R OH CH3 OH CH3 CH3 CH3 OH OH O CH3 OH CH3 O OH OH (1TD) R = O (3TD) R = -OH (7TD) (2TD) R = OH, H (4TD) R = O (5TD) R = -OH (6TD) R = -OAc CH3 CH3 CH3 CH3 OH CH3 CH3 CH3 CH3 OH OH CH3 OH CH3 O OOH OH AcO O CH3 OH H OH CH3 CH3 CH3 OH H CH3 (8TD) (9TD) (10TD) O CH3 OH OH OH CH3 CH3 CH3 OH OH CH3 OH CH3 OH OH CH3 CH3 CH3 O OH OH OH CH3 OH RO O CH3 OH H OH CH3 CH3 CH3 OH OH CH3 OH (11TD) (12TD) R = H (14TD) (13TD) R = Ac TRITERPENOS OH CH3 OCH3 CH3 O H CH3 H CH3 CH3 OH O O H H H OH OH H OH H OH CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 RO CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 RO CH3 CH3 (1TT) (2TT) R = H (4TT) R = H (3TT) R = Glucosa (5TT) R = Glucosa Continuación de la Fig. 1. 28 LEUCOANTOCIANIDINAS O OH OH (1LE) FLAVONAS O O OH OH OHO O CH3OH OH OH O OH O OH OH OH O OH OH OH OH OH (1FL) (2FL) (3FL) O O OH OH OH OH OH OH OH COOH O OOH OH OH O O OH O O R (4FL) (5FL) (6FL) R = H (7FL) R = OGlu O O O OOH OH OH OR OR' O OH OH O OH OH O OH OH O OH (8FL) (9FL) R = D-glucosa; R’ = CH3 (10FL) (11FL) (16FL) R = L-rhamnosa; R’ = H O OH OH O OH OH OH O O OH OH O O OH OH OH OH OH O O OH OH O O OH OH OH OH OH OH (12FL) (13FL) (14FL) Fig. 2. Estructuras químicas de las leucoantocianidinas (LE), flavonas (FL), ligninas (LI), fenoles (FE), furanos (FU), encontrados en el género Persea. Los números que contiene cada clave en las estructuras son progresivos, y corresponden a los nombres que se encuentran en la tabla 2. 29 O O OH OH OHO O OH OH OH OH OH O O OH OH OH OH O O OH OH OH CH3 O O O O CH3 O OH OH OH OH O OH OH O OH OH OH (15FL) (17FL) (18FL) (19FL) LIGNINAS CH3 CH3 R1 R2 R2 R1 O CH3 OMe R2 R1 CH3 (1LI) R1, R4 = OCH3; R2, R3 = OH (3LI) R1, R2 = OCH3 (2LI) R1, R3, R4 = OMe; R2 = OH (14LI) R1 = OH; R2 = OMe (18LI) R1,R2, = OCH2O; R3,R4 = OCH2O (15LI) R1, R2 = OCH2O O O O O OMe OH OH OMe MeO OH MeO OH O O HH OMe OMeMeO R O O OCH3 OCH3 OH OCH3 OH H3CO H H (4LI) (5LI) R = OCH3 (6LI) (9LI) R = OH CH3 CH3 OH2CO OH2CO OH OMe O O HH OMe OMeMeO R O R1 R2 R1 R2 CH3 CH3 (7LI) (8LI) (10LI) R1, R2 = OCH2O (11LI) R1, R2 = OCH3 Continuación de la Fig. 2. 30 O OHC OMe OMe OH CH3 CH3 CH3OH OCH3 OH O CH3 OH OH OH OH OMe OMe MeO MeO OH OXyl OMe OMe OH MeO OH MeO (12LI) (13LI) (16LI) (17LI) O CH3 OH2CO OCH2O CH3 OH O R4 R1 OMe R2 R3 CH3 (19LI) (20LI) R1 = Me; R2 = OMe; R3,R4 = OH (erythro) (21LI) R1 = Me; R2 = OMe; R3,R4 = OH (threo) (22LI) R1 = CH2OH; R2,R3 = OCH2O; R4 = OAc (erythro) O CH3CH3 OH OMeO O O R2 R1 R3 R4 CH3 CH3 O MeO OH MeO OH OMe CH3 CH3 (23LI) (24LI) R1,R2, = OCH2O; R3,R4 = OCH3 (25LI) (28LI) R1,R3 = OCH3; R2,R4 = OH O MeO OH OH OMe CH3 CH3 OH OXyl OMe OMe OH MeO OH MeO OH O OMe OH MeO OH MeO O OH OH OH (26LI) (27LI) (29LI) O OMe CH3 OMe OH OH CH3 O OMe CH3 OMe OH OH CH3 O O H OMe C H 3 OMe OMe O H (30LI) (31LI) (32LI) Continuación de la Fig. 2. 31 O H OMe OH O O H OMe C H 3 O R1 O R5 R6 O R2 O R3 R4 O OMe CH3 O H OH OH OMe (33LI) R = forma (7R, 8S) (35LI) R1 = -CHO; R2 = Me; R3+R4 = -CH2-; (36LI) (34LI) R = forma (7R, 8R) R5 = H; R6 = OH (37LI) R1 = CHO; R2 = R3 = R5 = R6 = H; R4 = Me 7’R,8’R O OCH3 CH3OHC O O O O O O O O H H O O HH OMe OH OMe OMe OH MeO (38LI) (39LI) (40LI) OH OXyl OMe OMe OH MeO OH MeO (41LI) FENOLES OH OH CH = CHCOOH OHOH OH O OHOH O OH O O OH OHOH OH O OHOH O O OH OHOH OH O OH OH (1FE) (2FE) (3FE) (4FE) (5FE) OH O OH O OH OH OH OH OMe CH = CHCOOH O H O O H OOH OH O (6FE) (7FE) (8FE) (9FE) (10FE) Continuación de la Fig. 2. 32 OR CH2CH = CH2 OR OMe CH2CH = CH2 O O OH O CH3 (11FE) R = H (13FE) R = H (15FE) (12FE) R = Me (14FE) R = Me FURANOS O (CH2)11CH = CH2 CH=CH(CH2)9R O AVOCATINS (1FU) (2FU) R = -(CH2)3CH3 (5FU) (11FU) (3FU) R = -CH=CH2 (4FU) R = -C≡CH O R (6FU) R = CH=CH(CH2)5CH=CHCH2CH=CH(CH2)4CH3 (7FU) R = Me (CH2)14CH3 (8FU) R = (CH2)16CH3 (9FU) R = (CH2)7CH=CHCH2CH=CH(CH2)4CH3 (10FU) R = (CH2)6CH3 (16FU) R = Me (CH2)12CH3 (17FU) R = Me (CH2)12CH3 (18FU) R = (CH2)14CH3 (CH2)12CH3 O OOH O OOH R O (CH2)4CH3 O CH3 CH3 (12FU) (13FU) R = -CH=CH2 (15FU) (19FU) (14FU) R = -C≡CH Continuación de la Fig. 2. O CH2CH = CH (CH2)8CH = CH2 33 AROMATICOS O CH3 CH = CHCH3 CH3 O CH3 OH OH O CH3 OH CH3 CH3 CH3 O CH3 O (1AR) (2AR) (3AR) (4AR) (5AR) (6AR) (7AR) OH O O CH3 N O OH O O CH3 CH3 OH O CH3 CH2 CH3 CH3 (8AR) (9AR) (10AR) (11AR) (12AR) (13AR) ALCALOIDES N R2 R1 R3 R4 R5 N CH3 OMe MeO OH OH H NH NH2 O OH (1AL) R1 = R5 = OH, R2 = OCH3 (2AL) (3AL) R3 = R4 = H (5AL) R1 =R2 = OCH3 R3 = R4 = H, R5 = OH NMe MeO OH MeO OH H NH O NH2 OH OH NH O NH2 OH OMe N H O O OH CH3 CH3 OH CH3 (4AL) (6AL) (7AL) (8AL) Fig. 3. Estructuras químicas de aromáticos (AR), alcaloides (AL), y lactonas (LA) encontrados en el género Persea. Los números que contiene cada clave en las estructuras son progresivos, y corresponden a los nombres que se encuentran en la tabla 3. 34 LACTONAS CH2 O O OH O OCH2 OH H H (CH2)13Me O OCH2 OH H (CH2)15Me H (1LA) (2LA) (3LA) OH O OCH2 CH3 OCH2 O OH H (CH2)16CH3 (4LA) Forma (S,Z) (6LA) (5LA) Forma (S,E) Continuación de la Fig. 3. ALCOHOLES (CH2)6CH=CHCH2CH=CH(CH2)4CH3 AcO OH O O O CH3 OH OH CH3 (1AH) (2AH) R1O OH OR2 H H CH2 R1O OH OR2 H H CH (3AH) R1 = Ac; R2 = H (5AH) R1 = Ac; R2 = H (4AH) R1 = H; R2 = Ac (6AH) R1 = H; R2 = Ac CH3 OH OH CH3 CH2 CH3 CH3 OH CH3 CH3 OH CH3 O CH3 CH3CH3 OH CH3 CH3 CH3 OH (7AH) (8AH) (9AH) Fig. 4. Estructuras químicas de los Alcoholes (AH), cetonas (CE), aldehídos (AD) encontrados en el género Persea. Los números que contiene cada clave en las estructuras son progresivos, y corresponden a los nombres que se encuentran en la tabla 4. 35 CH3 CH3 CH3OH CH3 OH CH3 OH CH3 OH (10AH) (11AH) (12AH) (13AH) CH3 CH3 OH OH OH CH3 (CH2)14Me OH OH OH OH OH OH (CH2)12Me (14AH) (15AH) (16AH) (17AH) (CH2)11CH=CH2 OH OH OH (CH2)11 OH OH OH CH (18AH) (19AH) CETONAS (CH2)5CH=CHCH2CH=CH(CH2)4Me OH O (CH2)7CH=CHCH2CH=CH(CH2)4Me OH O (1CE) (2CE) O CH3 CH3 CH3 O CH3 (CH2)5CH=CHCH2CH=CH(CH2)4Me O OCH3 OH O (3CE) (4CE) (5CE) (CH2)12Me O OCH3 OH O CH3 (CH2)8Me O (6CE) (7CE) ALDEHIDOS O CH3 CH3 CH3 CH3 CHO OH CH3 CH3 CH3 CH3 CH3 O (1AD) (2AD) (4AD) (CH2)7CH=CH2 O (5AD) (6AD) (7AD) Continuación de la Fig. 4. O CH3CH3 O 36 O CH3 CH2O (8AD) (10AD) (11AD) CH3 O CH3 O CH3 S O (12AD) (14AD) (17AD) (19AD) CH3 O CH3 O CH2 O (22AD) (25AD) (29AD O O CH3 R H O (20AD) (3AD) R = (CH2)8-CH3 (18AD) R = (CH2)15-CH3 (23AD) R = (CH2)16-CH3 (9AD) R = (CH2)10-CH3 (13AD) R = (CH2)5-CH3 (26AD) R = (CH2)13-CH3 (15AD) R = (CH2)14-CH3(21AD) R = (CH2)7-CH3 (27AD) R = (CH2)12-CH3 (16AD) R = (CH2)4-CH3 (24AD) R = (CH2)6-CH3 (28AD) R = (CH2)11-CH3 Continuación de la Fig. 4. ÁCIDOS Y ESTERES CH3 COOH CH3GlcO O OH CH3 O OH (CH2)14CH3 O OH (CH2)12CH3 OCH3 O (1AE) (2AE) (3AE) (4AE) (5AE) CH3 COOH CH3 H OGlc CH3 OH O CH3O CH3 CH3 CH3 O O CH3 CH3 CH3 O CH3 CH3(CH2)9COOMe (6AE) (7AE) (8AE) (9AE) CH2 CH3 COOMe MeOOC O O CH3 CH3 CH3 CH3 O O CH3 CH3 CH3 CH3 OCH3 CH3 O (10AE) (11AE) (12AE) Fig. 5. Estructuras químicas de los ácidos y ésteres (AE), triglicéridos (TR), alcanos (AC) y azúcares (AZ) encontrados en el género Persea. Los números que contiene cada clave en las estructuras son progresivos, y corresponden a los nombres que se encuentran en la tabla 5. O O O CH3 (CH2)9COOHCH2 37 O O CH3 CH3 CH3 CH3 O CH3 CH3 CH3 O CH3 CH3 (CH2)13 O O CH3 CH3 O O CH3 H H (13AE) (14AE) (15AE) (16AE) AcO OH H O (CH2)16Me OCOCH3 OH CH3 (CH2)4CH=CHCH2CH=CH(CH2)7OC (17AE) (18AE) O OCOCH3 OH (CH2)7CH=CH(CH2)5 CH3 O OCOCH3 OHCH3 (CH2)4CH=CH - CH2 - CH=CH - (CH2)5 (19AE) (20AE) CH3 OH O O O (CH2)4-CH=CH-CH2-CH=CH-(CH2)7-CH3 CH3 CH3 CH3 CH2 O OCH3 CH3 (CH2)12 O O CH3 O O CH3 CH3 (CH2)14 (21AE) (22AE) (23AE) (24AE) CH3 O CH3 CH3 CH3 O (CH2)12CH3 O O O CH3 O CH3 H H CH3 O OH O O (CH2)4-CH=CH-CH2-CH=CH-(CH2)7-CH3 (25AE) (26AE) (27AE) (28AE) TRIGLICERIDOS CH2OR CH2OR CH2OR R = C(O)(CH2)7CH=CH(CH2)7CH3 (1TR) Continuación de la Fig. 5. CH3 CH3 CH3 OO CH3 38 ALCANOS CH3 CH3 (2AC) R CH3 (1AC) R = (CH2)6CH3 (8AC) R = (CH2)22CH3 (14AC) R = (CH2)28CH3 (3AC) R = (CH2)7CH3 (9AC) R = (CH2)23CH3 (15AC) R = (CH2)29CH3 (4AC) R = (CH2)8CH3 (10AC) R = (CH2)24CH3 (16AC) R = (CH2)30CH3 (5AC) R = (CH2)14CH3 (11AC) R = (CH2)25CH3 (17AC) R = (CH2)31CH3 (6AC) R = (CH2)5CH3 (12AC) R = (CH2)26CH3 (18AC) R = (CH2)32CH3 (7AC) R = (CH2)21CH3 (13AC) R = (CH2)27CH3 (19AC) R = (CH2)33CH3 AZÚCARES O OH OH OH OH OH OH OH OH O OH OH OH OH OH OH OH O O H O H H H OH O H H H O H O H Forma D O H O HO H O HO HO H O H (1AZ) (2AZ) (3AZ) (4AZ) Continuación de la Fig. 5. Tabla 6. Especies y parte de la planta de donde fueron aislados los metabolitos secundarios del género Persea. Especie y estructura vegetal Estructura Referencia Persea americana Hojas AC (2, 4, 5, 6, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17, 18, 19, 20). AD (16, 17, 20). AE (9, 10, 17, 27). AH (1, 11, 12, 13, 15, 18). AR (1, 5, 6). AZ (3, 4). CE (7). FE (1, 2, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14). FL (1, 10, 12, 14, 15, 17). FU (8). TM (2, 4, 6, 8, 10, 11, 12, 13, 14, 17, 18, 19, 21, 22, 23, 24, 26, 27, 29, 30, 31, 32, 33, 34, 35). TS (4, 5, 10, 14, 15, 16, 19, 21, 22, 24, 27, 29, 30, 31, 34, 35, 37, 40, 44, 48, 49, 52, 58, 59, 63, 64, 65, 67, 69, 74). Bergh et al. (1973); Chang et al. (1975); Scora et al. (1975); Murakoshi et al. (1976); Montes et al. (1981); Brune y van Lelyveld (1982); Schuch et al. (1992); Scora y Bergh (1992); Sagrero-Nieves y Bartley (1995b); De Almeida et al. (1998); Guevarra et al. (1998); Scora y Scora (1998); Carman y Handley (1999); Carman et al. (2000); Liu et al. (2002); Ogunbinu et al. (2007). Pericarpio AH (1, 15, 16, 18). AZ (3, 4). FE (4, 5). FL (3, 4, 7). LE (1). Prabha y Patwardhan (1980), Prusky et al. (1982b). Oberlies et al. (1998), Liu et al. (2002). Mesocarpio AC (1, 2, 3, 6, 7). AD (1, 2, 3, 4, 5, 7, 8, 10, 12, 14, 16, 19, 21, 22, 24, 25, 27, 29). AE (3, 4, 5, 11, 12, 15, 18, 19, 20, 21, 27). AH (1, 2, 3, 5, 7, 9, 11, 13, 15, 16, 18). AR (1, 7, 10, 12, 13). AZ (3, 4). CE (1, 2, 3, 4, 5, 6). FE (2, 3, 6). FL (3, 4, 6, 7, 8). FU (6, 8, 9, 10, 15, 16, 17, 18, 19). LE (1). TD (8). TM (2, 7, 8, 18, 21, 24, 25, 26, 27, 31). TS (3, 5, 6, 8, 9, 11, 14, 15, 17, 22, 23, 24, 26, 27, 29, 30, 34, 40, 44, 47, 52, 62, 63, 68, 73). TR (1). Gross et al. (1973, 1974), Prabha y Patwardhan (1980), Oberlies et al. (1998), Rodríguez-Saona et al. (1998a, 1998b), Sinyinda y Gramshaw (1998), Domergue et al. (2000), Kim et al. (2000), Kawagishi et al. (2001), Liu et al. (2002), Pino et al. (2000, 2004). 39 Continuación de la tabla 6. Semilla y cubierta de la semilla AE (2, 6). AH (3, 4, 5, 6, 16, 17, 18, 19). AZ (3, 4). FE (5). FL (3, 4, 7). LE (1). Prabha y Patwardhan (1980), Liu et al. (2002), Matsusaka et al. (2003), Ramos et al. (2004); Abe et al. (2005). Raíz AZ (3, 4). Liu et al. (2002) Flores AZ (3, 4). Liu et al. (2002) Corteza AE (26). AZ (3, 4). Ye et al. (1996), Liu et al. (2002). Persea bombycina Hojas AD (3, 9, 11) Choudhury y Leclercq (1995). Flores AD (11). AE (1). TS (24, 63). Choudhury et al. (1997). Mesocarpio TM (20). Choudhury et al. (1997). Persea borbonia Hojas AC (5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17). TM (4, 10). Scora et al. (1975), Tucker et al. (1997). Tallo LA (4, 5). Zaki et al. (1980). Raíz LA (4, 5). Zaki et al. (1980). Persea caerulea Hojas AC (7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17). TM (29). TS (22). Scora et al. (1975), Scora y Scora (2001). Persea cinerascens Hojas TM (13, 30). Scora y Scora (2001). Persea donnell- smithii Hojas AC (5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17). TM (26, 27). TS (44). Scora et al. (1975), Scora y Scora (2001). Persea gratísima Flores FL (5, 9, 16). Kruthiventi y Krishnaswamy (2000). Semilla y cubierta de la semilla FU (11). Alves et al. (1970). Mesocarpio AZ (1, 2, 3). La Forge (1916), Charlson y Richtmyer (1960). Persea humilis Hojas TM (4, 10). Tucker et al. (1997). Persea indica Hojas AC (3, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17). AR (5). FU (2, 3). TM (14, 21, 22, 23, 26). TS (14, 15, 16, 17, 19, 21, 22, 27, 29, 35, 44, 49, 50, 58, 59, 66, 74). Scora et al. (1975), Schuch et al. (1992), Weyerstahl et al. (1993), Fraga y Terrero (1996). Ramas LA (1). TD (1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 9, 10, 11, 12, 13, 14). González-Coloma et al (1990, 1996), Fraga y Terrero (1996), Fraga et al. (1997), Fraga et al. (2001). Mesocarpio FU (2, 3, 4). Fraga y Terrero (1996) Persea japonica Xilema AL (2, 4). LI (6). TS (25, 39, 55, 71). TT (2, 3, 4, 5). Wang et al. (1996). Persea kurzii Ramas LI (5, 8, 9, 39). Prasitpan et al. (1996). Persea kusanoi Ramas AL (1, 5). Chen et al. (1996). Persea lingue Hojas TM (29). TS (16, 22, 44). Scora y Scora (2001). Corteza LI (16). Sepulveda-Boza et al. (1990). Persea longpipes Hojas TS (22, 52). Scora y Scora (2001). 40 Continuación de la tabla 6. Persea major Corteza FU (12, 13, 14). Ma et al. (1989, 1990). Persea mexicana Ramas TT (1). Ohsaki et al. (1990). Persea nubigena Hojas AC (5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 15, 16, 17). AR (6). TM (8, 27). TS (15, 22, 52). Bergh et al. (1973), Scora et al. (1975). Persea obovatifolia Hojas LI (30, 31, 32, 33, 34, 35, 36). Tsai et al. (1996, 1998). Tallo AR (11). LA (2, 3). LI (3, 14, 15, 37, 38). TT (2, 3). Tsai et al. (2001, 2002). Persea pachypoda Hojas TM (4, 30). Scora y Scora (2001). Persea palustris Hojas TM (4, 8, 10). Tucker et al. (1997), Scora y Scora (2001). Persea schiediana Hojas AC (5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17). AR (1, 6). TM (8, 26, 27). TS (2, 3, 6, 12, 13, 14, 15, 16, 17, 18, 20, 22, 27, 28, 29, 32, 34, 35, 40, 43, 44, 46, 52, 56, 57, 58, 60, 70, 75). Bergh et al. (1973), Scora et al. (1975), Scora y Scora ( 2000), Palazzo et al. (2009a). Persea skutchii Hojas AC (7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17). TM (4, 10, 26, 31). TS (44). Scora et al. (1975), Scora y Scora (2001). Persea thunbergii Corteza AR (4). FL (2, 3, 4, 10, 11, 12, 18, 19). LA (6). LI (1, 2, 3, 4, 7, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 17, 18, 19, 20, 21, 23, 24, 25, 26, 27, 28, 29, 39, 40, 41). Shimomura et al. (1987, 1988), Karikome et al. (1991), Yu et al. (2000), Li et al. (2003, 2004). Hojas LI (14, 15). Karikome et al. (1991). Mesocarpio AD (9, 15, 16, 17, 18, 21, 23, 26, 27, 28). AE (7, 8, 13, 14, 21, 22, 23, 24). AH (10, 11, 13). AR (3, 8). TM (1, 2, 3, 8, 10, 13, 14, 15, 16, 17, 18, 19, 20, 21, 23, 25, 26, 27, 30, 32, 33, 34, 36). TS (1, 4, 8, 14, 15, 16, 17, 22, 24, 27, 33, 34, 35, 36, 38, 41, 42, 44, 48, 51, 52, 53, 54, 58, 63, 69, 70, 72, 75). Nii et al. (1983). Persea tolimanensis Hojas AD (21) AE (25, 28). AH (14). AL (8). FU (1, 2, 3, 4, 15). TM (2, 5, 7, 9, 13, 18, 19, 21, 23, 26, 27, 28, 29, 31, 32, 33, 34, 35). TS (15, 16, 17, 18, 22, 27, 29, 30, 31, 35, 40, 43, 44, 45, 49, 52, 58, 59, 61, 74). Scora y Ahmed (1993). 1.2.2. Actividad biológica de los compuestos encontrados en Persea spp. En la tabla 7 se ordenaron los metabolitos secundarios de acuerdo al tipo de compuesto y la actividad reportada hasta el momento. 41 Tabla 7. Actividad biológica de los compuestos químicos encontrados en el género Persea. Monoterpenos Compuesto Actividad camfeno Antibacterial y antifúngica (Kalodera et al., 1997; Arambewela et al., 1999). Antibacterial (Poor et al., 2004). Antifúngico (Greene-McDowelle et al., 1999; Singh et al., 2005b). Insecticida (Lewis, 1972; Zou y Cates, 1997). Larvicida y Repelente (Mwangi et al., 1992). Bacteriostático y estimula el crecimiento del hongo (Gao et al., 2005). Antioxidante (Singh et al., 2005b; Blanco-Salas et al., 2010). alcanfor Bactericida y fungicida (Mamta et al., 1994; Arambewela et al., 1999; Greche et al., 2000; Juteau et al., 2002; Unlu et al., 2002; Ramezani et al., 2004; Santoyo et al., 2005; Tepe et al., 2005; Zhu et al., 2005; Radusiene et al., 2007; Vagionas et al., 2007a; Lopes-Lutz et al., 2008; Hanamanthagouda et al., 2010). Antibacterial (Gangrade et al., 1989; Faleiro et al., 1999; Poor et al., 2004; Cha et al., 2005b; Shafaghat et al., 2009). Antifúngico (Kordali et al., 2005a; Guan et al., 2006; Dambolena et al., 2010). Repelente (Hwang et al., 1985; Mwangi et al., 1992). Larvicida (Mwangi et al., 1992). Insecticida (Pavlidou et al., 2004; Lopez et al., 2008). Mutagénico (Pavlidou et al., 2004). Antioxidante (El-Massry et al., 2002; Juteau et al., 2002; Kamatou et al., 2005; Lopes-Lutz et al., 2008). Citotóxico y antiinflamatorio (Kamatou et al., 2005). -3-careno Antibacterial y antifúngico (Chanegriha et al., 1994; Bakshu y Raju, 2002; Angioni et al., 2003). Disuasivo de oviposición (Ntiamoah et al., 1996). Larvicida (Mwangi et al., 1992). Insecticida (Oshkaev, 1977; Araujo et al., 2003). Alelopático (Dudai et al., 2004). Repelente (Russell y Berryman, 1976; Mwangi et al., 1992). Atrayente (Rembold et al., 1989, 1990; Huber et al., 2000; Nehme et al., 2009). Antioxidante (Gourine et al., 2010). p-cimeno Bactericida y fungicida (Deans y Svoboda, 1988; Fournier et al., 1994; Mamta et al., 1994; Charai et al., 1996; Bishop y Thornton, 1997; Kalodera et al., 1997; Vila et al., 1999; Vardar-Unlu et al., 2003; Biavati et al., 2004; Bougatsos et al., 2004; Lourens et al., 2004; Mirjana et al., 2004; Skoibusic y Bezic, 2004; Bezic et al., 2005; Jirovets et al., 2005b; Salehi et al., 2006). Antibacterial (Iraj y Mirmostafa, 2003; Silva et al., 2003; Tzakou y Skaltsa, 2003; Rehder et al., 2004; Khokra et al., 2008). Antifúngico (Pina-Vaz et al., 2004; Singh et al., 2004b; Hofstetter et al., 2005; Fontenelle et al., 2007). Disuasivo de oviposición (Ntiamoah et al., 1996). Antialimentario (Maganga et al., 1996). Feromona de alarma para termitas (Perez et al., 1999). Repelente (Mwangi et al., 1992; Tunc y Erler, 2003; Park et al., 2005; Asawalam et al., 2008). Larvicida (Mwangi et al., 1992; Park et al., 2005). Atrayente (Pow et al., 1999). Insecticida (Singh et al., 2002; Goren et al., 2004; Singh et al., 2004b; Erler y Tunc, 2005; Jirovets et al., 2005a; Thubthimthed et al., 2005; Asawalam et al., 2008; Owolabi et al., 2009). Alelopático (Dudai et al., 2004). Disuasivo al masticar (Thorsell et al., 1989). Antiinflamatorio (Lourens et al., 2004). Antioxidante (El-Ghorab et al., 2003; Vardar-Unlu et al., 2003; Blanco-Salas et al., 2010). 1,4-cineol Fungistático (Vaughn y Spencer, 1991). Alelopático (Fischer, 1991; Romagni et al., 2000). 1,8-cineol Bactericida y fungicida (Vila et al., 1999; Kazarinova et al., 2002; Unlu et al., 2002; Pengelli, 2003; Bruni et al., 2004; Farag et al., 2004; Ramezani et al., 2004; Medina et al., 2005; Santoyo et al., 2005; Zhu et al., 2005; Wang et al., 2006; Al-Howiriny, 2007; Vagionas et al., 2007a; Wang et al., 2007; Lopes-Lutz et al., 2008; Halijah Ibrahim et al., 2009; Moreno et al., 2009). Antibacterial (Faleiro et al., 1999; Silva et al., 2003; Lourens et al., 2004; Cha et al., 2005a, 2005b; Hernandez et al., 2005; Senatore et al., 2005; Sourmaghi et al., 2006; Mayachiew y Devahastin, 2008). Antifúngico (Vaughn y Spencer, 1991; Caccioni y Guizzardi, 1994; Hammer et al., 2003; Kordali et al., 2005a; Pina-Vaz et al., 2004; Singh et al., 2004b; Marongiu et al., 2010). Antialimentario (Lawler et al., 1999). Repelente (Hori y Komatsu, 1997; Tunc y Erler, 2003). Alelopático (Romagni et al., 2000; Eom et al., 2006). Atrayente (Robacker et al., 1992). Disuasivo al masticar (Thorsell et al., 1989). Insecticida (Mwangi et al., 1992; Singh et al., 2002; Araujo et al., 2003; Pavlidou et al., 2004; Singh et al., 2004b; Erler y Tunc, 2005; Jirovets et al., 2005a). Citotóxico en lineas celulares (Hayes et al., 1997; Swiader y Krzyzanowska, 1997; Arambewela et al., 1999). Antioxidante (Lopes-Lutz et al. 2008). Antiinflamatorio (Lourens et al. 2004). citral Bactericida y fungicida (Mamta et al., 1994; Pengelli, 2003). Antibacterial (Gangrade et al., 1989). Antifúngico (Rodov et al., 1995; Rong y Ting, 2000). Insecticida (Ellis y Baxendale, 1997). citronelal Bactericida, fungicida y antioxidante (El-Massry et al., 2009). -felandreno Bactericida y fungicida (Deans y Svoboda, 1988; Chalchat et al., 1997; Al-Burtamani et al., 2005; Fereshteh et al., 2005; Kifle et al., 2007). Antibacterial (Chalabian et al., 2006; Kurade et al., 2010). Insecticida (Owolabi et al., 2009). Tóxico en escarabajos (Lewis, 1972). Feromona de alarma para termitas (Perez et al., 1999). Atrayente (Asaro et al., 2004). Citotóxico (Sylvestre et al., 2007). Antioxidante (Kifle et al., 2007). -felandreno Bactericida y fungicida (Vila et al., 1999; Angioni et al., 2003; Al-Burtamani et al., 2005; Medina et al., 2005; Singh et al., 2005a; Sonibare et al., 2009). Antibacterial (Chen et al., 2002; Boehme et al., 2008). Antifúngico (Iraj y Abyaneh, 2004; Singh et al., 2005b; Tampieri et al., 2005). Atrayente (Huber et al., 2000; Asaro et al., 2004). Atrayente en la selección del hospedero (Zhang et al., 2003). Citotóxico (Boehme et al., 2008). Antioxidante (Singh et al., 2005a, 2005b). Antimalarial (Tchoumbougnang et al., 2005). 42 Continuación de la tabla 7. geraniol Bactericida y fungicida (Mamta et al., 1994). Antibacterial (Chinou et al., 1996; Poor et al., 2004). Antifúngico (Rong and Ting, 2000; Singh et al., 2000). Atrayente (Werner, 1972a). Anticancerígeno (Yu et al., 1995; He et al., 1997). isoborneol Bactericida y fungicida (Radusiene et al., 2007). Insecticida (Hwang et al., 1985). Antiparasitario (Jo, 2009). limoneno Bactericida y fungicida (Deans y Svoboda, 1988; Neirotti et al., 1996; Greene-McDowelle et al., 1999; Vila et al., 1999; Cobos et al., 2001; Angioni et al., 2003; Jirovets et al., 2003; Mirjana et al., 2004; Singh et al., 2004a; Skoibusic y Bezic, 2004; Al-Burtamani et al., 2005; Bezic et al., 2005; Kordali et al., 2005b; Tepe et al., 2006; Dehghan et al., 2007; Sobhy y El-Feky, 2007; Cetin et al., 2010). Antibacterial (Chanegriha et al., 1994; Barnhart et al., 1999; Quintero et al., 2003; Poor et al., 2004; Chalabian et al., 2006; Boehme et al., 2008; Rojas et al., 2008; Simionatto et al., 2008; Cuca et al., 2009). Antifúngico (Mamta et al., 1994; Rosengaus et al., 2000; Duru et al., 2003; Singh et al., 2003). Atrayente (Werner, 1972b; Weissbecker et al., 1999; Zhang et al., 2003; Anfora et al., 2009). Disuasivo al masticar (Thorsell et al., 1989). Insecticida (Ellis y Baxendale, 1997; Singh et al., 2003; Tripathi et al., 2003; Jirovets et al., 2005a; Lopez et al., 2008). Repelente (Gruber et al., 2009). Citotóxico (Yu et al., 1995; He et al., 1997; Higashimoto et al., 1998; Kaji et al., 2001; Elegbede and Gould, 2002; Kawai, 2003; Feo et al., 2005; Boehme et al., 2008; Sulsen et al., 2008). Antioxidante (Kordali et al., 2005b; Tepe et al., 2006; Souza et al., 2007). Antiinflamatorio (Ozbek, 2005). Antiparasitario (Saleh et al., 1985). Aumenta la respuesta inmune (Hamada et al., 2002). Anticonvulsivo (Sayyah et al., 2004). Antimalarial (Tchoumbougnang et al., 2005). linalol Bactericida y fungicida (Deans y Svoboda, 1988; Mamta et al., 1994; Carson y Riley, 1995; Charai et al., 1996; Chalchat et al., 1997; Kalodera et al., 1997; Costantin et al., 2001; Mirjana et al., 2004; Al-Howiriny, 2007; Radusiene et al., 2007; Vagionas et al., 2007b; Bail et al., 2008; Moreno et al., 2009). Antibacterial (Gangrade et al., 1989; Gonzaga et al., 2003; Quintero et al., 2003; Tzakou y Skaltsa, 2003; Poor et al., 2004; Rehder et al., 2004). Antifúngico (Singh et al., 2000; Hammer et al., 2003; Dambolena et al., 2010). Insecticida (Hwang et al., 1985; Laurent et al., 1997; Lopez et al., 2008). Larvicida (Senthilkumar et al., 2008). Atrayente (Turlings et al., 1991; Pare y Tumlinson, 1997; Du et al., 1998; Rose et al., 1998; Jonsson y Yerson, 1999; Raguso y Pichersky, 1999; Weissbecker et al., 1999; Anfora et al., 2009). Antialimentario (Maganga et al., 1996; Koschier et al., 2002). Nematicida (Gokte et al., 1991). Antiinflamatorio (Moretti et al., 1997). Repelente (Park et al., 2005; Gruber et al., 2009). Alelopático (Dudai et al., 2004). Atrayente de la localización del hospedero (Buttery y Kamm, 1980). -mirceno Bactericida y fungicida (Chalchat et al., 1997; Magiatis et al., 1999; Pitarokili et al., 1999; Kazarinova et al., 2002; Angioni et al., 2003; Al-Burtamani et al., 2005). Antibacterial (Faleiro et al., 1999; Gonzaga et al., 2003; Iraj y Mirmostafa, 2003; Quintero et al., 2003;). Antifúngico (Singh et al., 2000). Bacteriostático y estimula el crecimiento del hongo (Gao et al., 2005). Insecticida y repelente (Russell y Berryman, 1976; Mwangi et al., 1992; Liao, 1999; Asawalam et al., 2008). Antialimentario (Maganga et al., 1996). Estimulante de la oviposición (Jallow et al., 1999). Atrayente (Werner, 1972a; 1972b; Rembold et al., 1989; Ndiege et al., 1991; Rose et al., 1998). Atrayente de la selección del hospedero (Zhang et al., 2003). Alelopático (Fischer, 1991; Eom et al., 2006). Tóxico en escarabajos (Lewis, 1972). Disuasivo al masticar (Thorsell et al., 1989). Afecta el crecimiento larval y de la pupa (Zou y Cates, 1997). Repelente (Hwang et al., 1985). Antioxidante (Souza et al., 2007). Antimalarial (Tchoumbougnang et al., 2005). trans-ocimeno Bactericida y fungicida (Gundidza et al., 1994; Chalchat et al., 1997; Al-Burtamani et al., 2005). Antibacterial (Quintero et al., 2003). Atrayente (Takabayashi et al., 1994; Pare y Tumlinson, 1997; Du et al., 1998; Rose et al., 1998). Larvicida y repelente (Mwangi et al., 1992). cis-ocimeno Bactericida y fungicida (Deans y Svoboda, 1988; Biavati et al., 2004; Afolayan y Ashafa, 2009). Atrayente en la selección del hospedero (Zhang et al., 2003) (Z)--ocimeno Bactericida y fungicida (Gundidza et al., 1994; Chalchat et al., 1997; Al-Burtamani et al., 2005; Fereshteh et al., 2005; Kordali et al., 2005b; Salehi et al., 2006; Vagionas et al., 2007a; Lopes-Lutz et al., 2008; Ozkan et al., 2008). Antibacterial (Sourmaghi et al., 2006; Palazzo et al., 2009b). Antifúngico (Singh et al., 2003; Tabanca et al., 2008; Dambolena et al., 2010). Insecticida (Singh et al., 2003). Nematicida (Adekunle et al., 2007). Citotóxico (Agius et al., 2007; Palazzo et al., 2009b). Antioxidante (Kordali et al., 2005b; Lopes-Lutz et al., 2008). Antiparasitario (Saleh et al., 1985). (E)--ocimeno Antibacterial (Palazzo et al., 2009b). Atrayente (Gruber et al., 2009). Insecticida (Ngamo et al., 2007). Citotóxico (Feo et al., 2005; Palazzo et al., 2009b). 43 Continuación de la tabla 7. -pineno Bactericida y fungicida (Chanegriha et al., 1994; Chalchat et al., 1997; Swiader y Krzyzanowska, 1997; Magiatis et al., 1999; Flach et al., 2002; Juliani, Jr. et al., 2002; Angioni et al., 2003; Al- Taweel et al., 2004; Chinou et al., 2004; Mirjana et al., 2004; Skoibusic y Bezic, 2004; Bezic et al., 2005; Khalighi-Sigaroodi et al., 2005; Medina et al., 2005; Santoyo et al., 2005; Singh et al., 2005a; Tepe et al., 2005; Tepe et al., 2006; Dehghan et al., 2007; Melliou et al., 2007; Salehi et al., 2007; Sobhy y El-Feky, 2007; Medini et al., 2008; Ozkan et al., 2008; Afolayan y Ashafa, 2009; Sonibare et al., 2009; Popovic et al., 2010). Antibacterial (Deans y Svoboda, 1988; Faleiro et al., 1999; Ramanyraibe et al., 2000; Bougatsos et al., 2003; Lourens et al., 2004; Chalabian et al.,, 2006; Meccia et al., 2007; Ozek et al., 2007; Boehme et al., 2008; Costa et al., 2008; Diaz et al., 2008; John et al., 2008b; Rojas et al., 2008; Simionatto et al., 2008; Albay et al., 2009; Maggi et al., 2009; Shafaghat et al., 2009; Shafaghat y Oji, 2010). Antifúngico (Rosengaus et al., 2000; Duru et al., 2003; Hammer et al., 2003; Singh et al., 2004b; Hofstetter et al., 2005; Marongiu et al., 2010). Bacteriostático y estimula el crecimiento del hongo (Gao et al., 2005). Larvicida (Santos et al., 2006). Insecticida y repelente (Hori y Komatsu, 1997; Liao, 1999; Singh et al., 2004b; Owolabi et al., 2009). Estimulante y atrayente de la oviposición (Scarpati et al., 1993; Dougherty et al., 1995; Jallow et al., 1999). Atrayente (Camors y Payne, 1972; Rembold et al., 1989; 1990; Ndiege et al., 1991; Mwangi et al., 1992; Knudson et al., 1993; Kleinhentz et al., 1999; Reigosa et al., 1999; Huber et al., 2000, Miller y Borden 2000). Componente de feromona de alarma de áfidos (Pickett y Griffiths, 1980; Perez et al., 1999). Tóxico en escarabajos (Lewis, 1972; Cao et al., 1997). Alelopático (Fischer, 1991). Citotóxico (Boehme et al., 2008; Palazzo et al., 2009a). Antiinflamatorio (Lourens et al., 2004; Kamatou et al., 2005; Ozbek, 2005). Antioxidante (El- Ghorab et al., 2003; Kamatou et al., 2005; Singh et al., 2005a; Tepe et al., 2006; Blanco-Salas et al., 2010; Gourine et al., 2010). Antiparasitario (Saleh et al., 1985). Anticonvulsivo (Sayyah et al., 2004). -pineno Bactericida y fungicida (Chalchat et al., 1997; Swiader y Krzyzanowska, 1997; Angioni et al., 2003; Bougatsos et al., 2004; Jirovets et al., 2005b; Tepe et al., 2005; Dehghan et al., 2007; Salehi et al., 2007; Wang et al., 2007; Afolayan y Ashafa, 2009; Halijah Ibrahim et al., 2009). Antibacterial (Deans y Svoboda, 1988; Ramanyraibe et al., 2000; Chen et al., 2002; Quintero et al., 2003; Cha et al., 2005b; Alishahi-Noorani et al., 2006; Meccia et al., 2007; Costa et al., 2008; Simionatto et al., 2008; Albay et al., 2009; Maggi et al., 2009; Magina et al., 2009). Antifúngico (Duru et al., 2003; Hammer et al., 2003; Hofstetter et al., 2005). Bacteriostático y estimula el crecimiento del hongo (Gao et al., 2005). Estimulante de la oviposición (Jallow et al., 1999). Atrayente (Ndiege et al., 1991; Kleinhentz et al., 1999; Huber et al., 2000; Miller y Borden, 2000; Asaro et al., 2004). Disuasivo al masticar (Thorsell et al., 1989). Tóxico en escarabajos (Lewis, 1972; Cao et al., 1997). Repelente (Hwang et al., 1985; Gruber et al., 2009). Alelopático (Fischer, 1991; Eom et al., 2006). Componente de feromona de alarma de áfidos (Pickett y Griffiths, 1980). Larvicida (Santos et al., 2006). Insecticida (Jirovets et al., 2005a; Owolabi et al., 2009). Citotóxico (Palazzo et al., 2009a). Antioxidante (Souza et al., 2007; Gourine et al., 2009). Antiparasitario (Saleh et al., 1985). Anticonvulsivo (Sayyah et al., 2004). Antimalarial (Tchoumbougnang et al., 2005). sabineno Bactericida y fungicida (Gundidza et al., 1994; Chalchat et al., 1997; Flamini et al., 1999; Greche et al., 2000; Kazarinova et al., 2002; Angioni et al., 2003; Singh et al., 2004a; Medina et al., 2005; Singh et al., 2005a; Kifle et al., 2007; Ozkan et al., 2008). Antibacterial (Ramanyraibe et al., 2000). Antifúngico (Marongiu et al., 2010). Feromona de alarma para termitas (Perez et al., 1999). Alelopático (Eom et al., 2006). Antioxidante (Singh et al., 2005a; Kifle et al., 2007). Citotóxico (Thubthimthed et al., 2005; Sylvestre et al., 2007). Insecticida (Jirovets et al., 2005a; Ngamo et al., 2007). Atrayente (Gruber et al., 2009). -terpineno Antifúngico (Bishop y Thornton, 1997; Hofstetter et al., 2005). Tóxico en escarabajos (Lewis, 1972; Cao et al., 1997). Atrayente de la oviposición (Dougherty et al., 1995). Repelente (Hwang et al., 1985; Park et al., 2005). Feromona de alarma para termitas (Perez et al., 1999). Antioxidante (Blanco-Salas et al., 2010). -terpineno Bactericida y fungicida (Charai et al., 1996; Bishop y Thornton, 1997; Kazarinova et al., 2002; Vardar-Unlu et al., 2003; Biavati et al., 2004; Goren et al., 2004; Skoibusic y Bezic, 2004; Bezic et al., 2005; Fereshteh et al., 2005; Jirovets et al., 2005b; Singh et al., 2005a; Cetin et al., 2010). Antibacterial (Iraj y Mirmostafa, 2003; Silva et al., 2003). Larvicida (Senthilkumar et al., 2008). Antialimentario (Maganga et al., 1996). Disuasivo al masticar (Thorsell et al., 1989). Feromona de alarma para térmitas (Perez et al., 1999). Atrayente (Miller y Borden, 2000). Atrayente para la selección del hospedero (Zhang et al., 2003). Repelente (Tunc y Erler, 2003; Asawalam et al., 2008). Atioxidante (El-Ghorab et al., 2003; Vardar-Unlu et al., 2003; Singh et al., 2005a; Blanco- Salas et al., 2010). Alelopático (Dudai et al., 2004). Insecticida (Erler y Tunc, 2005; Jirovets et al., 2005a; Asawalam et al., 2008). Antiparasitario (Saleh et al., 1985). Antimalarial (Tchoumbougnang et al., 2005). 44 Continuación de la tabla 7. -terpineol Bactericida y fungicida (Carson y Riley, 1995; Sahin et al., 2004; Dehghan et al., 2007). Antibacterial (Faleiro et al., 1999; Gonzaga et al., 2003; Silva et al., 2003; Cha et al., 2005a). Antifúngico (Duru et al., 2003; Hammer et al., 2003; Kordali et al., 2005a). Antiinflamatorio (Moretti et al., 1997). Insecticida (McDaniel, 1989; Ellis y Baxendale, 1997; Jirovets et al., 2005a). Larvicida y repelente (Mwangi et al., 1992). Alelopático (Dudai et al., 2004). Atrayente (Robacker et al., 1992). Antioxidante (Sahin et al., 2004; Kordali et al., 2005a; Gourine et al., 2009). Citotóxico en lineas celulares (Hayes et al., 1997). terpinen-4-ol Bactericida y fungicida (Gundidza et al., 1994; Carson y Riley, 1995; Charai et al., 1996; Chalchat et al., 1997; Unlu et al., 2002; Pengelli, 2003; Farag et al., 2004; Singh et al., 2005a; Vagionas et al., 2007b). Antibacterial (Silva et al., 2003; Rehder et al., 2004; Senatore et al., 2005). Antifúngico (Vaughn y Spencer, 1991; Bishop y Thornton, 1997; Duru et al., 2003; Hammer et al., 2003; Kordali et al., 2005a). Repelente (Hwang et al., 1985; Mwangi et al., 1992; Tunc y Erler, 2003). Citotóxico (Hayes et al., 1997; Calcabrini et al., 2004; Thubthimthed et al., 2005). Feromona de alarma para termitas (Perez et al., 1999). Larvicida (Mwangi et al., 1992). Insecticida (Lee et al., 1997; Singh et al., 2002; Ma et al., 2004; Ma y Zhang, 2004; Walton et al., 2004; Erler y Tunc, 2005; Jirovets et al., 2005a). Antioxidante (Kordali et al., 2005a; Singh et al., 2005a). Antialimentario (Koschier et al., 2002). terpinoleno Bactericida y fungicida (Zeid, 1998; Fereshteh et al., 2005). Antibacterial (Rehder et al., 2004; John et al., 2008c). Afecta el crecimiento larval y pupal (Zou y Cates, 1997). Feromona de alarma para termitas (Perez et al., 1999). Insecticida (Lewis, 1972; Jirovets et al., 2005a). Atrayente en la selección del hospedero (Zhang et al., 2003). tricicleno Antibacterial (Meccia et al., 2009). Afecta el crecimiento larval y pupal (Zou y Cates, 1997). Bacteriostático y estimula el crecimiento del hongo (Gao et al., 2005). Sesquiterpenos -amorfeno Antibacterial (Ramanyraibe et al., 2000; Shafaghat y Oji, 2010). allo-aromadendreno Antibacterial (Cunico et al., 2007). Alelopático (Eom et al., 2006). Larvicida (Senthilkumar et al., 2008). trans--bergamoteno Atrayente (Turlings et al., 1991). biciclogermacreno Bactericida y fungicida (Costantin et al., 2001; Kazarinova et al., 2002; Dehghan et al., 2007; Kifle et al., 2007; Salehi et al., 2007; Bail et al., 2008; Afolayan y Ashafa, 2009; Costa et al., 2009a; Moreno et al., 2009; Petrovic et al., 2009; Sonibare et al., 2009; Hanamanthagouda et al., 2010). Antibacterial (Tabanca et al., 2001; Gonzaga et al., 2003; Lago et al., 2004; Oyedeji y Afolayan, 2005; Rondon et al., 2005; Alishahi-Noorani et al., 2006; Meccia et al., 2007; Ozek et al., 2007; Boehme et al., 2008; Esmaeili et al., 2008; Rojas et al., 2008; Costa et al., 2009b; Juliao et al., 2009; Magina et al., 2009; Meccia et al., 2009; Rodrigues et al., 2009; Shafaghat et al., 2009; Maia et al., 2010). Antifúngico (Silva et al., 2007; Fontenelle et al., 2008; Alan et al., 2010; Marongiu et al., 2010). Repelente (Szafranek et al., 2005). Larvicida (Albuquerque et al., 2004; Santos et al., 2006; Ribeiro et al., 2008). Insecticida (Araujo et al., 2003). Fitotóxico (Kobaisy et al., 2002). Citotóxico (Sylvestre et al., 2007; Boehme et al., 2008; Sulsen et al., 2008; Costa et al., 2009a; Palazzo et al., 2009a; 2009b; Peres et al., 2009). Genotóxico (Peres et al., 2009). Antioxidante (Kifle et al., 2007; Souza et al., 2007; Kawaree et al., 2008; Gourine et al., 2009; 2010). Antiinflamatorío y gastroprotección (Esteves et al., 2005). Anticonvulsivo (Sayyah et al., 2004). -bisaboleno Bactericida y fungicida (Bakshu y Raju, 2002; Govinden-Soulange et al., 2004; Singh et al., 2004a; Stoyanova et al., 2006; Halijah Ibrahim et al., 2009). Antibacterial (Bougatsos et al., 2003; Hernyez et al., 2005; Mayachiew y Devahastin, 2008; Kurade et al., 2010). Antifúngico (Ricci et al., 2005). Atrayente y en altas concentraciones es repelente (Klochkov et al., 1989). Alelopático (Kong et al., 2004). Antioxidante (Ricci et al., 2005; Mayachiew y Devahastin, 2008). -bisabolol Bactericida y fungicida (Simionatto et al., 2007; Sobhy y El-Feky, 2007; Popovic et al., 2010; Vila et al., 2010). Antibacterial (Chen et al., 2002; Hernyez et al., 2005; Costa et al., 2007; Owlia et al., 2007; Albay et al., 2009; Kurade et al., 2010). Antifúngico (Szalontai et al., 1976; Tabanca et al., 2007). Larvicida (Costa et al., 2004). Insecticida (Yrade et al., 2004). Alelopático (Riffle et al., 1990). Antioxidante (Kamatou et al., 2005; Costa et al., 2007; Owlia et al., 2007; Simionatto et al., 2007; Dehpour et al., 2009). Citotóxico (Kamatou et al., 2005; Cavalieri et al., 2009; Morales- Yuste et al., 2010; Tariku et al., 2010;). Antiinflamatorio (Jalil et al., 2003; Kamatou et al., 2005). Gastroprotección (Bezerra et al., 2009; Rocha et al., 2010). Reduce excitabilidad neuronal (Alves et al., 2010). -bourboneno Bactericida y fungicida (Bougatsos et al., 2004; Vagionas et al., 2007b). Antibacterial (Jovanovic et al., 2005). bulnesol Bactericida y fungicida (Demetzos et al., 1997). Antibacterial (John et al., 2008c). -cadineno Bactericida y fungicida (Demetzos et al., 1997). -cadineno Bactericida y fungicida (Fournier et al., 1994; Demetzos et al., 1997; Melliou et al., 2007; Medini et al., 2008). Antibacterial (Mananjarasoa et al., 1998; Ramanyraibe et al., 2000; Vila et al., 2004; Silva et al., 2005; Ozturk y Ercisli, 2006; Cunico et al., 2007; Rojas et al., 2008; Palazzo et al., 2009b). Antifúngico (Cakir et al., 2005). Alelopático (Riffle et al., 1990). Larvicida (Santos et al., 2006). Citotóxico (Palazzo et al., 2009a, 2009b). Antiplasmodial (Boyom et al., 2003). 45 Continuación de la tabla 7. -cadineno Bactericida y fungicida (Kalodera et al., 1997; Juliani, Jr. et al., 2002; Dehghan et al., 2007). Antibacterial (Joshi et al., 2009; Shafaghat y Oji, 2010). Antiinflamatorio (Lenfeld et al., 1986). Antiplasmodial (Boyom et al., 2003). -cadinol Bactericida y fungicida (El-Shazly y Hussein, 2004; Stefanello et al., 2008). Antibacterial (Mananjarasoa et al., 1998; Skaltsa et al., 1999; Ramanyraibe et al., 2000; Vila et al., 2004; John et al., 2008a; Cuca et al., 2009). Antifúngico (Chang et al., 1998). Larvicida (Costa et al., 2004). Termicida (Kinjo et al., 1988; McDaniel, 1989). Antiplasmodial (Boyom et al., 2003). -cadinol Antibacterial (Claeson et al., 1992; Magina et al., 2009). Termicidal (McDaniel, 1989). (E)-cariofileno Bactericida y fungicida (Juliani, Jr. et al., 2002; Medina et al., 2005; Radusiene et al., 2007; Medini et al., 2008; El-Massry et al., 2009; Juliao et al., 2009; Petrovic et al., 2009). Antibacterial (Skaltsa et al., 1999; Tzakou y Skaltsa, 2003; Costa et al., 2008; Maggi et al., 2009; Maia et al., 2010; Rooks et al., 2010). Antifúngico (Oliva et al., 2005; Fontenelle et al., 2007). Larvicida (Santos et al., 2006). Insecticida (Yrade et al., 2004; Ngamo et al., 2007). Atrayente (Nehme et al., 2009; Anfora et al., 2009) Atrayente de localización de hospedero (Webster et al., 2008). Repelente (Gruber et al., 2009). Genotóxico (Peres et al., 2009). Citotóxico (Agius et al., 2007; Sulsen et al., 2008; Costa et al., 2009a; Palazzo et al., 2009a, 2009b; Peres et al., 2009). Antioxidante (Jayaprakasha et al., 2003; El-Massry et al., 2009; Blanco-Salas et al., 2010). -cariofileno Bactericida y fungicida (Al-Taweel et al., 2004; Sonibare et al., 2009). Antifúngico y antioxidante (Ricci et al., 2005). Bacteriostático y estimula el crecimiento del hongo (Gao et al., 2005). Atrayente (Flint et al., 1979). -cariofileno Bactericida y fungicida (Chalchat et al., 1997; Kalodera et al., 1997; Swiader y Krzyzanowska, 1997; Magiatis et al., 1999; Cobos et al., 2001; Costantin et al., 2001; Flach et al., 2002; Juteau et al., 2002; Al-Taweel et al., 2004; Bougatsos et al., 2004; Singh et al., 2004a; Skoibusic y Bezic, 2004; Al-Burtamani et al., 2005; Bezic et al., 2005; Singh et al., 2006; Al-Howiriny, 2007; Dehghan et al., 2007; Sobhy y El-Feky, 2007; Vagionas et al., 2007a; Wang et al., 2007; Stefanello et al., 2008; Halijah Ibrahim et al., 2009; Sonibare et al., 2009). Antibacterial (Tabanca et al., 2001; Chen et al., 2002; Bougatsos et al., 2003; Iraj y Mirmostafa, 2003; Lago et al., 2004; Cha et al., 2005a, 2005b; Jovanovic et al., 2005; Oyedeji y Afolayan, 2005; Alishahi-Noorani et al., 2006; Cunico et al., 2007; Meccia et al., 2007; Boehme et al., 2008; Diaz et al., 2008; Esmaeili et al., 2008; John et al., 2008b; Khokra et al., 2008; Mayachiew y Devahastin, 2008; Rojas et al., 2008; Costa et al., 2009b; Magina et al., 2009; Meccia et al., 2009; Rodrigues et al., 2009; Kurade et al., 2010). Antifúngico (Singh et al., 2000; Alan et al., 2010). Larvicida (Albuquerque et al., 2004). Repelente (Szafranek et al., 2005). Atrayente (Flint et al., 1979; Ndiege et al., 1991; Maeda et al., 1998; Jonsson y Yerson, 1999; Pow et al., 1999; Weissbecker et al., 1999; Asaro et al., 2004). Estimulante de la oviposición (Jallow et al., 1999). Anticarcinogénico (Zheng et al., 1992; Boehme et al., 2008). Antialergénico (Tanaka et al., 1996). Insecticida (Muroi y Kubo, 1993; Araujo et al., 2003). Antioxidante (Juteau et al., 2002; El-Ghorab et al., 2003; Kamatou et al., 2005; Singh et al., 2006; Souza et al., 2007; Mayachiew y Devahastin, 2008). Alelopático (Kong et al., 2004). Antiinflamatorio (Kamatou et al., 2005; Apel et al., 2010). Citotóxico (Kamatou et al., 2005; Costa et al., 2009b). óxido de cariofileno Bactericida y fungicida (Bougatsos et al., 2004; Farag et al., 2004; Khalighi-Sigaroodi et al., 2005; Dehghan et al., 2007; Bail et al., 2008; Stefanello et al., 2008; Sonibare et al., 2009; Hanamanthagouda et al., 2010). Antibacterial (Skaltsa et al., 1999; Tzakou y Skaltsa, 2003; Jovanovic et al., 2005; Alishahi-Noorani et al., 2006; Ozturk y Ercisli, 2006; Cunico et al., 2007; Rameshkumar et al., 2007; Costa et al., 2008; John et al., 2008a, 2008b; Maggi et al., 2009; Rodrigues et al., 2009). Antifúngico (Singh et al., 2000; El-Ghorab et al., 2003; Kordali et al., 2005a; Guan et al., 2006; Alan et al., 2010). Antiplasmodial (Boyom et al., 2003). Citotóxico (Zheng et al., 1992; Sulsen et al., 2008). Antioxidante (Kordali et al., 2005a). carissona Antifúngico (Maatooq et al., 1996). -copaeno Bactericida y fungicida (Demetzos et al., 1997; Singh et al., 2004a; Costa et al., 2009a). Antibacterial (Vila et al., 2002; Diaz et al., 2008). Alelopático (Eom et al., 2006). Larvicida (Senthilkumar et al., 2008). Atrayente (Ndiege et al., 1991; Robacker et al., 1992; Maeda et al., 1998). Promueve el encuentro del macho y la hembra (Nishida et al., 1987; Ortu, 1995). Citotóxico (Costa et al., 2009a; Palazzo et al., 2009a). Antiplasmodial (Boyom et al., 2003). -copaeno Bactericida y fungicida (Moustafa, 2007).Atrayente (Flath et al., 1994). -cubebeno Bactericida y fungicida (Fournier et al., 1994; Demetzos et al., 1997). Atrayente (Peacock y Cuthbert, 1975; Pearce et al., 1975; Vite et al., 1976; Blight et al., 1978; Minks y Deventer, 1978; Kennedy, 1979; Peacock et al., 1984; Boutz et al., 1985; Ndiege et al., 1991; Robacker et al., 1992). -cubebeno Bactericida y fungicida (Skoibusic y Bezic, 2004; Bezic et al., 2005). Repelente (Mwangi et al., 1992; Saggar et al., 1997). Larvicida (Mwangi et al., 1992; Saggar et al., 1997; Chung et al., 2009). cubenol Bactericida y fungicida (Fournier et al., 1994; Medini et al., 2008). Antibacterial (Chalabian et al., 2006). Antifúngico y antioxidante (Kordali et al., 2005a). Atrayente (Lago et al., 2006). 1-epi-cubenol Bactericida y fungicida (Stefanello et al., 2008). Atrayente (Lago et al., 2006). -curcumeno Bactericida y fungicida (Govinden-Soulange et al., 2004). Atrayente (McBrien et al., 2002). 46 Continuación de la tabla 7. β-elemeno Bactericida y fungicida (Halijah Ibrahim et al., 2009; Moreno et al., 2009). Antibacterial (Ramanyraibe et al., 2000; Boehme et al., 2008; Juliao et al., 2009; Rodrigues et al., 2009). Citotóxico (Boehme et al., 2008; Juliao et al., 2009). Antioxidante (Kawaree et al., 2008). -elemeno Bactericida y fungicida (Govinden-Soulange et al., 2004; Moreno et al., 2009). elemol Bactericida y fungicida (Fournier et al., 1994; Bakshu y Raju, 2002). Antibacterial (John et al., 2008c). Larvicida (Feitosa et al., 2007). Insecticida (Ngamo et al., 2007). espatulenol Bactericida y fungicida (Cobos et al., 2001; El-Sawi, 2003; Chinou et al., 2004; Sahin et al., 2004; Bezic et al., 2005; Khalighi-Sigaroodi et al., 2005; Hernyez et al., 2007; Moustafa, 2007; Wang et al., 2006, 2007; Vagionas et al., 2007b; Moreno et al., 2009). Antibacterial (Vila et al., 2002; Tzakou y Skaltsa, 2003; Vila et al., 2004; Ozturk y Ercisli, 2006; Albay et al., 2009: Cuca et al., 2009; Cunico et al., 2007; Ozek et al., 2007; Simionatto et al., 2008; Magina et al., 2009). Antifúngico (Singh et al., 2000; Cakir et al., 2005; Kordali et al., 2005a; Oliva et al., 2005; Guan et al., 2006; Fontenelle et al., 2008; Alan et al., 2010; Marongiu et al., 2010). Larvicida (Feitosa et al., 2007). Insecticida (Digilio et al., 1995; Feo et al., 1996; Singh et al., 2002). Fitotóxico (Kobaisy et al., 2002).Citotóxico (Pacciaroni et al., 2000; Feo et al., 2005). Antiplasmodial (Boyom et al., 2003). Antiinflamatorio (Esteves et al., 2005; Apel et al., 2010). Antioxidante (El- Massry et al., 2002; Sahin et al., 2004; Kordali et al., 2005a; Gourine et al., 2009; 2010). Gastroprotección (Esteves et al., 2005). eudesmol Feromona de alarma para termitas (Perez et al., 1999). -eudesmol Bactericida y fungicida (Costa et al., 2008). Antibacterial (Diaz et al., 2008). Repelente de termita (Watanabe et al., 2005). -farneseno Bactericida y fungicida (Prudent et al., 1995; Kazarinova et al., 2002; Govinden-Soulange et al., 2004). Repelente (Hern y Dorn, 1999). Atrayente (Blum, 1972; Pare y Tumlinson, 1997; Maeda et al., 1998; Hern y Dorn, 1999; Jonsson y Yerson, 1999; Pow et al., 1999). Estimula la oviposición (Wearing y Hutchins, 1973). -farneseno Antibacterial (Cha et al., 2005a). Atrayente (Turlings et al., 1991; Pare y Tumlinson, 1997; Du et al., 1998; Rose et al., 1998; Pow et al., 1999). Componente de feromona de alarma de áfidos (Pickett y Griffiths, 1980). Repelente (Saggar et al., 1997). Alelopático (Kong et al., 2004). farnesol Antifúngico (Singh et al., 2000). Anticancerígeno (He et al., 1997). germacreno B Bactericida y fungicida (Gundidza et al., 1994; Flach et al., 2002; Singh et al., 2006). Antibacterial (Oyedeji y Afolayan, 2005). Alelopático (Eom et al., 2006). Fitotóxico (Kobaisy et al., 2002). Antioxidante (Singh et al., 2006). Antiinflamatorio y gastroprotección (Esteves et al., 2005). germacreno D Bactericida y fungicida (Gundidza et al., 1994; Chalchat et al., 1997; Magiatis et al., 1999; Juliani, Jr. et al., 2002; Juteau et al., 2002; Kazarinova et al., 2002; Angioni et al., 2003; Sahin et al., 2004; Kifle et al., 2007; Moustafa, 2007; Salehi et al., 2007; Vagionas et al., 2007a; Medini et al., 2008; Afolayan y Ashafa, 2009; Moreno et al., 2009; Petrovic et al., 2009). Antibacterial (Tabanca et al., 2001; Gonzaga et al., 2003; Jovanovic et al., 2005; Rondon et al., 2005; Alishahi-Noorani et al., 2006; Sourmaghi et al., 2006; Ozek et al., 2007; Boehme et al., 2008; Esmaeili et al., 2008; Khokra et al., 2008; Rojas et al., 2008; Costa et al., 2009b; Juliao et al., 2009; Maggi et al., 2009; Meccia et al., 2009; Palazzo et al., 2009b; Rodrigues et al., 2009; Shafaghat et al., 2009; Kurade et al., 2010; Maia et al., 2010; Rooks et al., 2010). Antifúngico (Oliva et al., 2005; Alan et al., 2010). Repelente (Szafranek et al., 2005). Atrayente (Maeda et al., 1998; Manjunatha et al., 1998; Kleinhentz et al., 1999; Pow et al., 1999; Esteves et al., 2005). Alelopático (Eom et al., 2006). Larvicida (Santos et al., 2006). Disminuye el efecto de los atrayentes (Yamasaki et al., 1997). Antioxidante (Juteau et al., 2002; Sahin et al., 2004; Kifle et al., 2007; Souza et al., 2007; Kawaree et al., 2008). Citotóxico (Boehme et al., 2008; Sulsen et al., 2008; Costa et al., 2009b; Palazzo et al., 2009a, 2009b). Antiinflamatorio y gastroprotección (Esteves et al., 2005). globulol Bactericida y fungicida (Stefanello et al., 2008). Larvicida (Feitosa et al., 2007). Fitotóxico (Kobaisy et al., 2002). Antiinflamatorio y gastroprotección (Esteves et al., 2005). cis--guaieno Antibacterial (Simionatto et al., 2008). guaiol Bactericida y fungicida (Al-Howiriny, 2007; Melliou et al., 2007; Simionatto et al., 2007). Antibacterial (Cuca et al., 2009). Repelente de termita (Watanabe et al., 2005). Antioxidante (Simionatto et al., 2007). Antiinflamatorio (Apel et al., 2010) -gurjuneno Bactericida y fungicida (Fournier et al., 1994; Flach et al., 2002). Antibacterial (Meccia et al., 2007; Simionatto et al., 2008; Joshi et al., 2009). Larvicida (Ribeiro et al., 2008). -himachaleno Antiinflamatorio (Lenfeld et al., 1986). -humuleno Bactericida y fungicida (Kofinas et al., 1993; Swiader y Krzyzanowska, 1997; Radusiene et al., 2007). Antibacterial (Bougatsos et al., 2003; Oyedeji y Afolayan, 2005; Ozek et al., 2007; Juliao et al., 2009; Kurade et al., 2010; Maia et al., 2010). Larvicida (Albuquerque et al., 2004). Atrayente (Ndiege et al., 1991; Maeda et al., 1998; Jonsson y Yerson, 1999). Disuasivo al masticar (Thorsell et al., 1989). Insecticida (Ngamo et al., 2007). Anticarcinogénico (Zheng et al., 1992). Antialergénico (Tanaka et al., 1996). Citotóxico (Thubthimthed et al., 2005; Agius et al., 2007; Peres et al., 2009). Genotóxico (Peres et al., 2009). Repelente (Suga et al., 1993; Szafranek et al., 2005). Estimulante de la oviposición (Jallow et al., 1999). Antioxidante (Esteves et al., 2005). Gastroprotección (Esteves et al., 2005). 47 Continuación de la tabla 7. α-muuroleno Bactericida y fungicida (Melliou et al., 2007). -muuroleno Bactericida y fungicida (Fournier et al., 1994). Antibacterial (Simionatto et al., 2008; Joshi et al., 2009). Antifúngico (Cakir et al., 2005). Larvicida (Albuquerque et al., 2004). -muurolol Antibacterial (Mananjarasoa et al., 1998; Skaltsa et al., 1999; John et al., 2008a; Joshi et al., 2009). Antifúngico (Wang et al., 2005). -muurolol Atrayente (Lago et al., 2006). Termicidal (Kinjo et al., 1988; McDaniel, 1989). (E)-nerolidol Antibacterial (Silva et al., 2005; Cunico et al., 2007; Khokra et al., 2008). Ovicidal (Laurent et al., 1997). Atrayente (Burger et al., 1983; Turlings et al., 1991; Huber et al., 2000). Atrayente de la localización del hospedero (Fraser et al., 2003). Insecticida (Laurent et al., 1997; Chantraine et al., 1998). Citotóxico (Peres et al., 2009; Tariku et al., 2010). Genotóxico (Peres et al., 2009). patchouli alcohol Bactericida y fungicida (Yang et al., 1996; El-Shazly y Hussein, 2004). Antiemético (Yang et al., 1999). α-selineno Antibacterial (Huang y Liu, 2004; Diaz et al., 2008; Khokra et al., 2008). Antifúngico (Cakir et al., 2005). -selineno Bactericida y fungicida (Demetzos et al., 1997; Juteau et al., 2002; Bruni et al., 2004; Singh et al., 2006). Antibacterial (Brum et al., 1997; Huang y Liu, 2004; Rameshkumar et al., 2007; Diaz et al., 2008; John et al., 2008b; Khokra et al., 2008; Mayachiew y Devahastin, 2008). Larvicida (Momin et al., 2000; Chung et al., 2009). Insecticida (Asawalam et al., 2008). Repelente (Asawalam et al., 2008; Tuetun et al., 2008). Atrayente de la localización del hospedero (Weissbecker et al., 1999). Antioxidante (Juteau et al., 2002; Singh et al., 2006; Mayachiew y Devahastin, 2008; Kapoor et al., 2010). Antiparasitario (Saleh et al., 1985). -selineno Repelente (Tuetun et al., 2008). sesquifelandreno Antifúngico y antioxidante (Ricci et al., 2005). -sesquifelandreno Bactericida y fungicida (Stoyanova et al., 2006; Halijah Ibrahim et al., 2009). Antifúngico (Ricci et al., 2005). Atrayente (McBrien et al., 2002). Alelopático (Eom et al., 2006). Antialimentario (Ray et al., 2008). Insecticida (Owolabi et al., 2009). Antioxidante (Ricci et al., 2005). valenceno Antibacterial (Quintero et al., 2003; Alishahi-Noorani et al., 2006; Khokra et al., 2008; Juliao et al., 2009; Costa et al., 2009b). Citotóxico (Costa et al., 2009b). α-zingibereno Bactericida y fungicida (Stoyanova et al., 2006). Antibacterial (Kurade et al., 2010). Atrayente (McBrien et al., 2002). Larvicida (Chung et al., 2009). Insecticida (Owolabi et al., 2009) Diterpenos anhidrocinnzeilanona Antialimentario (Fraga et al., 2001). anhidrocinzeilanina Antialimentario (Fraga et al., 2001). cinnzeilanol Antialimentario (González-Coloma et al., 1996). Insecticida (González-Coloma et al., 1992). Tóxico en ratones (González-Coloma et al., 1990). cinnzeilanona Antialimentario (González-Coloma et al., 1996, 1999). epi-cinnzeilanol Antialimentario (González-Coloma et al., 1996, 1999). cinnzeylanina Antialimentario (González-Coloma et al., 1999). fitol Bactericida y fungicida (El-Sawi, 2003; Bail et al., 2008; Sonibare et al., 2009). Alelopático (Hernyez-Terrones et al., 2007). garajonono Antialimentario (Fraga et al., 2001). indicol Antialimentario (Fraga et al., 1997). perseanol Antialimentario (Fraga et al., 1997). rianodol Antialimentario (González-Coloma et al., 1996). Insecticida (González-Coloma et al., 1992, 1993). Tóxico en ratones (González-Coloma et al., 1990). vignaticol Antialimentario (Fraga et al., 1997). Triterpenos ß-sitosterol Antibacterial y antifúngico (Khaliq-uz-Zaman et al., 1998). Antibacterial (Renuka et al., 1998). Antifúngico (Aderiye et al., 1996; Renuka et al., 1998). Antiviral (Kim et al., 1998; Renuka et al., 1998). Antitumoral y antitripanosomal (Ulubelen et al., 1999; Duarte et al., 2000). Antifertilidad en hembras hamsters (Lakshmi y Keshri, 1998). Antiinflamatorio (Gómez et al., 1999; Sarg et al., 1999). ß-sitosteril glucosido Antitumoral y antitripanosomal (Duarte et al., 2000). Antifertilidad en hembras hamsters (Lakshmi y Keshri, 1998). estigmasterol Antibacterial y antifúngico (Khaliq-uz-Zaman et al., 1998). Antibacterial (Cortez et al., 1998). Antifúngico (Ragasa et al., 1997). Antialimentario (Tyon et al., 1998). Disuasivo de la alimentación (Behmer y Elias, 1999). Antioxidante (Kapoor et al., 2010). Antiinflamatorio (Gómez et al., 1999; Sarg et al., 1999). Citotóxico (Anis et al., 1999). Antimutagénico (Ragasa et al., 1997). Antihepatotóxico (Yang et al., 1986). 48 Continuación de la tabla 7. Estigmasteril glucosido Antihepatotóxico (Yang et al., 1986). Aromáticos anetol Bactericida y fungicida (Mamta et al., 1994; Cetin et al., 2010). Antifúngico (Hitokoto et al., 1980; Morozumi et al., 1989; Fontenelle et al., 2008). Repelente (Tunc y Erler, 2003). Insecticida (Chantraine et al., 1998; Erler y Tunc, 2005). (E)-anetol Bactericida y fungicida (Tepe et al., 2006; Liu et al., 2009). Antibacterial (Gende et al., 2009). Antifúngico (Caccioni y Guizzardi, 1994; Zygadlo et al., 1994). Larvicida (Santos et al., 2007). Insecticida (Miyazawa et al., 1993; Laurent et al., 1997; Kim y Ahn, 2001; Chang y Ahn, 2002; Lopez et al., 2008; Silva et al., 2008). Antiparasitario (Jo, 2009). Antioxidante (Tepe et al., 2006). Antiinflamatorio (Ozbek, 2005). bencil-alcohol Bactericida y fungicida (Vidyasagar et al., 1997). Atrayente (Huber et al., 2000). Atrayente de la localización del hospedero (Fraser et al., 2003). Antialimentario (Reichardt et al., 1990). estragol Antifúngico (Caccioni et al., 1997; Fontenelle et al., 2008). Larvicida (Senthilkumar et al., 2008). Insecticida (Kim y Ahn, 2001; Lopez et al., 2008). Genotóxico (Zani et al., 1991). Alcaloides dl-coclaurina Inhibe agregación plaquetaria (Chen et al., 1996). isoboldina Bactericida y fungicida (Paulo et al., 1992). Antitumoral (Moreno et al., 1993). Fenoles ácido cafeico Bactericida y fungicida (Aziz et al., 1998; El-Massry et al., 2009). Antifúngico (Kowalczyk y Krzyzanowska, 1999; Reddy y Rao, 1999). Favorece el crecimiento de la planta (Reddy y Rao, 1999). Antioxidante (El-Massry et al., 2009) ácido cis-clorogénico Antifúngico (Kowalczyk y Krzyzanowska, 1999; Reddy et al., 1999). Antiviral (De Almeida et al., 1998). Antitumoral y antitripanosomal (Duarte et al., 2000). ácido trans- clorogénico Estimulante de la oviposición (Feeny et al., 1988; Brooks et al., 1996; Carter et al., 1998). Antitumoral y antitripanosomal (Duarte et al., 2000). ácido p-coumarico Bactericida y fungicida (Aziz et al., 1998). Antifúngico (Kowalczyk y Krzyzanowska, 1999; Mckeehen et al., 1999; Reddy et al., 1999). Alelopático (Wu et al., 1998; Reigosa et al., 1999; Chung et al., 2000). Concentraciones bajas favorece el crecimiento de la planta, concentraciones altas los inhibe (Fries et al., 1997). Reduce el crecimiento de la planta (Reddy y Rao, 1999). ácido ferúlico Antifúngico (Mckeehen et al., 1999; Reddy et al., 1999). Alelopático (Wu et al., 1998; Reigosa et al., 1999; Lehman y Blum, 1999a, 1999b). Favorece el crecimiento de la planta (Reddy y Rao, 1999). Inhibe el crecimiento celular (Kim y Cho, 2000). ácido p- hidroxibenzoico Bactericida y fungicida (Aziz et al., 1998) Antifúngico (Kowalczyk y Krzyzanowska, 1999). Alelopático (Wu et al., 1998; Reigosa et al., 1999). Concentraciones bajas favorece el crecimiento de la planta y la colonización de micorrizas, altas concentraciones los inhibe (Fries et al., 1997). carvacrol Bactericida y fungicida (Prudent et al., 1995; Charai et al., 1996; Bezic et al., 1999; Cosentino et al., 1999; Vardar-Unlu et al., 2003; Biavati et al., 2004; Mirjana et al., 2004; Goren et al., 2004; Mirjana y Nada, 2004; Skoibusic y Bezic, 2004; Bezic et al., 2005). Antibacterial (Iraj y Mirmostafa, 2003; Tzakou y Skaltsa, 2003; Burt, 2004; Rehder et al., 2004; Burt et al., 2005; Hernyez et al., 2005). Antifúngico (Caccioni y Guizzardi, 1994; Rong y Ting, 2000; Pina-Vaz et al., 2004; Tampieri et al., 2005; Tabanca et al., 2007). Anticancerígeno (He et al., 1997). Insecticida (Ellis y Baxendale, 1997; Singh et al., 2002; Erler y Tunc, 2005). Repelente (Tunc y Erler, 2003; Park et al., 2005). Antioxidante (Vardar-Unlu et al., 2003; Blanco-Salas et al., 2010). chavicol Bactericida y fungicida (Aurore et al., 1998; Halijah Ibrahim et al., 2009). Fungicida y nematicida (Evans et al., 1984). Insecticida (Ohigashi y Koshimizu, 1976). metil-chavicol Bactericida y fungicida (Aurore et al., 1998; Tepe et al., 2006; Lopes-Lutz et al., 2008). Antibacterial (Gangrade et al., 1989). Atrayente (Werner, 1972a, 1972b). Insecticida (Bhatnagar et al., 1993). Nematicida (Gokte et al., 1991). Antioxidante (Tepe et al., 2006; Lopes-Lutz et al., 2008). Antiinflamatorio (Moretti et al., 1997). eugenol Bactericida y fungicida (Deans y Svoboda, 1988; Mamta et al., 1994; Aurore et al., 1998; Zeid, 1998; El-Sawi, 2003). Antibacterial (Gangrade et al., 1989; Burt 2004). Antifúngico (Hitokoto et al., 1980; Morozumi et al., 1989; Rong y Ting, 2000; Dambolena et al., 2010). Insecticida (Bhatnagar et al., 1993). Disuasivo al masticar (Thorsell et al., 1989). Antialimentario (Koschier et al., 2002). Anticarcinogénico (Zheng et al., 1992). metil-eugenol Bactericida y fungicida (Aurore et al., 1998; Kordali et al., 2005b; Medina et al., 2005; Lopes-Lutz et al., 2008). Antifúngico (Fontenelle et al., 2008). Atrayente (Deshmukh y Patil, 1996; Patel et al., 1996; Makhmoor y Singh, 1998; Verghese, 1998). Insecticida (Lopez et al., 2008; Silva et al., 2008). Síntesis de feromona sexual (Shelly, 2000). Inhibe la oviposición (Brown et al., 1998). Antioxidante (Kordali et al., 2005b; Lopes-Lutz et al., 2008). Anticonvulsivo (Sayyah et al., 2004). Furanos 2-(heptadecil)furano Tóxico en estadio temprano de larvas y antialimentario (Rodriguez-Saona et al., 1999; Rodriguez- Saona y Trumble, 1999). 49 Continuación de la tabla 7. majoranolido Moderada citotoxicidad (Ma et al., 1990). majorenolido Moderada citotoxicidad y pesticida (Ma et al., 1989). 2-pentilfurano Repelente (Bestmann et al., 1991). 2-(pentadecil)furano Antialimentario e insecticida (Rodriguez-Saona et al., 1999; Rodriguez-Saona y Trumble, 1999). perilleno Bactericida y fungicida (Cetin et al., 2010) Flavonas afzelina Antiviral (De Almeida et al., 1998). catechina Antibacterial (Hara, 1999). Antifúngico (Yamamoto et al., 2000). Antioxidante (Matsusaka et al., 2003). (-)-epicatechina Antioxidante (Matsusaka et al., 2003). favonol glicosido Antifúngico (Carlton et al., 1991). Insecticida (Duffey e Isman, 1981). isoflavona Antifúngico (Baptista y Siqueira, 1994; Geibel, 1995; Vedenyapina et al., 1996). Atrayente (Tyler et al., 1996). kaempferola Antibacterial y antifúngico (Sobhy y El-Feky, 2007). Antifúngico (Baptista y Siqueira, 1994; Kowalczyk y Krzyzanowska, 1999). Antifertilidad en hembras hamsters (Lakshmi y Keshri, 1998). quercetina Antibacterial y antifúngico (Aziz et al., 1998; Sobhy y El-Feky, 2007). Antifúngico (Kowalczyk y Krzyzanowska, 1999). Estimula el crecimiento del hongo (Baptista y Siqueira, 1994). A bajas concentraciones favorece y en altas inhibe el crecimiento de la planta y la colonización de micorrizas (Fries et al., 1997). Antifertilidad en hembras hamsters (Lakshmi y Keshri, 1998). quercetina 3-O--D- arabinopiranosido Antiviral (De Almeida et al., 1998). quercitrina Antitumoral y antitripanosomal (Duarte et al., 2000). Ligninas ácido meso- dihidroguaiaretico Citotóxico (Li et al., 2004). Antioxidante (Yu et al., 2000). ácido meso monometil- dihidroguaiaretico Inhibe la síntesis de melanina (Li et al., 2003). Citotóxico (Li et al., 2004). (-)-acuminatina Citotóxico (Li et al., 2004). Antioxidante (Yu et al., 2000). eritro- austrobailignano-6 Citotóxico (Li et al., 2004). galbacina Citotóxico (Li et al., 2004). (-)-isoguaiacina Antioxidante (Yu et al., 2000). machilina A Inhibe la síntesis de melanina (Li et al., 2003). Citotóxico (Li et al., 2004). nectandrina A Inhibe la síntesis de melanina (Li et al., 2003). Citotóxico (Li et al., 2004). nectandrina B Inhibe la síntesis de melanina (Li et al., 2003). obovatena Inhibe la síntesis de melanina (Li et al., 2003). Citotóxico (Li et al., 2004). obovatifol Inhibe la síntesis de melanina (Li et al., 2003). Citotóxico (Li et al., 2004). obovatinal Citotóxico (Tsai et al., 1996). perseal A Citotóxico (Tsai et al., 1996). perseal B Citotóxico (Tsai et al., 1996). perseal C Citotóxico (Tsai et al., 1998). perseal D Citotóxico (Tsai et al., 1998). Lactonas linderanolido E Citotóxico (Tsai et al., 2001). isolinderanolidoE Citotóxico (Tsai et al., 2001). obstusilactona A Antifúngico (Zaki et al., 1980). Alcoholes 1-acetoxi-2-hidroxi- 4-oxoheneicosa- 12,15-dieno Antifúngico (Prusky et al., 1982a; Domergue et al., 2000). Insecticida (Murakoshi et al., 1976). 50 Continuación de la tabla 7. (Z,Z,E)-1-acetoxi-2- hidroxi-4-oxo- heneicosa-5,12,15- trieno Antifúngico (Domergue et al., 2000). 1-acetoxi-2,4- dihidroxi-n- heptadeca-16-eno Tripanocidal (Abe et al., 2005). 4-acetoxi-1,2- dihidroxi-n- heptadeca-16-eno Tripanocidal (Abe et al., 2005). 1-acetoxi-2,4- dihidroxi-n- heptadeca-16-ino Antifúngico (Adikaram et al., 1992, 1993; Adikaram y Karunaratne, 1998). Citotóxico, insecticida y anticancerígeno (Oberlies et al., 1998). Tripanocidal (Abe et al., 2005). 4-acetoxi-1,2- dihidroxi-n- heptadeca-16-ino Tripanocidal (Abe et al., 2005). hexanol Antibacterial y antifúngico (Vidyasagar et al., 1997). Antifúngico (Yersen et al., 1979; Caccioni et al., 1997). Atrayente de localización del hospedero (Warthen et al., 1997; Gunawardena y Dissanayake, 2000; Webster et al., 2008). Atrayente (Robacker et al., 1992; Huber et al., 2000; Gruber et al., 2009). Constituyente de feromona de alarma (Leal et al., 1994; Blatt et al., 1998). cis-3-hexen-1-ol Antibacterial y antifúngico (Prudent et al., 1995) Atreyente (Turlings et al., 1991; Wickremasinghe y van Emden, 1992; Du et al., 1998; Huber et al., 2000; Gruber et al., 2009). Atrayente de localización del hospedero (Buttery y Kamm, 1980; Weissbecker et al., 1999; Gunawardena y Dissanayake, 2000; Webster et al., 2008). Atrayente de parasitoides (Finidori-Logli et al., 1996). pentan-1-ol Atrayente (Rembold et al., 1989, 1990; Gruber et al., 2009). 1,2,4- trihidroxinonadecano Tripanocidal (Abe et al., 2005). (E)-1,2,4- trihidroxinonadec-6- ano Tripanocidal (Abe et al., 2005). 1,2,4- trihidroxiheptadec- 16-eno Antifúngico (Adikaram et al., 1992, 1993; Adikaram y Karunaratne, 1998; Guevarra et al., 1998). Citotóxico, insecticida y anticancerígeno (Oberlies et al., 1998). Tripanocidal (Abe et al., 2005). 1,2,4- trihidroxiheptadec- 16-ino Antifúngico (Adikaram et al., 1992, 1993; Adikaram y Karunaratne, 1998). Citotóxico, insecticida y anticancerígeno (Oberlies et al., 1998). Tripanocidal (Abe et al., 2005). Aldehidos decanal Bactericida y fungicida (Melliou et al., 2007). Antibacterial (Ramanyraibe et al., 2000; Quintero et al., 2003). Atrayente (Huber et al., 2000; Jumean et al., 2005a, 2005b). Atrayente de localización del hospedero (Warthen et al., 1997; DeLury et al., 1999; Weissbecker et al., 1999; Fraser et al., 2003; Webster et al., 2008). Constituyente de feromona (Jumean et al., 2004). deca-2(E),4(E)- dienal Antibacterial (Bisignano et al., 2001). dodecanal Antibacterial (Quintero et al., 2003). Atrayente de localización del hospedero (DeLury et al., 1999). furfural Atrayente (Buttery et al., 1983). heptanal Atrayente (Huber et al., 2000; Jumean et al., 2005b). Atrayente de localización del hospedero (DeLury et al., 1999). hept-2(E)-enal Antibacterial (Bisignano et al., 2001). Antifúngico (Battinelli et al., 2006). hexanal Antifúngico (Yersen et al., 1979; Caccioni et al., 1995; Caccioni et al., 1997; Gardini et al., 1997; Beaudry et al., 1998; Battinelli et al., 2006). Atrayente (Huber et al., 2000). Atrayente de la localización del hospedero (Warthen et al., 1997; Gunawardena y Dissanayake, 2000) Constituyente de feromona de alarma (Leal et al., 1994; Blatt et al., 1998). Disuasivo y atrayente de la oviposición (Dougherty et al., 1995). Disuasivo de la oviposición (Scarpati et al., 1993). 51 Continuación de la tabla 7. 2-hexenal Atrayente (Huber et al., 2000). Atrayente de localización del hospedero (Buttery y Kamm, 1980; Turlings et al., 1991; Warthen et al., 1997). Repelente y disuasivo de la oviposición (Scarpati et al., 1993). metional Atrayente (Buttery et al., 1983). 3-metoxi- cinnamaldehido Antifúngico (Morozumi et al., 1989). nonanal Bactericida y fungicida (Govinden-Soulange et al., 2004; Melliou et al., 2007). Antifúngico (Yersen et al., 1979; Battinelli et al., 2006). Atrayente (Huber et al., 2000; Jumean et al., 2005a, 2005b). Atrayente de la localización del hospedero (DeLury et al., 1999; Weissbecker et al., 1999; Fraser et al., 2003). Constituyente de feromona (Jumean et al., 2004). non-2-(E)-enal Antibacterial (Bisignano et al., 2001). Antifúngico (Battinelli et al., 2006). Atrayente (Jumean et al., 2005a, 2005b). Constituyente de feromona (Jumean et al., 2004). octanal Atrayente (Jumean et al., 2005a, 2005b). Atrayente de la localización del hospedero (Webster et al., 2008). Constituyente de feromona (Jumean et al., 2004). E-2-octenal Antibacterial (Bisignano et al., 2001). Antifúngico (Battinelli et al., 2006; Ibrahim et al., 2009). Repelente (Howard, 1987; Gunawardena y Byumathie, 1993). Alarma y toxicidad (Gunawardena y Byumathie, 1993). Atrayente (Jumean et al., 2005a). Constituyente de feromona (Jumean et al., 2004). Cetonas (2E,5E,12Z,15Z)-1- hidroxiheneicosa- 2,5,12,15-tetraen-4- ona Suprime el daño al hígado (Kawagishi et al., 2001). (2E,12Z,15Z)-1- hidroxiheneicosa- 2,12,15-trien-4-ona Suprime el daño al hígado (Kawagishi et al., 2001). (Z)-jasmona Atrayente (Loughrin et al., 1998; Pope et al., 2007). Repelente (Birkett et al., 2000; Bruce et al., 2003). 3-penten-2-ona Alelopático (Hernyez-Terrones et al., 2007). persenona A Antioxidante (Kim et al., 2000). persenona B Antioxidante (Kim et al., 2000). undecan-2-ona Atrayente de la localización del hospedero (DeLury et al., 1999). Ácidos y esteres acetato de bornilo Antibacterial y antifúngico (Zhu et al., 2005; Vagionas et al., 2007b; Ozkan et al., 2008). Antibacterial (Rondon et al., 2005; Kurade et al., 2010). Atrayente (Asaro et al., 2004). Afecta el crecimiento larval y pupal (Zou y Cates, 1997). Repelente (Hwang et al., 1985). Anticonvulsivo (Sayyah et al., 2004). isciadinonato de dimetilo Afecta el crecimiento larval (Murakoshi et al., 1976). Acetato de geranili Antibacterial (Chinou et al., 1996). metil hexadecanoato Antibacterial (Boussaada et al., 2008, 2009). cis-3- acetato de hexenilo Atrayente (Turlings et al., 1991; Wickremasinghe y van Emden, 1992; Du et al., 1998; Rose et al., 1998; Pow et al., 1999). Atrayente de la localización del hospedero (Webster et al., 2008). Repelente (Nehme et al., 2009). (2R,12Z,15Z)-2- hidroxi-4- oxoheneicosa-12,15- dien-1-il-acetato Antioxidante (Kim et al., 2000). Suprime el daño al hígado (Kawagishi et al., 2001). (5E,12Z)-2-hidroxi- 4-oxoheneicosa- 5,12,-dien-1-il- acetato Suprime el daño al hígado (Kawagishi et al., 2001). 52 Continuación de la tabla 7. (5E,12Z,15Z)-2- hidroxi-4- oxoheneicosa- 5,12,15-trien-1-il- acetato Suprime el daño al hígado (Kawagishi et al., 2001). acetato de linalilo Antibacterial y antifúngico (Hanamanthagouda et al., 2010). Antiinflamatório (Moretti et al., 1997). acetato de nerilo Antibacterial y antifúngico (Dehghan et al., 2007). Antibacterial (Chinou et al., 1996). ácido palmítico Alelopático (Hernyez-Terrones et al., 2007). persealido Citotóxico (Ye et al., 1996). persin Antifúngico (Carman et al., 1998; Carman y Hyley, 1999). Afecta el crecimiento larval (Rodríguez-Saona et al., 1997, 1998b). Causa necrosis en el epitelio de las glándulas mamarias en ratones (Oelrichs et al., 1995). Insecticida y disuasivo de la alimentación (Rodríguez-Saona et al., 1997). Alcanos octano Estimulante de la oviposición (Scarpati et al., 1993). nonano Antibacterial (Chalabian et al., 2006; John et al., 2008b). decano Repelente (Howard, 1987). hexadecano Antibacterial y antifúngico (Zeid, 1998). Disuasivo de la oviposición (Suinaga et al., 1999). Constituyente de feromona sexual (Thibout et al., 1994). 1.2.3. Composición química de los órganos de Persea spp. Los metabolitos secundarios reportados en las hojas de P. americana fueron 55 terpenos, tres aromáticos, 11 fenoles, un furanos, seis flavonas, cuatro ésteres, tres aldehídos, una cetonas, seis alcoholes, 17 alcanos y dos azúcares. En su mesocarpio se registraron 36 terpenos, cinco aromáticos, tres fenoles, nueve furanos, cinco flavonas, una leucoantocianidina, dos ácidos y nueve ésteres, 18 aldehídos, seis cetonas, 11 alcoholes, un triglicérido, cinco alcanos y dos azúcares. En su pericarpio se encontraron dos fenoles, tres flavonas, una leucoantocianidina cuatro alcoholes y dos azúcares; y en sus semillas (incluyendo la cubierta) un fenoles, tres flavonas, una leucoantocianidina, dos ácidos y dos azúcares. En las ramas de P. indica se registraron 13 terpenos y una lactona. En la corteza de P. thunbergii se encontró un aromático, ocho flavonas, una lactona y 26 ligninas. En las flores de P. bombycina se encontraron dos terpenos, un aldehído y un ácido. Por último, en el xilema de P. japonica se registran cuatro terpenos, dos alcaloides, una lignina, cuatro triterpenos. La mayoría de los compuestos se registran en P. americana, debido quizá a que las otras especies han sido menos estudiadas, dada su menor importancia económica. Hasta el momento no se han reportado taninos debido probablemente a que el método de obtención 53 de los compuestos de las diferentes partes de la planta no permite identificar este tipo de compuestos. Para poder entender mejor la actividad de la gran diversidad de los compuestos en la tabla 8 se detalla esta información. Tabla 8. Actividad de los diferentes metabolitos secundarios aislados del género Persea. Diferentes actividades de algunos de ellos estudiadas hasta el momento (cada número representa un compuesto). Tipo de compuesto Alelopáticos, insecticidas, repelentes o disuasivo Defensa contra enemigos naturales (herbívoros y patógenos) Atra- yentes de para- sitoi- des Atrayentes de los polinizadores y de selección del hospedero Atrayentes de los herbívoros y patógenos, estimulante de crecimiento Anticancerígenos , antivirales, antiinflamatorios , antialergénicos, antioxidantes, antibiótico, inmunoestimulan te, antiparasitario, citotóxico Monoterpenos (TM) 2, 4, 5, 7, 8, 9, 10, 11, 13, 17, 18, 19, 21, 22, 24, 25, 26, 27, 29, 30, 31, 32, 33 2, 4, 5, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 16, 17, 18, 19, 21, 22, 23, 24, 25, 26, 27, 29, 30, 31, 32, 33, 34 13, 14, 19, 21, 23, 26, 30, 31, 32 2, 5, 8, 10, 13, 16, 18, 19, 21, 22, 25, 26, 27, 29, 31, 32, 34 4, 5, 7, 8, 10, 12, 13, 14, 16, 17, 18, 19, 21, 24, 25, 26, 27, 29, 30, 31, 32, 33 Sesquiterpenos (TS) 3, 7, 8, 9, 15, 17, 18, 20, 22, 27, 30, 36, 37, 38, 39, 40, 41, 43, 44, 45, 47, 48, 52, 59, 61, 63, 70, 71, 73, 75 2, 3, 7, 8, 9, 10, 11, 14, 15, 16, 17, 18, 20, 21, 22, 24, 25, 27, 29, 30, 31, 32, 33, 34, 35, 36, 37, 39, 40, 41, 42, 43, 44, 45, 46, 47, 48, 52, 58, 59, 60, 63, 64, 69, 70, 72, 73, 74, 75 20, 22, 40, 52, 63, 70 6, 8, 20, 21, 22, 27, 29, 31, 32, 33, 40, 41, 44, 52, 61, 63, 73, 75 7, 8, 9, 15, 16, 17, 20, 21, 22, 24, 27, 31, 34, 37, 42, 43, 44, 45, 47, 51, 52, 63, 64, 70, 72, 73, 74 Diterpenos (TD) 1, 2, 3, 4, 5, 6, 8, 9, 10, 11, 12, 14 8, 3, 12 Triterpenos (TT) 4 2, 4 2, 3, 4, 5 Aromáticos (AR) 1, 2, 3, 6 1, 2, 3, 6 3 3 6 Alcaloides (AL) 4 1, 4 Fenoles (FE) 6, 8, 9, 11, 12, 13, 14 1, 4, 6, 8, 9, 11, 12, 13, 14 5 1, 6, 8, 9, 12, 14 1, 4, 5, 8, 12, 13, 14 Furanos (FU) 8, 13, 15, 18 19 12, 13 Flavonas (FL) 7 3, 7, 8, 10, 12 8, 12 1, 3, 4, 10, 12, 13, 17 54 Continuación de la tabla 8. Ligninas (LI) 1, 2, 3, 7, 10, 13, 18, 27, 28, 30, 31, 32, 33, 34, 35, 36 Lactonas (LA) 4 2, 3 Alcoholes (AH) 1, 5, 18, 19 1, 2, 5, 11, 13, 18, 19 13 11, 13, 11, 13, 15 3, 4, 5, 6, 16, 17, 18, 19 Aldehídos (AD) 16, 17, 25 3, 5, 9, 14, 16, 20, 21, 22, 25 3, 9, 13, 16, 17, 21, 24, 3, 12, 13, 16, 17, 19, 21, 22, 24, 25 Cetonas (CE) 3, 4 7 3 1, 2, 5, 6 Esteres y ácidos (AE) 3, 7, 16, 27 7, 14, 15, 22, 25, 27 16 7, 10, 16, 27 7, 18, 19, 20, 22, 26, 27 Alcanos (AC) 5, 6 4, 6 2 2, 6 1.3 DISCUSIÓN 1.3.1. Consideraciones ecológicas de las mezclas de los metabolitos secundarios Hay muchos factores que pueden estar influyendo en que estas mezclas ocurran con mayor abundancia en un tejido de la planta que en otro, entre los que se puede resaltar los factores genéticos, los bioquímicos y las condiciones ambientales. De acuerdo a la teoría de la defensa óptima, la producción de compuestos defensivos en plantas refleja el riesgo de la herbivoría de un tejido en particular, su valor para la futura adecuación de la planta y el costo de la síntesis de los compuestos químicos (McKey 1974; Rhoades 1979). Considerando el factor bioquímico, Croteau (1987) y Gershenzon (1993) sugieren que algunas mezclas pueden resultar simplemente de ciertas enzimas produciendo múltiples productos; sin embargo, este multiproducto de enzimas probablemente reduce el costo de las mezclas producidas de metabolitos secundarios, el cual puede llegar a ser muy alto. Las mezclas complejas pueden confundir la capacidad de los herbívoros en desarrollar resistencia a todos los compuestos producidos por las plantas, aumentando poco a poco la tasa de resistencia de la defensa de la planta (Pimentel y Bellotti 1976; Schultz 1983), así como incrementar el potencial para atraer a organismos benéficos, como los polinizadores (Bergström 1991). Por otro lado, las mezclas pueden actuar aditivamente o sinergísticamente, de modo que se favorece una adecuada concentración para producir un 55 efecto significativo sobre los enemigos naturales (McKey 1979; Berenbaum 1985; Espinosa-García y Langenheim 1991). 1.3.2. Actividades múltiples de los metabolitos secundarios Estudios realizados por Harborne (1991) han mostrado que múltiples efectos ecológicos pueden se atribuidos a mono-, sesqui-, di- y triterpenoides; Picman (1986), por suparte, probó que las sesquiterpen-lactonas presentan diferentes formas de actividad biológica. Sin embargo, en el cuadro 4 se muestra cómo numerosos monoterpenoides que comúnmente ocurren en mezclas, a veces tienen múltiples efectos, como efecto directo sobre la defensa de la planta contra herbívoros, enfermedades microbiales y contra otras plantas, así como atrayentes de los enemigos naturales de los insectos herbívoros o los polinizadores. Estos compuestos volatiles emitidos por las plantas pueden ser detectados por algún organismo, y este utilizarlo para la localización de su planta hospedero; o ser afectado en alguna parte de su desarrollo por alguno de los compuestos de la mezcla (Ode, 2006). 1.3.3. Variabilidad en el número de actividades de los terpenos Se encontraron compuestos que tuvieron más de una actividad, por ejemplo, compuestos volátiles como el 1,8-cineol, el limoneno, el -mirceno y el -pineno tuvieron cuatro actividades en diferentes especies de plantas, por lo tanto, cada actividad puede estar relacionada con mezclas específicas que formen estos compuestos con otros (Tabla 8). Los compuestos anteriores son monoterpenos, las diferencias estructurales como por ejemplo entre -pineno y el -pineno, es el doble enlace carbono-carbono, esta diferencia le permite al -pineno tener además actividad de atrayente (tabla 8). Otros compuestos, como el eugenol y el -terpineno sólo tienen actividad en la primera línea de defensa; cuando el eugenol es metilado (para formar el metil eugenol) y el -terpineno cambia la posición del doble enlace (para formar el -terpineno) cambia su actividad a ser atrayente de herbívoros y patógenos (Fig. 1. Tablas 1 y 8). El -cubebeno en mezclas con otros compuestos tiene actividad como atrayente de herbívoros utilizado para atraparlos en algunos cultivos (Peacock y Cuthbert 1975; Pearce et al. 1975; Vite et al. 1976; Blight et al. 1978; Minks y Deventer 1978; Kennedy 1979; Peacock et al. 1984; Boutz et al. 1985; Ndiege et al. 1991; 56 Robacker et al. 1992), sin embargo, el -cubebeno tiene más actividad como repelente (Mwangi et al. 1992; Saggar et al. 1997), al parecer por un simple cambio en la posición de un doble enlace de alfa a beta cambia la actividad del compuesto. El germacreno B al encontrarse más reducido por tener un doble enlace de más que el germaneno D, sólo tiene actividad en la primera línea de defensa mientras que el segundo tiene, además, actividad de atrayente de herbívoros y patógenos. 1.3.4. Actividad de los demás compuestos Los diterpenos reportados de este género, presentan como principal actividad antialimentaria; sin embargo, el rianodol, además, presenta efecto insecticida. Ambas actividades pertenecen a la primera línea de defensa. En los fenoles se puede mencionar que hay diferencia en la actividad del ácido cis-clorogénico con el trans-clorogénico porque ambos presentan actividad en la primera línea de defensa pero el ácido trans-clorogénico, además, actúa como atrayente de los enemigos naturales de la planta. Lo mismo se observó con el chavicol y el metil-chavicol, mientras el primero actúa en la primera línrea de defensa, el segundo compuesto tiene actividad de atrayente de herbívoros de la planta. De las lactonas encontradas, únicamente el linderanolido E, isolinderanolidoE y obstusilactona A presenta actividad en la primera línea de defensa de la planta. En algunos alcoholes, los dioles y trioles que tienen doble o triple enlace en la posición 16 se han reportado hasta 4 diferentes actividades en la primera linea de defensa de la planta; el triol que tiene enlace sencillo no presenta actividad. 1.3.5. Atracción de entomófagos Se sabe que el perfume de las flores puede atraer y repeler enemigos naturales de los herbívoros y que las flores difieren intra y interespecíficamente en sus capacidades de atracción (Whitman, 1988). Estos dos factores pueden afectar la tasa de visita de los polinizadores y los entomófagos. Existen muchos ejemplos de depredadores que son atraídos por los químicos producidos por su presa (Greany y Hagen, 1981), pero poco ha sido reportado de los depredadores que son atraídos por los químicos producidos por la planta hospedera (Barbosa y Saunders, 1985; Barbosa y Letourneau, 1988). 57 Los compuestos encontrados en el género Persea que atraen a los parasitoides son monoterpenos y sesquiterpenos, registrándose esta actividad en los compuestos linalool, - ocimeno, -pineno y -farneseno. Probablemente algunos otros terpenos posean esta actividad para lo cual se requieren hacer los estudios respectivos. Por otro lado, como los resultados de esta revisión representan las actividades de los compuestos en diferentes especies de plantas (además de Persea), el hecho de que algunos compuestos funcionen de una manera en otras plantas, no implica necesariamente que funcionen así en Persea spp. Esto puede deberse a que esos mismos compuestos se encuentran en los diferentes géneros formando mezclas con compuestos que pueden estar presentes en un género pero en otro no. 1.3.6. Atrayentes de los polinizadores Aun cuando se ha mencionado que los compuestos volátiles constituyen la primera línea de defensa de la planta, su importancia en otras interacciones, tales como atrayentes de los polinizadores no se puede negar (Raguso y Pichersky 1999; Knudson et al. 1993), por ejemplo, los terpenos y los benzenoides son los compuestos volátiles más comúnmente encontrados en los aromas de las flores (Knudson et al., 1993). Las evidencias sugieren que la atracción de los polinizadores por el aroma sea más antigua que el color de las flores (Harborne, 1988). La función como atrayente de los polinizadores de los compuestos encontrados en el género Persea son monoterpenos, tales como el 1,8-cineol es atrayente de los polinizadores, sin embargo, el 1,4-cineol no se encontró reportada esta actividad; lo mismo se encontro en el cis-ocimeno que tiene actividad de atrayente y el -ocimeno no se econtró reporte de esta actividad en la presente revisión, es posible que los compuestos que no se reportan la actividad no haya sido estudiada (tabla 7). Falta hacer más estudios de atracción para corroborar que los compuestos no registrados como atrayentes lo sean de algún modo. 1.3.7. Compuestos citotóxicos, antivirales y antiinflamatorios. También ha habido interés sobre los efectos anticancerígenos, antivirales, citotóxicos, antialergénicos, antioxidantes, antibióticos, inmunoestimulante, antiparasitario 58 y antiinflamatorios de los MS, debido a que la población humana ha utilizado las plantas como medicina tradicional por muchas generaciones. Estudios como estos son muy importantes, pues el aislamiento y la comprobación de la actividad de los compuestos pueden ayudar a mejorar las condiciones de salud de la humanidad, sobre todo si este tipo de compuestos es producido en los laboratorios a escalas industriales. 1.3.8. Divesidad de compuestos en Persea Se tiene una gran diversidad de metabolitos secundarios en el género Persea; la especie más explotada en téminos económicos es P. americana, aunque en sus hojas es donde más compuestos químicos han sido reportados. Con el fin de mejorar los productos las prácticas de manejo de los cultivos, quizá podrían llevar a la planta con el tiempo (en este caso el aguacate), a perder tanto la diversidad como la concentración de estos compuestos. Solamente se encotraron 42 artículos que reportan los 360 compuestos incluidos en este trabajo, creo que sería importante seguir investigando este género pues permitiría conocer más acerca de la química de estas plantas. Es importante reconocer que falta investigar la presencia de los compuestos más abundantes en otras especies de Persea, en plantas que puedan ser resistentes a determinado tipo de enemigo natural, y conocer los metabolitos secundarios que se encuentren en los diferentes órganos de estas plantas; de esta manera, conocer si hay diferentes compuestos a los ya reportados que les estén proporcionando la resistencia a estas especies. Hay una gran diversidad de metabolitos secundarios, pero no todos se encuentran presentes en todas las especies del género Persea; algunas especies presentan pocos compuestos, creemos que no es que sólo esos estén presentes sino que hay que utilizar otros métodos para aislar otros compuestos como los son, por ejemplo, los compuestos volátiles. En la presente revisión tampoco encontramos que se determinaran compuestos de la respuesta inducida; esto quiere decir, compuestos que se sintetizan después del ataque de algún enemigo natural o daño mecánico. Se puede observar que la especie que tiene mayor diversidad de metabolitos secundarios es la silvestre (Persea americana), puede ser por que ha sido la más estudiada o porque dentro de esta se encuentran incluidas subespecies y diferentes varieadades siendo algunas plantas semisilvestres (tabla 6), se puede decir que 59 estas plantas se encuentren bajo mayor presión de herbívoros y patógenos. Esta diversidad puede apoyar la teoría que establece que la diversidad de compuestos químicos supone que entre comunidades de plantas la defensa de la planta es mayor y más diversa en comunidades de plantas con mayor presión de herbívoros y patógenos que en comunidades de plantas con escasez de estos (Langenheim, 1969). Además, es importante probar en plantas domesticadas (donde se encontraron menos compuestos), si realmente hay redundancia, esto quiere decir que un solo compuesto le proporciona defensa contra un grupo de enemigos naturales, por lo tanto, sufra menos ataque a pesar de tener menor diversidad de MS. Se muestra de manera comparativa la actividad que tienen algunos de los compuestos de las especies del género Persea, algunos compuestos tienen la misma actividad (tabla 7), puede indicar que exista redundancia en los compuestos que contiene el aguacate, pero también un solo compuesto tiene más de una propiedad biológica, como es el caso del -pineno que es bactericida, fungicida, larvicida, repelente, atrayente, insecticida, antioxidante, antiinflamatorio, antiparasitario y anticonvulsivo; sin embargo, no se ha reportado estudios en donde se prueben mezclas de metabolitos secundarios para cuantificar si el efecto de algunos de los compuestos se potencializan en el género Persea. Algunas plantas, como Populus tremuloides tiene pocos compuestos, pero éstos funcionan como defensa de sus enemigos naturales y protección de factores ambientales (Romeo et al., 1995). Al parecer, algunas plantas no necesitan gran diversidad de metabolitos secundarios para defenderse (Hammerschmidt and Schultz, 1996); sin embargo, Romero (1998) en estudios realizados en leguminosas encontró que mezclas de aminoácidos no proteicos son más potentes que estos mismos solos, mostrando que sus interacciones no son redundantes. Aunque los reportes de las diferentes actividades de los compuestos encontrados en Persea spp. fueron probados en compuestos encontrados en distintos géneros; es probable que esto no este ocurriendo en nuestro género de estudio, pues dependiendo del tipo de mezcla en las diferentes especies pudieran presentarse diferentes tipos de actividades. Las hipótesis de la diversidad no están claras aún es importante determinar, si diferentes procesos como el de la domesticación afecta o no la defensa química de la planta. 60 LITERATURA CITADA Abe F., Nagafuji S., Okawa M., Kinjo J., Akahane H., Ogura T., Martínez-Alfaro M. A., y Reyes-Chilpa R. 2005. 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Artículo Científico Rev. Fitotec. Mex. Vol. 32 (1): 19 – 30, 2009 Recibido: 23 de Enero del 2008. Aceptado: 16 de Diciembre del 2008. PATRONES DE VARIACIÓN Y DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA EN FENOTIPOS QUÍMICOS FOLIARES DE Persea americana var. drymifolia PATTERNS OF VARIATION AND GEOGRAPHIC DISTRIBUTION IN FOLIAR CHEMICAL PHENOTYPES OF Persea americana var. drymifolia Guadalupe Torres-Gurrola1*, Salvador Montes-Hernández2 y Francisco J. Espinosa-García1 1Centro de Investigaciones en Ecosistemas, Universidad Nacional Autónoma de México. Antigua carretera a Pátzcuaro No. 8701, Col. ex-Hacienda de San José de la Huerta. 58190, Morelia, Mich. Tel. 01-443-322-27-77 Ext. 42628, Fax 01-443-322-27-19. 2Campo Experimental Bajío, Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias. Km. 6.5 carretera Celaya–San Miguel de Allende. Celaya, Gto. *Autor para correspondencia (gtorres@oikos.unam.mx) RESUMEN Persea americana var. drymifolia (aguacate criollo) en forma sil- vestre se encuentra en bosques con un precario estado de conserva- ción. Se estudió la química foliar de poblaciones de este aguacate ubicadas en el Banco de Germoplasma del Instituto Nacional de In- vestigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias en Celaya, Guanajua- to, uno de los bancos más representativos para esta variedad en México. Se tomaron hojas maduras de 291 árboles correspondientes a 35 accesiones de siete estados del país. Se determinó el perfil quí- mico foliar por cromatografía de gases acoplada a espectrometría de masas. Se cuantificó la concentración de 33 compuestos, de los cua- les se identificaron 28. Los más abundantes fueron estragol y cariofi- leno; cada uno representó más de 10 % de la concentración total de la muestra. La variación química de los árboles clasificada con aná- lisis de conglomerados, mostró grupos y subgrupos con 40 a 60 % de similitud. Los subgrupos químicos que contienen a la mayoría de los árboles a 40 % de similitud se diferenciaron entre sí principalmente por estragol, sabineno y β-cubebeno. Estragol, cariofileno, p- cimeno, β-felandreno y chavicol-metil-éter fueron los componentes característicos en otros subgrupos a una escala de similitud de 60 %. Ningún subgrupo se asoció con una distribución geográfica particu- lar. Se encontró mayor variación entre estados que dentro de ellos, para la mayoría de los compuestos químicos. Palabras clave: Persea americana var. drymifolia, cariofileno, es- tragol, variación fitoquímica. SUMMARY Wild Persea americana var. drymifolia (creole avocado) is found in forests with a precarious conservation state. The foliar chemistry of creole avocados from the Germoplasm Bank of the Instituto Na- cional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias in Celaya, Guanajuato, one of the most representative banks for this avocado variety in México, was estudied. We sampled 291 trees belonging to 35 accessions from seven Mexican states. The foliar chemical profile was determined by gas chromatography coupled to a mass spec- trometer. We found and quantified the concentration of 33 com- pounds, out of which 28 were identified. The most abundant com- pounds were estragole and caryophyllene, each representing over 10 % of the total concentration in the sample. The chemical variation of the trees was classified by a cluster analysis in which groups and sub-groups with 40 to 60 % of similarity were formed. The chemical subgroups containing most of the trees at 40 % of similarity were differentiated mainly by estragole, sabinene and β-cubebene. Es- tragole, caryophyllene, p-cimene β-phellandrene and chavicol- methyl-ether were the characteristic components in other sub-groups with 60 % of similarity. A greater variation was found between the states of México than within them, for most chemical compounds. Index words: Persea americana var. drymifolia, caryophyllene, es- tragole, phytochemical variation. INTRODUCCIÓN El aguacate es originario de las áreas montañosas del centro y este de México, y de partes altas de Guatemala (Williams, 1977), de donde se ha llevado al resto del mundo (Barrientos-Priego y López-López, 1998). Se re- conocen tres razas: Mexicana ( Persea americana var. drymifolia), Guatemalteca (P. americana var. guatema- lensis) y Antillana (P. americana var. americana ). La va- riedad drymifolia produce frutos que se consumen y co- mercializan localmente y se usa como pie de injerto para el cultivar ‘Hass’. Esta variedad también es importante, pues junto con P. americana var. guatemalensis son los progenitores del cultivar ‘Hass’, el más distribuido en el mundo (Fielder et al., 1998). Persea americana var. drymifolia (aguacate criollo) en forma silvestre se encuentra en bosques mesófilos de montaña y de Lauraceas (Challenger, 1998; Lorea- Hernández, 2002) cuyo estado de conservación es muy precario, y cuya superficie original ha disminuido por la apertura de nuevas áreas a la agricultura y la ganadería, sobrepastoreo, incendios forestales, avance de las áreas 99 PATRONES DE VARIACIÓN DE FENOTIPOS QUÍMICOS DE Persea Rev. Fitotec. Mex. Vol. 32 (1), 2009 20 urbanas y la explotación maderera (Challenger, 1998; Lo- rea-Hernández, 2002; Sánchez-Pérez, 1999). Así, una parte considerable de la enorme riqueza fitogenética de Persea spp. está amenazada por la destrucción de estos ecosistemas y por la sustitución de cultivares tradicionales por cultivares mejorados. Una manera de rescatar esta riqueza es a través del es- tablecimiento de bancos de germoplasma; varias institu- ciones mexicanas se han dado a la tarea de conservar, evaluar y documentar los recursos genéticos del aguacate en estos bancos; entre éstos se encuentra el del Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pe- cuarias (INIFAP) en Celaya, México, que contiene aproximadamente 38.5 % del total de las accesiones regis- tradas de diferentes instituciones mexicanas (Barrientos- Priego y López-López, 1998). Sin embargo, el estudio y la caracterización de la variación química del aguacate criollo y del cv. ‘Hass’ (en bancos de germoplasma o en forma silvestre) han tenido poca atención (Bergh et al., 1973; Espinosa-García et al., 2001; Rincón-Hernández et al., 2005), a pesar de que poseen metabolitos secundarios asociados con la resistencia de las plantas contra plagas y enfermedades (Edwards et al., 1993; Espinosa-García, 2001; Langenheim, 2003). Muchos de estos compuestos (p. e., terpenoides) están bajo un fuerte control genético, y pueden ser usados como marcadores para la resistencia contra plagas y patógenos (Lavi et al., 1993a, b; Mha- meed et al., 1995). La variabilidad química en plantas frecuentemente está asociada con la distribución geográfi- ca (Azevedo et al., 2001; Dodd y Rafii, 1994; Goralka y Langenheim, 1995), por lo que es posible que esta asocia- ción también se encuentre en P. americana var. drymifo- lia. La var. drymifolia es rica en metabolitos secundarios antagónicos contra herbívoros y patógenos, particular- mente en terpenoides y fenilpropanoides de los aceites esenciales foliares (Rincón-Hernández et al., 2005; Sa- grero-Nieves y Bartley, 1995), aunque otros compuestos activos también se han encontrado en otros tejidos de la planta (Prabha et al., 1980). El banco de germoplasma de P. americana var. drymi- folia del INIFAP en Celaya, Gto., es uno de los bancos con mejor representación de Persea americana var. dry- mifolia con cerca de 35 accesiones provenientes de nueve estados de México (Barrientos-Priego y López-López, 1998), y su variabilidad genética o química no ha sido es- tudiada. Los objetivos de este trabajo fueron: a) Describir la variación de terpenoides y fenilpropanoides volátiles fo- liares en las accesiones de P. americana var. drymifolia del banco de germoplasma del INIFAP-Celaya; y b) De- tectar si la distribución geográfica del aguacatero criollo está asociada con su composición química foliar. MATERIALES Y MÉTODOS Se tomaron hojas de las accesiones del banco de Ger- moplasma del Campo Experimental Bajío, del INIFAP, en Celaya, Gto. (20o 26’ LN y 103o 19’ LO, a 1750 msnm). En este banco se encuentran entre 1 y 55 árboles de cada una de las accesiones (mediana = 4) de P. ameri- cana var. drymifolia, de entre 30 y 33 años de edad. El sitio tiene clima semicálido subhúmedo, con precipitación media de 600 a 800 mm, y temperatura media entre 18 y 20 oC (García, 1988). En el suelo predominan vertisoles pélicos de alta fertilidad (FAO-UNESCO, 1970). El material analizado procede de accesiones de: Cela- ya, Comonfort, y San Miguel de Allende, en el Edo. de Guanajuato; Tenancingo, Edo. de México; Uruapan y Pe- ribán de Ramos, del Edo. de Michoacán; Tetela del Vol- cán, del Edo. de Morelos; General Terán, del Edo. de Nuevo León; Villa Corregidora, del Edo. de Querétaro; Coscomatepec y Calcahualco, del Edo. de Veracruz. Toma de muestras Se tomaron hojas de 291 árboles provenientes de 35 accesiones de aguacate criollo. Se colectaron dos hojas maduras de cada árbol para determinar su perfil químico. Las colectas se realizaron entre el 11 de junio y el 14 de julio del 2003. Las hojas se colocaron en una bolsa de plástico y transportadas en hielo seco de inmediato al la- boratorio para el análisis químico. Procedimiento de extracción y cuantificación de los metabolitos secundarios Las hojas se dividieron a lo largo de la vena central; una parte se deshidrató en estufa a 80 ºC por 24 h para determinar su peso seco, y la otra mitad se pesó y se ma- ceró en un frasco ámbar de 75 mL con hexano durante una semana. Después, la hoja macerada en hexano se tri- turó con nitrógeno líquido, se añadió hexano y un 1 mg de tetradecano disuelto en hexano como estándar interno. Después de triturar de nuevo, el extracto se filtró y secó con sulfato de sodio anhidro. Se adicionó pirogalol como antioxidante (Sigma-Aldrich®). El extracto se concentró con una corriente suave de N2 hasta 1 mL, y permaneció a -20 ºC hasta su análisis. Las muestras se inyectaron (1 a 2 μL) con inyección dividida 60:1 en un cromatógrafo de gases (Agilent HP6890®), provisto con detector de ionización de flama 100 100 TORRES, MONTES Y ESPINOSA Rev. Fitotec. Mex. Vol. 32 (1), 2009 21 (FID) y una columna capilar HP 5 (fenil metil-siloxano) de 30 m, con un diámetro interno de 0.25 mm y 0.25 μm de recubrimiento. Se usó helio como gas acarreador; in- yector a 250 ºC; presión en el inyector, 86.9 kPa; flujo en el inyector, 67.2 mL min-1; flujo de helio en la colum- na, 1.0 mL min-1; presión de helio en la columna, 86.7 kPa, con una velocidad promedio de 26 cm s-1. El pro- grama de temperatura para el horno fue: temperatura ini- cial 50 ºC, incremento de 20 ºC min-1 hasta llegar a 200 ºC; aumento de 15 ºC min-1 hasta llegar a 280 ºC y au- mento de 20 ºC min-1 hasta llegar a 300 ºC. Algunas muestras fueron analizadas en un cromatógra- fo de gases (Agilent HP6890) acoplado a espectrómetro de masas (Agilent 6890®), equipado con la misma co- lumna usada en FID para determinar la composición quí- mica de los picos cromatográficos. Se usó helio como gas acarreador y las siguientes condiciones: inyector a 250 ºC; presión en el inyector, 8.5 kPa; flujo en el inyector, 63.3 mL min-1; flujo de helio en la columna, 0.5 mL min- 1; presión de helio en la columna, 8.5 kPa, con una velo- cidad promedio de 26 cm s-1. El programa de temperatura para el horno fue el mismo que se usó para las corridas con FID. Identificación y cuantificación de los compuestos químicos Los compuestos químicos se identificaron con la bi- blioteca de espectros de masas NIST 98. Para confirmar las identificaciones se usaron tiempos de retención y es- pectros de masas de compuestos puros (Sigma-Aldrich®): linalol, α-cubebeno, α-pineno, β-pineno, β-mirceno, ane- tol, camfeno, nerolidol, β-cariofileno, limoneno, α- humuleno, y γ-terpineol (Rincón-Hernández y Espinosa- García, 2008). Se verificó la pureza de cada pico median- te el programa MSD ChemStation (Agilent Technolo- gies®) y se nombraron sólo los compuestos químicos cu- yo espectro registró como mínimo 90% de concordancia con el espectro de la biblioteca NIST 98. Para la cuantifi- cación de los compuestos químicos se hizo una compara- ción entre la altura del pico del analito y el estándar inter- no. Se hizo una matriz de concentración de los compues- tos químicos identificados (mg g-1 de hoja seca). Análisis estadístico Se efectuaron dos matrices; una de concentración (mg g-1 de hoja seca del compuesto) y otra de proporciones; esta última expresa la concentración de cada compuesto químico en relación con la concentración total de todos los compuestos presentes en la muestra. En el análisis de agrupamiento se generó un dendrograma con el algoritmo del método de pares de grupos no ponderados con prome- dio aritmético (UPGMA) y distancias de Manhattan. Para la caracterización química de los árboles se hizo una des- cripción jerárquica de las diferencias químicas entre los grupos obtenidos; se tomaron en cuenta sólo los compues- tos con representación mayor a 1 % ± error estándar. La composición de la muestra se comparó con canti- dades relativas de los compuestos en lugar de sus cantida- des absolutas, para evitar confundir factores ambientales y genéticos que pueden influir en la producción de los com- puestos químicos (White y Nilsson, 1984). Se agruparon a los individuos de las localidades por estado en “poblacio- nes” con los datos de latitud, longitud y altitud; las “po- blaciones” se encuentran separadas por al menos 3700 m o por 100 m de altitud. Algunas “poblaciones” son homó- nimas, por lo que se asignaron números progresivos de acuerdo con sus coordenadas geográficas. Se usaron los datos de la matriz de proporciones en el análisis de va- rianza anidado, análisis discriminantes y regresión múlti- ple. RESULTADOS Y DISCUSIÓN En total se estudiaron 18 localidades definidas de acuerdo con sus coordenadas geográficas y el número de individuos de cada población (Cuadro 1). Se encontraron 33 compuestos químicos en la fracción volátil de las hojas de P. americana var. drymifolia; 28 de ellos fueron iden- tificados (Cuadro 2): 10 monoterpenoides (1S-α-pineno, L-β-pineno, sabineno, β-pineno, α-felandreno, p-cimeno, 1R-α-pineno, eucaliptol, cis-β-terpineol y β-linalol); siete sesquiterpenoides (β-cubebeno, α-humuleno, cariofileno, óxido de cariofileno, germacreno D, nerolidol y germa- creno D-4-ol); seis fenilpropanoides (eugenol, eugenol- metil-éter, estragol, anetol, chavicol y chavicol-metil- éter); un acetato (fenol-4-(2-propenil)-acetato) y cuatro alcanos (5-metil-tridecano, octadecano, hexadecano y hep- tadecano). La cantidad relativa promedio de la mayoría de los compuestos fue igual o menor a 2 % (Cuadro 2). Estragol fue el compuesto predominante con 38 % seguido por ca- riofileno con 11 %; p-cimeno, sabineno, β-pineno, anetol, eugenol-metil-éter, germacreno D, hexadecano y óxido de cariofileno se encontraron entre 2 % y 4 %. 1R-α-pineno, eucaliptol, β-linalol, chavicol, 5-metil-tridecano, fenol-4- (2-propenil)-acetato, 1c.n.i.(7.14) (1 compuesto no identifi- cado(tiempo de retención promedio)); 2c.n.i.(7.9) y 2c.n.i.(8.11), son compuestos que se encontraron en proporciones menores de 1 % por lo que únicamente se tomaron en cuenta para el análisis de agrupamiento. 101 PATRONES DE VARIACIÓN DE FENOTIPOS QUÍMICOS DE Persea Rev. Fitotec. Mex. Vol. 32 (1), 2009 22 Cuadro 1. Ubicación de las localidades y número de muestras en cada población de los árboles de P. americana var. drymifolia del Banco de Germoplasma del INIFAP en Celaya, Guanajuato. Número de población Localidad y estado Número de individuos Latitud N Longitud O Altitud (m) 1 Tetela del Volcán, Mor. 6 18 º 48' 99 º 44' 2200 2 Tenancingo, Edo. de Mex. 3 18 º 55' 99 º 35' 2700 3 Coscomatepec 41 19 º 05' 97 º 05' 1500 4 Calcahualco1, Ver. 3 19 º 05' 97 º 10' 1900 5 Calcahualco2, Ver. 9 19 º 05' 97 º 15' 2300 6 Calcahualco3, Ver. 3 19 º 10' 97 º 05' 2050 7 Uruapan, Mich. 11 19 º 23' 102 º 04' 1600 8 Peribán de Ramos, Mich. 13 19 º 31' 102 º 25' 1600 9 Villa Corregidora, Qro. 20 20 º 32' 100 º 28' 1850 10 Celaya1, Gto. 55 20 º 35' 100 º 47' 1700 11 Celaya2, Gto. 11 20 º 40' 100 º 48' 1800 12 Comonfort1, Gto. 33 20 º 40' 100 º 45' 1700 13 Comonfort2, Gto. 12 20 º 42' 100 º 46' 1800 14 Comonfort3, Gto. 17 20 º 44' 100 º 45' 1800 15 Comonfort4, Gto. 10 20 º 42' 100 º 45' 1850 16 Comonfort5, Gto. 29 20 º 45' 100 º 46' 1700 17 Sn M. de Allende, Gto. 5 20 º 55' 100 º 45' 2000 18 General Terán, N.L. 4 25 º 20' 99 º 20' 700 Grupos y subgrupos del banco de germoplasma En el dendrograma se formaron dos grupos principales que no se parecen entre sí (Figura 1). El Grupo I solo contiene 1 % de los árboles y el Grupo II al resto, y éste está integrado por dos subgrupos: el IIA con 1 %, y el IIB con 98 %, y éste está integrado a su vez por dos sub- subgrupos: IIB.1 que representa 49 %, y IIB.2 con 49 %; estos fueron los sub-subgrupos principales, con diferen- cias entre sí de 60 %. El sub-subgrupo IIB1 está integrado por varios conjun- tos que corresponden a 2 % de los árboles, además de dos grandes sub-conjuntos (IIB1b2.1 y IIB1b2.2, cada uno representa 23 %), que son diferentes entre sí en 40 %. Al sub-subgrupo IIB2 lo integran los conjuntos IIB2.a y IIB2.b que tienen 1 % y 48 %, respectivamente, los cua- les difieren en 50 %; el conjunto IIB2.b está integrado por los subconjuntos IIB2b.1 y IIB2b.2 que tienen 18 % y 31 %, los cuales son diferentes entre sí en 20 %. A una escala de diferencia de 10 % se obtuvieron 47 grupos de fenotipos químicos entre todas las muestras. Grupos generados por características químicas. En el análisis discriminante (Cuadro 3), los compuestos que caracterizan a los sub-subgrupos IIB.1 y IIB.2 son: estra- gol; 3c.n.i. (7.77); β-cubebeno y sabineno. Estragol es el compuesto más característico, pues el primer sub- subgrupo contiene la cuarta parte de lo que tiene el se- gundo sub-subgrupo. En los subconjuntos IIB2b.1 y IIB2b.2, estragol es el compuesto que los diferencia; en el segundo subconjunto su proporción es 22 % mayor que la del primero. En los subconjuntos IIB1b2.1 y IIB1b2.2, el compuesto que los diferencia también es estragol, que es nueve veces mayor en el primer subconjunto que en el segundo; cariofileno y p-cimeno están a la mitad en el primer subconjunto que en el segundo. Distribución geográfica del origen de las accesiones según su grupo químico Según su grupo químico, las accesiones tienen una dis- tribución geográfica muy similar (subgrupos IIB.1 y IIB.2), (Figura 2). Para los subconjuntos (IIB1b2.1, IIB1b2.2) que incluyen 49 % de los árboles en la escala de disimilitud de 40 %, tampoco hubo distribución geo- gráfica diferencial, excepto para las accesiones de Nuevo León que pertenecen al subconjunto IIB1b2.1 (Figura 3). Con la escala de disimilitud de 20 %, en los subconjuntos IIB2b.1 y IIB2b.2 nuevamente se encontró una distribu- ción similar, excepto para Nuevo León donde sólo el úl- timo subconjunto tiene representantes (Figura 4). En ge- neral, la distribución geográfica de las accesiones fue muy similar en escalas de disimilitud mayores a 20 %. 102 TORRES, MONTES Y ESPINOSA Rev. Fitotec. Mex. Vol. 32 (1), 2009 23 Cuadro 2. Compuestos volátiles foliares más abundantes en los árboles de P. americana var. drymifolia ubicados en el Banco de Germoplasma INI- FAP en Celaya, Guanajuato. Análisis de varianza anidado de compuestos entre y dentro de los estados. Los valores entre paréntesis representan el porcentaje de la varianza explicada. Media de suma de cuadrados Compuesto Mediana del tiempo de re- tención (min) Porcentaje medio del compuesto (por g de hoja seca) Entre estados Dentro de estados Error estándar (y porcentaje de varianza) 1S-α-pineno 3.3 1.1 ± 0.2 0.2 (13) 0.2 (17) 0.9 (71) L-β-pineno 3.6 2.0 ± 0.2 6.6 (42) 4.0 (26) 5.0 (32) sabineno 3.8 2.4 ± 0.2 1.2 (19) 2.3 (38) 2.7 (43) β-pineno 3.8 3.5 ± 0.3 19.1 (71)*** 5.4 (20)*** 2.2 (08) α-felandreno 3.9 0.4 ± 0.1 1.1 (47) 0.6 (27) 0.6 (26) p-cimeno 4.0 6.8 ± 0.3 12.6 (39) 12.0 (37)* 7.7 (23) 1R-α-pineno 4.0 0.7 ± 0.2 ------------- ---------------- ----------- eucaliptol 4.1 0.5 ± 0.1 ------------- ----------------- ----------- cis-β-terpineol 4.3 1.2 ± 0.1 1.6 (66)*** 0.5 (23)** 0.3 (12) β-linalool 4.7 0.4 ± 0.1 ------------- ----------------- ----------- 1 c.n.i.(5.02) 5.0 0.9 ± 0.2 10.7 (54)* 5.7 (28)* 3.6 (18) estragol 5.4 38.3 ± 1.3 3255.7 (64)** 1130.3 (22)* 725.9 (14) chavicol 5.8 0.1 ± < 0.1 ------------- ----------------- ----------- chavicol-metil-éter 6.1 0.1 ± < 0.1 < 0.1 (10) < 0.1 (27) < 0.1 (60) 5-metil-tridecano 6.3 0.8 ± 0.1 ------------- ----------------- ----------- anetol 6.6 2.3 ± 0.2 1.7 (33) 1.1 (21) 2.3 (46) eugenol-metil-éter 6.7 3.4 ± 0.4 10.3 (11) 26.4 (27) 59.8 (62) fenol-4-(2-propenyl)- acetato 7.0 0.8 ± 0.1 ------------- ----------------- ----------- β-cubebeno 7.0 1.0 ± 0.4 42.0 (32) 31.8 (24) 57.2 (44) cariofileno 7.1 11.2 ± 0.3 6.7 (11) 34.5 (54)* 22.5 (35) octadecano 7.1 1.7 ± 0.2 2.0 (66)*** 0.8 (27)*** 0.2 (7) 1 c.n.i.(7.14) 7.1 0.5 ± 0.1 ------------- ----------------- ----------- eugenol 7.2 0.3 ± 0.2 < 0.1 (0.4) 1.5 (21) 5.6 (78) α-humuleno 7.3 1.7 ± 0.1 0.2 (38) < 0.1 (27) 0.2 (35) germacreno D 7.4 3.1 ± 0.2 1.0 (48) 0.6 (28) 0.5 (24) 3 c.n.i.(7.77) 7.8 1.2 ± 0.1 0.1 (28) 0.1 (26) 0.2 (47) nerolidol 7.8 1.3 ± 0.2 1.9 (30) 3.1 (49)* 1.3 (21) hexadecano 7.9 3.8 ± 0.3 1.8 (10) 10.6 (56)*** 6.7 (35) 2 c.n.i.(7.9) 7.9 0.7 ± 0.1 ------------- ----------------- ----------- 2 c.n.i.(8.11) 8.1 0.8 ± 0.1 ------------- ----------------- ----------- óxido de cariofileno 8.4 2.4 ± 0.2 0.7 (36) 0.5 (24) 0.8 (40) heptadecano 8.5 1.2 ± 0.3 2.3 (6) 14.5 (40) 9.6 (54) germacreno D-4-ol 8.7 1.0 ± 0.1 0.2 (22) 0.3 (33) 0.4 (46) Composición cuantitativa (% de total de compuestos); n = 291; (c.n.i.(T.R.P.)) = compuesto no identificado(tiempo de retención promedio); ----- = compuestos que no se consideraron en el análisis; *, **, ***; Significativo a P ≤ 0.05, P ≤ 0.01, y P ≤ 0.001. Cuadro 3. Resultado del análisis de discriminantes que se hizo en cada grupo de árboles de P. americana var. drymifolia del Banco de Germoplasma INIFAP en Celaya, Guanajuato. Solamente se registraron los compuestos que diferenciaron a cada grupo. Compuestos Media Media Error estándar F Significancia Grupo IIB.1 Grupo IIB.2 estragol 18.5 69.2 *** 1.2 620.1 *** 3 c.n.i.(7.77) 0.2 0.1 *** < 0.1 11.7 *** β-cubebeno < 0.1 0.5 * 0.3 5.6 * sabineno 0.9 0.5 * 0.1 4.0 * Grupo IIB2b.1 Grupo IIB2b.2 estragol 59.1 75.6 0.8; 0.6 259.9 *** Grupo IIB1b2.1 Grupo IIB1b2.2 estragol 34.9 3.6 1.0 562.3 *** cariofileno 4.0 6.6 0.5 6.9 ** p-cimeno 1.7 3.3 0.4 5.6 * α-felandreno 0.1 0.3 0.1 4.1 * 1 c.n.i.(5.02) 0.4 0.4 0.1 6.4 * chavicol-metil-éter < 0.1 < 0.1 < 0.1 4.1 * (c.n.i.) = Compuesto no identificado, *, **, ***; Significativo a P ≤ 0.05, P ≤ 0.01, y P ≤ 0.001. 103 PATRONES DE VARIACIÓN DE FENOTIPOS QUÍMICOS DE Persea Rev. Fitotec. Mex. Vol. 32 (1), 2009 24 Figura 1. Dendrograma de disimilitudes de 219 árboles de Persea americana var. drymifolia del banco de germoplasma del INIFAP en Celaya, Gto. Cada línea que toca el eje de las X representa a un árbol. Figura 2. Mapa que presenta la distribución de los grupos de individuos IIB.1 y IIB.2, de Persea americana var. drymifolia relacionado con el dia- grama de conglomerados. II B1 y B2 IIB.1 IIB.2 1 2 Individuos 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 110 P or ce nt aj e de d is im ili tu d I II IIA IIB IIB1b2.1 IIB1b2.2 IIB2 IIB1 IIB1b IIB1b2 IIB1b1 IIB1a IIB2b1 IIB2b2 IIB2b IIB2a IA IB 104 TORRES, MONTES Y ESPINOSA Rev. Fitotec. Mex. Vol. 32 (1), 2009 25 Figura 3. Mapa que presenta la distribución de los grupos de individuos IIB1b2.1 y IIB1b2.2 de Persea americana var. drymifolia, relacionado con el diagrama de conglomerados. Figura 4. Mapa que presenta la distribución de los grupos de individuos IIB2b.1 y IIB2b.2 de Persea americana var. drymifolia, relacionado con el diagrama de conglomerados. 105 PATRONES DE VARIACIÓN DE FENOTIPOS QUÍMICOS DE Persea Rev. Fitotec. Mex. Vol. 32 (1), 2009 26 Variación química dentro y entre estados Tres a 19 localidades se anidaron dentro de cinco es- tados (Cuadro 2); el porcentaje de variación explicada fue mayor entre estados que dentro de cada estado (64 a 72 % y 20 a 56 %, respectivamente). De estos resultados, β-pineno, cis-β-terpineol, 1c.n.i.(5.02), estragol, octadeca- no presentaron diferencias (P ≤ 0.05) entre estados y de- ntro de ellos; p-cimeno, cariofileno, hexadecano y neroli- dol sólo presentaron diferencias dentro de estados. En el resto de los compuestos no hubo diferencias ni entre ni dentro de estados. Proporción de compuestos más abundantes en las localidades En los compuestos más abundantes (Figura 5) se en- contró que β-pineno fue mayor en General Terán, N. L. (13 %), y no se encontró en Calcahualco3, Ver. (Figura 5a); p-cimeno en Uruapan, Mich. tuvo el porcentaje más alto (13 %) y el más bajo en Calcahualco1, Ver. (2 %) (Figura 5b); estragol fue el más abundante de todos los compuestos presentes, y su porcentaje más alto lo tuvie- ron Tetela del Volcán, Mor. (55 %) y Tenancingo, Edo. de México (55 %), mientras que el menor porcentaje fue en Coscomatepec, Ver. (23 %) (Figura 5c). El mayor porcentaje de eugenol-metil-éter lo presentó Calcahual- co3, Ver. (8 %) y el menor Villa Corregidora, Qro. (1 %) (Figura 5d); cariofileno presentó un patrón muy esta- ble entre 9 y 12 %, excepto en San Miguel de Allende, Gto. (16 %) (Figura 5e); germacreno D observó el mayor porcentaje en Peribán de Ramos, Mich. (6 %) y el más bajo en Comonfort2, Gto. (1 %) (Figura 5f); finalmente, hexadecano manifestó el valor más alto en Peribán de Ramos, Mich. (8 %) y el más bajo en Calcahualco1, Ver. (1 %) (Figura 5g) Correlación entre la localización geográfica y la incidencia de los compuestos volátiles En tres de los análisis de regresión múltiple cuyas va- riables independientes fueron altitud, latitud y longitud (Cuadro 4), se produjeron modelos estadísticamente signi- ficativos para explicar la concentración de β-pineno, p- cimeno, estragol, eugenol-metil-éter y hexadecano, des- pués de aplicar la corrección de Bonferroni. Sin embargo, las R2 de los modelos son muy bajas, por lo que posible- mente no sean de relevancia biológica. No se encontró relación entre el aumento de la latitud y la concentración de los compuestos más abundantes de las localidades muestreadas en el banco de germoplasma (Figura 6). β-pineno fue en aumento hasta llegar a 19º23’ LN en Uruapan, Mich. (4 %), y luego disminuyó y volvió a aumentar hasta los 25º20’ LN en General Terán, N.L. (6 %). Cariofileno aumentó y disminuyó constantemente a lo largo del gradiente, con un valor máximo en General Terán (13 %); p-cimeno tuvo el mismo patrón que el an- terior, con su valor más alto a 19º23’ LN en Uruapan (5 %), después disminuyó y se estabilizó en General Te- rán (3 %). Hexadecano presentó el mismo patrón ante- rior, con el valor más alto a 19º31’ LN en Peribán de Ramos, Mich. (3 %). Eugenol-metil-éter, estragol y ger- macreno D no mostraron patrón alguno, aunque se obser- vó variación a lo largo del gradiente latitudinal (Figura 6). Cuadro 4. Resumen del análisis de regresión linear múltiple para los compuestos foliares más abundantes encontrados en los árboles de P. america- na var. drymifolia del Banco de Germoplasma INIFAP en Celaya, Guanajuato. Compuestos Factor de ubicación geográfica Beta t(287) Longitud 0.2 ± 0.1 2.9** β-pineno: R = 0.2, F(2,288) = 7.1, Error estándar del estimado= 4.3 Altitud -0.1 ± 0.1 -2.5* p-cimeno: R = 0.2, F(1,289) = 12.2, Error estándar del estimado= 5.0 Longitud 0.2 ± 0.1 3.5*** Longitud 0.2 ± 0.1 2.3* Altitud 0.2 ± 0.1 3.9*** Estragol: R = 0.3, F(3,287) = 13.1, Error estándar del estimado= 20.3 Latitud 0.2 ± 0.1 3.1** Longitud -0.2 ± 0.1 -3.5*** Eugenol-metil-éter: R = 0.2, F(2,288) = 7.9, Error estándar del esti- mado= 6.6 Altitud -0.1 ± 0.1 -1.9 ns Longitud 0.1 ± 0.1 1.2 ns germacreno D: R = 0.1, F(2,288) = 1.4, Error estándar del estima- do= 2.9 Altitud -0.1 ± 0.1 -1.2 ns hexadecano: R = 0.2, F(1,289) = 10.3, Error estándar del estimado= 4.3 Longitud 0.2 ± 0.1 3.2** La regresión tiene como variables independientes: latitud, altitud y longitud. Se aplicó la corrección de Bonferroni, por lo que la significancia equivalente a P < 0.05 quedó en P < 0.007; ns = No significativo, ***; Significativo a P ≤ 0.001. 106 TORRES, MONTES Y ESPINOSA Rev. Fitotec. Mex. Vol. 32 (1), 2009 27 El banco de germoplasma mostró alta variación en los perfiles químicos de P. americana var. drymifolia, mani- festada en árboles que crecieron en el ambiente del banco de germoplasma; esto sugiere que los perfiles están de- terminados genéticamente. La presencia y concentración de estragol, compuesto mayoritario en aguacate criollo, tiene base genética. Los terpenos están bajo un fuerte con- trol genético en otras especies arbóreas ( Gershenzon et al., 2000; Langenheim y Stubblebine, 1983; McConkey et al., 2000), y es posible que también lo estén en el aguacate criollo, de acuerdo con la variación manifestada en un ambiente común representado por el banco de ger- moplasma. Más aún, muchas especies muestran diferen- cias genéticas en la formación de terpenoides (Mihaliak et al., 1989; Mithen et al., 1995; Shonle y Bergelson, 2000). Por ello aquí se postula que las diferencias quími- cas encontradas en el aguacate criollo son una buena re- presentación de la variación genética de esta variedad de aguacate. La mayor parte de los árboles de aguacate quedaron agrupados en conjuntos de fenotipos químicos con 40 a 80 % de similitud, sin diferencias significativas en la distri- bución geográfica de las accesiones (Figuras 2 a 4). Esto indica que dentro de las localidades de origen y entre los estados hay variación alta que posiblemente se originó tempranamente en la historia de la diseminación del agua- cate criollo. No obstante, también se encontró amplia va- riación y diferenciación entre las localidades de origen del aguacate criollo y los estados donde se ubican (Cuadro 2; Figura 6). La mayor variación entre estados que dentro de ellos sugiere diferenciación genética, que coincide con lo encontrado en P. americana donde la razas antillana, gua- temalteca y mexicana difieren química y genéticamente entre sí (Bergh et al., 1973); también es similar a lo en- contrado en muchas coníferas (Dodd y Rafii, 1994; Na- va-Cruz et al., 2006; Naydenov et al., 2005). Pero es contrario a lo encontrado en otras coníferas ( Rafii et al., 1992; Rudloff y Lapp, 1989; Zavarin et al., 1976), y en la laurácea Umbellularia californica (Goralka y Langenheim, 1995) donde la variación mayor dentro de las poblaciones se atribuye a un alto flujo génico entre ellas. La variación en los perfiles químicos promedio de las localidades estudiadas (Figura 6), sugiere diferenciación posiblemente reciente que podría estar relacionada con el conjunto de herbívoros y patógenos propios de cada loca- lidad. Una diferenciación de este tipo se ha encontrado en los terpenos de Pinus ponderosa, donde los herbívoros determinan perfiles químicos de las poblaciones (Sturgeon, 1979). En cada población de aguacate se ob- servó un fenotipo químico promedio diferente (Figura 6), en donde los compuestos más concentrados difieren entre poblaciones (Figura 5). Estas diferencias químicas pueden ser determinantes en interacciones bióticas; por ejemplo, los pinos con mayor concentración de β-pineno son menos atacados que los que contienen menor cantidad de este compuesto (Snyder, 1992), al igual que ocurre en otras especies de pinos (Zavarin et al., 1990 , 1993). El fenoti- po químico promedio de cada población probablemente está determinado por su ambiente biótico particular y re- fleja un perfil químico adaptado a este ambiente. Los re- sultados muestran mosaicos geográficos de interacciones bióticas, las que a su vez pueden estar determinadas por metabolitos secundarios (Thompson, 2005), lo que expli- caría la variación en los fenotipos químicos promedio de las localidades. A escala individual, el fenotipo químico determina en muchas ocasiones la susceptibilidad del individuo a herbí- voros y patógenos ( Edwards et al., 1993; Espinosa- García et al., 2001; Langenheim, 2003); en la interacción aguacate criollo-Trioza los árboles con más concentración de estragol tienen menos agallas foliares (Rincón- Hernández y Espinosa-García, 2008). En el presente estudio el estragol es el único compues- to que presentó relación significativa positiva con la alti- tud, latitud y longitud geográficas, mientras que el β- pineno, p-cimeno, estragol, hexadecano y eugenol-metil- éter se relacionaron solamente con la longitud; los prime- ros cuatro se relacionan de forma positiva y el último en forma negativa (Cuadro 4). Esto no es sorpresivo pues la incidencia de varios terpenoides está relacionada con la altitud, latitud y longitud en algunas especies de pináceas (Hengxiao et al., 1999; Lockhart, 1990), lamiáceas (Azevedo et al., 2001) y asteráceas (Zidorn y Stuppner, 2001). También se ha encontrado que la incidencia de al- caloides se relaciona con la altitud y latitud (Levin, 1976; Moody, 1978). Estos gradientes geográficos en la abun- dancia de los metabolitos secundarios se han interpretado en función de la intensidad del gradiente de presión de selección ejercido por herbívoros y patógenos (Levin y York, 1978; Salmore y Hunter, 2001). Para los compues- tos del aguacate criollo que variaron en gradientes, es po- sible que la presión de herbívoros y patógenos estén co- rrelacionadas con estos compuestos, aunque aún no hay evidencia contundente de ello (Rincón-Hernández y Espi- nosa-García, 2008). Puesto que el estado de conservación de bosques de P. americana var. drymifolia es muy precario (Challenger, 1998; Lorea-Hernández, 2002), la conservación de la va- riación genética de esta especie al menos en bancos de germoplasma resulta crucial. El banco de germoplasma estudiado concentra genotipos de diferentes lugares en donde probablemente ya no existan individuos de estas 107 PATRONES DE VARIACIÓN DE FENOTIPOS QUÍMICOS DE Persea Rev. Fitotec. Mex. Vol. 32 (1), 2009 28 poblaciones. Más aún, también conserva una amplia va- riación química que representa a los estados del centro del país, incluido el eje neovolcánico donde se cree que se originó esta variedad de aguacate (Barrientos-Priego y López-López, 1998). El Banco de Germoplasma del INI- FAP- Celaya debería de seguir siendo conservado y pro- tegido. Estos resultados también muestran que hay dife- renciación significativa entre aguacates criollos de dife- rentes estados, por lo que sería importante que si no se pueden conservar las poblaciones en estado silvestre, de- bería de haber un programa efectivo para rescatar el ger- moplasma de las poblaciones que no están representadas en los bancos de México. La conservación de este banco de germoplasma permitiría en un futuro regenerar las áreas que han sido perturbadas, recuperar los bosques perdidos y servir como fuente de genes de resistencia para las variedades comerciales de aguacate. 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 0 2 4 6 8 10 12 14 16 β - p i n e n o (% ) a 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 0 20 25 30 35 40 45 50 55 60 65 E s t r a g o l (% ) c 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 0 2 4 6 8 10 12 14 16 24 C a r i o f i l e n o (% ) e 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 0 2 4 6 8 10 12 p - c i m e n o (% ) b 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 11 E u g e n o l m e t i l é t e r ( % ) d 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 O r i g e n d e á r b o l e s 0 1 2 3 4 5 6 7 G e r m a c r e n o D (% ) f 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 O r i g e n d e á r b o l e s 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 H e x a d e c a n o (% ) g Figura 5. Porcentajes promedio de los compuestos más abundantes en hojas de 286 árboles de Persea americana var. drymifolia, con su respectivo error estándar. Los números en el eje de las X representan: 1, Tetela del Volcán, Mor.; 2, Tenancingo, Edo. de México; 3, Calcahualco1, Ver.; 4, Calcahualco2, Ver.; 5, Calcahualco3, Ver.; 6, Uruapan, Mich.; 7, Peribán de Ramos, Mich.; 8, Villa Corregidora, Qro.; 9, Celaya1, Gto.; 10, Ce- laya2, Gto.; 11, Comonfort1, Gto.; 12, Comonfort2, Gto.; 13, Comonfort3, Gto., 14, Comonfort4, Gto.; 15, Comonfort5, Gto.; 16 San Miguel de Allende, Gto.; 17, General Terán, N.L. y 18 Coscomatepec, Ver. (a) β-pineno, (b) p-cimeno, (c) estragol, (d) eugenol metil éter, (e) cariofileno, (f) germacreno D y (g) hexadecano. Origen de árboles Origen de árboles Origen de árboles 108 TORRES, MONTES Y ESPINOSA Rev. Fitotec. Mex. Vol. 32 (1), 2009 29 0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 P o b l a c i o n e s P o r c e n t a j e Serie1 Serie2 Serie3 Serie4 Serie5 Serie6 Serie7 β-pineno p -cimeno eugenol metil éter cariofileno germacreno D hexadecano estragol 72 68 22 30 26 30 46 23 58 53 50 34 42 61 52 42 53 48 73 Figura 6. Porcentaje de compuestos en hojas de Persea americana var. drymifolia provenientes de 18 localidades con un gradiente latitudinal de 18º48’ LN en la localidad 1 hasta 25º20’ LN en la localidad 18. Los números en el eje de las X representan con: 1, Tetela del Volcán, Mor. 2, Te- nancingo, Edo. de Méx. 3, Coscomatepec, Ver. 4, Calcahualco1, Ver. 5, Calcahualco2, Ver. 6, Calcahualco3, Ver. 7, Uruapan, Mich. 8, Peribán de Ramos, Mich. 9, Villa Corregidora, Qro. 10, Celaya1, Gto. 11, Celaya2, Gto. 12, Comonfort1, Gto. 13, Comonfort2, Gto. 14, Comonfort3, Gto. 15, Comonfort4, Gto. 16, Comonfort5, Gto. 17 San Miguel de Allende, Gto. y 18, General Terán, N.L. Estos resultados sugieren que las áreas de distribución natural del aguacate criollo en México, que no están re- presentadas en el banco de germoplasma de INIFAP, po- seen fenotipos químicos únicos que deberían de conser- varse en éste u otros bancos de germoplasma. CONCLUSIONES El aguacate criollo es un taxón muy variable química- mente, posiblemente debido a su variación genética. Esta variación química podría ser importante para identificar árboles con fenotipos químicos relevantes y como fuente de genes de resistencia contra plagas y enfermedades de variedades comerciales de aguacate. Los compuestos predominantes en Persea americana var. drymifolia fueron estragol (22 a 72 %) y cariofileno (9 a 16 %), pero la abundancia de éstos y los otros com- puestos en los árboles varían de acuerdo con su localidad de origen. AGRADECIMIENTOS Al Centro de Investigaciones en Ecosistemas, UNAM (POFJEG) y al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (Proyecto 34895-V otorgado a FJEG), por el apoyo eco- nómico. Al geógrafo Jesús Fuentes Junco, por la elabora- ción de los mapas. A la Biól. Yolanda García, R., Biól. Ángel Bravo M. y M. C. Heberto Ferreira por su ayuda técnica. Al CONACyT por la beca que otorgó a la prime- ra autora durante sus estudios de doctorado en Ciencias Biomédicas de la UNAM. BIBLIOGRAFÍA Azevedo N R, I F P Campos, H D Ferreira, T A Portes, S C Santos, J C Seraphin, J R Paula, P H Ferri (2001) Chemical varia- bility in the essential oil of Hyptis suaveolens. Phytochemistry 57:733-736. Barrientos-Priego A F, L López-López (1998) Historia y genética del aguacate. In: Memoria Fundación Salvador Sánchez Colin. CICTAMEX S.C. Coatepec Harinas, México. pp:33-51. Bergh B O, R W Scora, W B Storey (1973) A comparison of leaf ter- penes in Persea Subgenus Persea. Bot. Gaz. 134:130-134. 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Espinosa-García a,* aCentro de Investigaciones en Ecosistemas, Universidad Nacional Autónoma de México campus Morelia, Antigua Carretera a Pátzcuaro No. 8701 Col. Ex-Hacienda de San José de La Huerta C.P. 58190 Morelia, Mich., México b Instituto de Química, Universidad Nacional Autónoma de México, Circuito Exterior s/n, Cd. Universitaria, Coyoacán, C.P. 04510, México D.F, México a r t i c l e i n f o Article history: Received 24 June 2010 Accepted 25 January 2011 Available online 22 February 2011 Keywords: Chemical diversity Herbivory Gall insect Geographic provenance Terpenoid and propenylbenzene blends a b s t r a c t The role of phytochemical diversity in plant defense was studied using the specialist herbivore Trioza anceps Tuthill (avocado gall-forming insect), and the volatile fraction of the foliar chemicals of its host, the creole avocado (Persea americana var. drymifolia (Schect. & Cham.) Blake). Two hypotheses were tested: a) plant defense is determined by phyto- chemical diversity, and b) plant defense is determined by single compounds or specific blends of compounds. Simple and multiple regressions and a size and shape analysis (which considers the compounds relative and absolute concentrations within the leaf blend) were used to test these hypotheses. Simple regressions of gall incidence and chemical diversity and the tree origin elevation and latitude were very weak. The linear multiple regression to explain gall incidence with 33 foliar compounds and geographical data produced a model with low predictive power (R2 ¼ 0.13). The size and shape analysis showed intraspecific variation in leaf chemical profiles among five tree groups, classified by the number of galls per 10 cm2 of leaf. Discriminant analysis separated clearly the tree groups’ chemical profiles through specific compounds. These results suggest that the gall incidence is associated with specific chemical profiles, rather than to high or low foliar phytochemical diversity.  2011 Elsevier Ltd. All rights reserved. 1. Introduction To explain the diversity of plant secondary metabolites one hypothesis proposes that high chemical diversity provides high protection to the plant (the high diversity-high defense hypothesis) (Jones and Lawton, 1991; Firn and Jones, 2003) and that this high diversity is selected for by high herbivore pressure (Jones and Lawton, 1991; Langenheim, 1994). Thus, it is expected that higher chemical diversity will be found in low elevation or latitude, where herbivore and pathogen pressure are high (Langenheim, 1984) than in high elevation or latitude, where herbivore and pathogen pressure is low (Hengxiao et al., 1999). Few studies have shown experimentally that a highly diverse blend of secondarymetabolites in a plant tissue could reduce herbivore attack better than a less diverse blend (Adams and Bernays, 1978; Castellanos and Espinosa-García, 1997). Several studies relate secondary metabolite abundance or toxicity with latitudinal an elevation gradients (e.g. Levin, 1976; Levin and * Corresponding author. Tel.: þ52 443 322 27 21; fax: þ52 443 322 27 19. E-mail address: espinosa@oikos.unam.mx (F.J. Espinosa-García). 1 Tel.: þ52 443 322 27 21; fax: þ52 443 322 27 19. Contents lists available at ScienceDirect Biochemical Systematics and Ecology journal homepage: www.elsevier .com/locate/biochemsyseco 0305-1978/$ – see front matter  2011 Elsevier Ltd. All rights reserved. doi:10.1016/j.bse.2011.01.011 Biochemical Systematics and Ecology 39 (2011) 102–111 112 Author's personal copy York, 1978; Hengxiao et al., 1999; Zidorn and Stuppner, 2001), but few relate these gradients with secondary metabolite diversity (e.g. Langenheim, 1994; Rincón-Hernández and Espinosa-García, 2008). Resistance to herbivores and pathogens could also be explained by the effects of single compounds (Jones and Firn, 1991; Östrand et al., 2008) or particular secondary metabolite blends (the specific blend hypothesis) (e.g. Adams and Bernays, 1978; Berenbaum and Zangerl, 1993; Macel et al., 2005). In plant populations of the same species, the chemical profile variation among individuals is frequently discrete; i.e., a group of individuals share a phytochemical profile, or chemical phenotype, different from that of other groups (Snyder, 1992; Latta et al., 2003; Torres-Gurrola et al., 2009). The relative and absolute concentrations of secondary metabolites in those profiles can be very important in determining the defense of the plants (e.g., Snyder, 1992; Poelman et al., 2009; Yarnes et al., 2008) influencing patterns of multidimensional biotic plant interactions (Stamp and Yang, 1996; An et al., 2001; Barbehenn et al., 2001). The criollo avocado tree Persea americana Mill var. drymifolia [Schect. & Cham.] Blake, Lauraceae, is rich in blends of terpenoids and propenylbenzenes, which are antagonistic to herbivores and pathogens (e.g. Sneh and Gross, 1981; Montes et al., 1981; Sagrero-Nieves and Bartley, 1995; Hennessey et al., 1995). Furthermore, in Hass avocado (P. americana Mill. cv. Hass) groups of chemical phenotypes have been associated with the differential incidence of certain pests and pathogens (Espinosa-García et al., 2001). In the field that houses the avocado germplasm bank of the National Institute for Agricultural, Livestock, and Forestry Research ofMexico (INIFAP; Instituto Nacional de Investigaciones Forestales y Agro Pecuarias), we noticed a differential attack of the leaf gall insect specialist Trioza anceps Tuthill (Triozidae) on P. americana var. drymifolia; some trees were attacked heavily while others were not, evenwhen theywere neighbors with touching canopies. This insect attacks young andmature leaves (Wolfenberger and Colburn,1966; Hollis andMartin,1997). Because some gall insect species may induce changes in the leaf chemistry, the abundance of 23 foliar volatile compounds in creole avocado trees were analyzed in gall-free leaves and areas with and without galls within a leaf. No evidence of insect-induced change in the leaf chemical volatile profile was found (Torres-Gurrola and Espinosa-García, unpublished results, available upon request). The following predictions derived from the high diversity-high defense and the specific blend hypotheses were tested: (a) The foliar chemical diversity in the leaves of P. americana var. drymifolia is negatively associated with the incidence of the insect T. anceps; (b) Latitude and elevation of origin of the avocado trees is negatively correlated with foliar chemical diversity and positively correlated with T. anceps incidence; and (c) The incidence of T. anceps in the creole avocado leaves is associated with a single compound or with specific chemical profiles instead of the leaf phytochemical diversity. 2. Materials and methods 2.1. Study site The INIFAP germplasm bank is located in an experimental field in Celaya, Guanajuato, México, at the 6.5 km mark on the Celaya-San Miguel de Allende highway (20 260 N; 103 190 W; 1750 masl). 2.2. Sample processing and chromatographic analysis Two mature leaves were randomly selected from each of 291 20–30 years old trees (representing 35 provenance sites) planted in the germplasm bank. Provenance data (latitude, longitude, and altitude) were reported by Torres-Gurrola et al. (2009). The number of galls on each leaf was counted with a 10 cm2 square frame placed at random on the leaf surface. The leaves, which might include galls, were divided in half along the mid vein; one half was dried four days at 80 C to obtain the dry weight; the other half was put in a 75 mL amber flask with hexane and 1 mg of n-tetradecane as internal standard. The latter samples were maintained for one week at 4 C. Then, the half of the leaves from each tree was ground in liquid nitrogen to a fine powder and more hexane was added to the flask. This process of grinding with periodical extract removal and fresh hexane addition was repeated until the extract was clear. The collected extract was filtered, dried with sodium sulfate, and concentrated to 1.0 mL under a N2 current. For analysis, 1 mL of this extract was injected into a chromatograph. Each sample was injected (split injection 60:1) into an Agilent HP6890 gas chromatograph equipped with an HP-5 capillary column (length: 30 m, inner diameter: 0.25 mm) (5% phenyl- 95% polymethyl-siloxane) and a flame ionization detector (FID). Operating conditions for the GC were as follows: helium (99.99% purity) carrier gas, constant pressure at 20 psi (1 psi ¼ 6894.76 Pa); the initial oven temperature was 50 C, then it was increased at 20 C min1 to reach 200 C and then it was maintained at that temperature for 7.5 min; next, the temperature was increased at 15 C min1 to reach 280 C and then it was maintained at that temperature for 12.8 min, and finally it was increased at 20 C min1 to reach 300 C. The total GC analysis time was of 16.98679 min. The injection port temperature was 250 C. The injection volume was 2 mL. Detector at 350 C; flow rate of 1 mL min1 and 12.57 psi within the column; some samples were also injected into a gas chromatograph coupled with a mass spectrometer (Agilent GC-MS 6890-5973) equipped with the NIST 98 spectral library to identify the peaks recorded in the GC-FID runs. The column and the conditions used in the GC-MS were the same as G. Torres-Gurrola et al. / Biochemical Systematics and Ecology 39 (2011) 102–111 103 113 Author's personal copy those used in the GC-FID, except that the helium flux was 0.5 mL min1, and the pressure was 1.23 psi within the column. The MS was operated in electron ionization (EI) mode at 70 eV with a transfer line temperature of 280 C, and full scan (35– 550 m/z). A peak was identified only when the mass spectrum showed a 90% or more match with a spectrum from the NIST 98 library. Peak purity was verified with the Agilent MSD Chemstation software. The identity of the following compounds was confirmed by injecting pure GC-MS standards (Sigma-Aldrich) to verify the retention time and spectrum: linalool, a-cube- bene, a-pinene, b-pinene, b-myrcene, anethole, camphene, nerolidol, b-caryophyllene, limonene, a-humulene, and g-terpineol. A list of all compounds found in the volatile fraction of creole avocado leaves was reported elsewhere (Rincón-Hernández et al., 2005). 2.3. Data analysis A chromatogram for each sample was obtained and each peak height was standardized in units of mg g1 dry weight, relative to the internal standard. The resulting chromatographic profiles were compared in terms of the peak retention times relative to n-tetradecane. We analyzed 33 (thosewith relative concentrations1% in at least one sample) out of 102 volatile compounds found in the foliage of the trees in the germplasm bank (Torres-Gurrola et al., 2009). All peaks with concentrations 1% were included in a matrix of compounds by sites. Biochemical diversity was calculated with the Shannon index, which takes into account the number of compounds present in the sample and their concentrations (Lindig-Cisneros et al., 2002). Stepwise multiple regression analyses were performed with the compounds as independent variables and gall density as the dependent variable. A multiple regression analysis was also used to determine whether biochemical diversity and the accession latitude, altitude, or longitude were associated with gall density. Principal component analysis was used to determine phytochemical differences among five groups of trees with various gall densities (described below). For this, 33 compoundswere selected on the basis of high ormedium concentration and high variance: a) propenylbenzenes: eugenol; eugenol methyl ether; estragole; anethol; chavicol; chavicol methyl ether; b) acetates: phenol, 4-(2-propenyl)-, acetate; c) alkanes: tridecane, 5-methyl; octadecane; hexadecane; heptadecane; d) monoterpenoids: 1S-a-pinene; L-b-pinene; sabi- nene; b-pinene; a-phellandrene; p-cimene; 1R-a-pinene; eucalyptol; cis-b-terpineol; b-linalool; e) sesquiterpenoids: b-cubebene; a-humulene; caryophyllene; caryophyllene oxide; germacrene D; nerolidol; germacrene D-4-ol; and f) five unidentified compounds. 2.4. Size and shape analysis To understand plant–herbivore interactions mediated by secondary compounds blends it is necessary to understand the chemical profiles (relative concentrations of secondary compounds within the blend) and the absolute concentrations of the compounds within the blend. Size and shape analysis studies allometric variation among variables that determine the size and shape of an organism attribute (Mosimann and James, 1979; Boecklen and Price, 1989; Boecklen et al., 1991) and it has been used to study phytochemical phenotypes in oaks on the basis of absolute (concentrationsmg g1 of dry leaf) and relative (proportion of total) concentrations of secondary metabolites (Yarnes et al., 2006, 2008). We used size and shape analysis to determine whether the compositions and concentrations of blends of foliar volatile compounds were related to the incidence of galls. The individual trees were grouped into five categories, based on a foliar gall density gradient (in galls per 10 cm2): 84 individuals had 0; 96 individuals had 1–5; 71 individuals had 6–15; 29 individuals had 16–25; and 11 individuals had 26 ormore. This grouping is arbitrary, but although themost biologically significant groups are those with trees with no galls and those with very high density of galls, the intermediate groups provided a gall incidence gradient where trends in changes in the volatile profiles could be detected. Other indices to group herbivory intensity use a logarithmic scale e.g. Dirzo and Domínguez (1995); Benitez-Malvido et al. (1999), but they appear equally arbitrary. We found no other grouping method without this arbitrary component. First, we compared tree categories with respect to the logeþ1-transformed concentrations of each compound in the blend (size). We calculated the geometric mean of the size variables and then created shape variables by subtracting the logeþ1 geometric mean of all 33 compound concentrations from each logeþ1-transformed compound concentration. One condition for the size and shape analysis is that the shape matrix must have (n  1) variables than the size matrix. The conditions to select a variable (compound) to exclude are: a) that the compound varied little across the samples; and b) that the compound showed high correlations with other compounds (Yarnes et al., 2006, 2008). We excluded the variable logeþ1 (heptadecane)-logeþ1 (geometric mean) from the analysis. Heptadecane was chosen for exclusion because it varied little across the groups of trees, was well correlated with the unknown compound 3 (u.c. 3Retention Time ¼ 7.77) (r ¼ 0.55), and it did not contribute to the discriminant functions for size. We then compared the absolute concentrations and relative concentrations of compounds in trees with discriminant function analyses that indicated whether trees differed in the absolute concentrations and relative concentrations of compounds and also provided information about how trees differed. We used the eigenvalues to determine the relative contributions of size (absolute concentrations) and shape (relative concentrations) variables to the classification of trees. Analyses were carried out with STATISTICA 6.1 (2003; Tulsa, OK., USA). G. Torres-Gurrola et al. / Biochemical Systematics and Ecology 39 (2011) 102–111104 114 Author's personal copy 3. Results 3.1. Relationships among phytochemical diversity, accession origin, and gall incidence Although phytochemical diversity showed a significant correlation with the incidence of Trioza anceps (R2 ¼ 0.02 t ¼ 2.49n ¼ 291, P ¼ 0.013), the strength of this relationship was too weak to be considered biologically significant. A similar result was found with the multiple regression analysis that related phytochemical diversity (Shannon’s Index) with altitude, latitude, and longitude of the accession origins: the model explained only 4% of the variability (Table 1), although the partial correlations of latitude and elevation were significant (rpart. ¼ 0.19 and 0.16, respectively). Another multiple regression analysis was performed to determine whether the Trioza incidence was associated with the accession origin and the leaf chemical composition. This produced a statistically significant model (R2 ¼ 0.13; F(12,278) ¼ 3.454 p < 0.001) that included 12 out of the 33 variables tested (Table 2). Three variables of the model showed significant negative partial correlations (eugenol methyl ether, 0.15; b-cubebene, 0.15; and estragole,0.13) and three other variables showed significant positive partial correlations (altitude, 0.14; latitude, 0.13; and total blend concentration, 0.14) (Table 2). 3.2. Size and shape analysis of the foliar secondary compound blends of individual trees The size and shape of the chemical blends of trees with 16 or more galls per 10 cm2 (A ¼ 16 to 25 and A  26; Fig. 1) differed greatly from trees with lower gall densities (Fig.1a); moreover, the groups of trees with 15 or fewer galls per 10 cm2 (A ¼ 0, A ¼ 1 to 5, and A ¼ 6 to 15) were also different from each other. The standardized mean concentration of the compounds varied among the groups: in the “A ¼ 0” group, 1(S)-a-pinene, anethol, eugenol methyl ether, a-humulene, caryophyllene oxide, and germacrene D-4-ol exhibited high concentrations with standardized mean concentration values close to 0.2 or more (Fig. 1b). In the “A ¼ 1 to 5” group, the estragole standardized mean concentration value was close to 0.2; in contrast, the compounds that had similar standardized mean concentration in the “A ¼ 0” group showed a fall in stan- dardized mean concentration to 0.1 or less in the “A ¼ 1 to 5” group. The standardized mean concentration of 1S-a-pinene, anethol, eugenol methyl ether, a-humulene, and germacrene D-4-ol diminished to as low as 0.15 in the “A ¼ 6 to 15” group, but the standardized mean concentration of caryophyllene oxide increased to close to 0.2 (Fig. 1b). The two groups with high gall incidence in the “A ¼ 16 to 25” and “A over 26” groups differed notoriously from the others in their large negative standardized mean concentration values. Four compounds had negative values below 1.1: eucalyptol and nerolidol in the “A ¼ 16 to 25” group and 1(R)-a-pinene and b-cubebene in the “A over 26” group (Fig.1a). In contrast, the standardized mean concentration of several compounds in the “A over 26” group increased up to 0.45, including eucaliptol, cis-b-terpineol, b-linalool, estragole, and phenol, 4-(2-propenyl)-, acetate. Thus, the chemical profile associated with gall incidence varied Table 1 Summary analysis of the multiple linear regression between biochemical diversity (Shannon’s index) and geographical origin (longitude, latitude and elevation) for the sites of Persea americana var. drymifolia. R2 ¼ 0.06; F (3,287) ¼ 6.08***. Geographic location N Beta B Partial correlation Tolerance t(287) Phytochemical diversity Longitude 291 0.04  0.07 0.007  0.01 0.03 0.73 0.56NS Elevation 291 0.21  0.06 0.0002  0.00008 0.19 0.78 3.25** Latitude 291 0.20  0.07 0.06  0.02 0.16 0.61 2.74** NS ¼ not significant, **P  0.01, ***P  0.001. Table 2 Summary of multiple regression analysis between the insect-gall incidence on leaf (galls [10 cm2]1 of leaf), the geographical origin (longitude, latitude and elevation) and the concentration of the most abundant 33 secondary metabolites (mg g1 of dry leaf) in Persea americana var. drymifolia. R2 ¼ 0.13; F(12,278) ¼ 3.454 P < 0.001. Geographic location and secondary metabolites Beta  SE B  SE Partial correlation Tolerance T(278) elevation 0.15  0.06 0.001  0.0004 0.14 0.79 2.36* latitude 0.14  0.06 0.25  0.11 0.13 0.76 2.25* eugenol methyl ether 0.17  0.07 0.06  0.02 0.15 0.69 2.58* b-cubebene 0.15  0.06 0.10  0.04 0.15 0.87 2.51* Total mixture concentration 0.19  0.08 0.29  0.12 0.14 0.48 2.39* phenol, 4-(2-propenyl)-, acetate 0.07  0.06 0.03  0.03 0.07 0.81 1.15NS octadecane 0.12  0.06 0.05  0.02 0.11 0.78 1.87NS chavicol 0.09  0.06 0.08  0.05 0.09 0.95 1.56NS estragole 0.17  0.08 0.08  0.03 0.13 0.54 2.26* 1 u.c.(5.02) 0.1  0.06 0.05  0.03 0.1 0.87 1.61NS 1(S)-a-pinene 0.1  0.06 0.04  0.03 0.09 0.84 1.57NS 2 u.c.(7.9) 0.09  0.06 0.05  0.03 0.09 0.86 1.5NS u.c. (R.T.) ¼ unknown compound (Retention Time). NS ¼ not significant, *P  0.05, ***P  0.001. G. Torres-Gurrola et al. / Biochemical Systematics and Ecology 39 (2011) 102–111 105 115 Author's personal copy greatly among groups. Furthermore, there was no detectable trend in chemical profiles that varied along the gradient of foliar gall densities. A similar result was found with the absolute concentrations and relative concentrations of the compounds in the different tree groups. However, in the discriminant analysis, both absolute concentrations and relative concentrations for several compounds were significant factors for group differentiation (Table 4). 3.3. Size of foliar chemical compounds among groups For all compounds, the variation in absolute concentrations found in the discriminant analysis was described with 4 functions; the first three axes explained 93% of the variation between groups (Table 3, Fig. 2a). These three axes clearly separated all groups except “A ¼ 1 to 5” and “A ¼ 6 to 15”. The separations did not suggest a progressive ordering of the groups on any of the axes. The first axis explained about 48.7% of the variation, and was correlated with low absolute Fig. 1. Standardized mean concentrations of 33 compounds in groups of trees with different gall incidence (gall density in 10 cm2 of leaf). Standardized mean concentrations are the mean concentrations for a given group, minus the grand mean of all groups, divided by the standard deviation of group’s means. (a) “A ¼ 0”, trees without galls; “A ¼ 1 to 5”, trees with 1–5 galls; “A ¼ 6 to 15”, trees with 6–15 galls; “A ¼ 16 to 25”, trees with 16–25 galls; and “A over 26”, trees with over 26 galls. (b) The three first groups with an amplified scale. u.c. (R.T.) ¼ unknown compound (Retention Time). G. Torres-Gurrola et al. / Biochemical Systematics and Ecology 39 (2011) 102–111106 116 Author's personal copy concentrations of caryophyllene and octadecane and high absolute concentrations of eucalyptol, eugenol methyl ether, and germacrene D-4-ol (Table 5). This axis distinguished group “A ¼ 0” from all the groups with galls (Fig. 2a). The second axis explained approximately 25% of the variation; it was correlated with low absolute concentrations of b-pinene and caryophyllene and high absolute concentrations of octadecane and eucalyptol (Table 5). This axis separated group “A over 26” from the other groups that had galls, but not from group “A ¼ 0” (Fig. 2a). The third axis explained about 19% of the variance and was correlated with high absolute concentrations of eucalyptol and b-pinene, and low absolute concentrations of caryophyllene oxide and the two unidentified compounds (7 and 9). This axis separated group “A ¼ 16 to 25” from the others, but not from group “A over 26”. Most of the variation in the absolute concentrations of the compounds in the entire sample (74%; DF1 þ DF2) was accounted for by the variations between the groups with and without galls (first axis), and between the group with 26 galls or more and the other groups with galls (second axis). There were large variations among the groups for most compounds that were discriminant for the five groups with different number of galls (Fig. 3) however, only octadecane, eucalyptol, eugenol methyl ether, caryophyllene, and b- pinene exhibited significant differences in size in the discriminant analysis (Fig. 3, Table 4). 3.4. Shape of foliar chemical compounds among groups For all compounds, the variation in relative concentrations found in the discriminant analysis was described with 4 functions. The first three axes explained 92% of the variation among groups (Table 3). These axes clearly separated all groups, but the separations did not suggest a progressive ordering of the groups on any of the axes. The first axis explained approximately 52% of the variation; it represented low relative concentrations of eucalyptol and eugenol methyl ether and high relative concentrations of caryophyllene, and tridecane, 5-methyl (Table 5). This first axis separated groups “A ¼ 0” and “A over 26” from the other groups (Fig. 2b). The second axis accounted for 24% of the Table 3 Discriminant function analysis for absolute (size) and relative (shape) concentrations of compounds in Persea americana var. drymifolia. Variables Eigenvalue Cumulative variation DF1 DF2 DF3 DF1 DF2 DF3 absolute concentrations (size) 22.266 11.638 8.851 48.7% 74.1% 93.4% relative concentrations (shape) 31.737 14.575 9.514 52.5% 76.6% 92.3% Table 4 Discriminant analysis conducted in all groups for absolute (size) and relative (shape) concentrations (mg/g of dry leaf) (13 secondary metabolites were not included in any of the models). Discriminant analysis for size: Wilks’ Lamda: 0.653; F(56,11) ¼ 2.20; P < 0.001; and shape: Wilks’Lamda: 0.578; F(76,105) ¼ 2.08; P < 0.001. Compounds galls ¼ 0 (mean  SE) galls 1 to 5 (mean  SE) galls 6 to 15 (mean  SE) galls 16 to 25 (mean  SE) galls over 26 (mean  SE) (shape) F (size) F octadecane 3.0  0.6 3.6  0.6 2.5  0.6 2.5  0.9 10.2  2.6 3.23* 4.76** eucalyptol 1.4  0.4 1.0  0.3 1.3  0.6 0.3  0.3 0.6  0.6 3.52** 3.84*** 1 u.c.(5.02) 11.5  6.8 1.2  0.4 1.2  0.5 0.8  0.8 0.1  0.1 1.80NS 1.55NS estragole 1237.7  463.1 862.9  89.3 1104.8  152.9 1074.7  200.6 1006.0  233.9 2.28NS 2.01NS eugenol methyl ether 126.9  70.9 11.1  2.1 18.0  4.8 7.7  3.0 3.4  2.6 4.01** 5.22*** caryophyllene 105.5  16.1 56.4  6.7 111.9  17.4 77.2  13.0 49.3  9.3 2.59* 3.18* tridecane, 5- methyl- 1.8  0.5 2.0  0.5 1.1  0.3 0.51  0.4 4.1  1.5 3.01* 1.71NS b-pinene 41.2  21.6 11.9  2.3 16.9  3.3 8.8  2.9 17.4  5.9 3.32* 2.94* germacrene D-4-ol 9.6  5.5 1.8  0.5 3.6  1.1 1.0  0.6 3.0  2.5 1.58NS 2.35NS b-linalool 2.2  1.1 1.7  0.9 1.4  0.9 0.04  0.04 0.0  0.0 2.82* 2.39NS caryophyllene oxide 8.7  2.3 9.7  2.2 11.3  3.5 7.1  1.8 2.8  1.6 1.49NS 1.70NS chavicol methyl ether 0.32  0.2 0.1  0.09 0.7  0.5 0.0  0.0 0.0  0.0 1.10NS N.I.M. 2 u.c.(7.9). 2.9  0.8 1.8  0.8 2.3  0.9 4.4  2.7 0.0  0.0 2.00NS 1.57NS eugenol 11.6  11.6 2.7  2.5 10.7  10.5 0.0  0.0 0.0  0.0 1.34NS 1.22NS b-cubebene 77.3  43.9 32.6  23.1 1.1  0.8 0.0  0.0 0.0  0.0 N.I.M. 1.07NS sabinene 11.0  2.3 7.3  1.9 20.0  7.4 13.6  6.4 2.1  1.6 2.68* N.I.M. (L)-b-pinene 22.0  12.5 6.1  1.4 13.0  4.2 6.1  2.3 0.8  0.8 1.95NS N.I.M. a-humulene 7.7  1.5 3.6  0.7 9.1  2.0 3.8  1.3 1.0  0.9 2.00NS N.I.M. germacrene D 12.5  2.2 8.6  1.6 18.1  4.0 7.5  2.3 7.6  2.2 1.27NS N.I.M. 1(R)-a-pinene 2.5  1.5 4.7  1.8 4.0  2.1 0.0  0.0 3.1  3.1 1.09NS N.I.M. u.c. (R.T.) ¼ unknown compound (Retention Time). N.I.M. ¼ not included in the model. NS ¼ not significant, *P  0.05, **P  0.01, ***P  0.001. G. Torres-Gurrola et al. / Biochemical Systematics and Ecology 39 (2011) 102–111 107 117 Author's personal copy variation (Table 3), and represented high relative concentrations of octadecane and estragole; and low relative concentrations of b-pinene and germacrene D-4-ol (Table 5). This axis separated groups “A ¼ 16 to 25” and “A over 26” from the other groups (Fig. 2b). The third discriminant axis explained about 16% of the variation (Table 3), and primarily represented high relative concentrations of eucalyptol, and b-pinene and low relative concentrations of eugenol methyl ether, eugenol and two unidentified compounds (7 and 9) (Table 5). This axis separated group “A over 26” from the other groups (Fig. 2b). Most of the variation in the relative concentrations of compounds in the entire sample (77%; DF1 þ DF2) was accounted for by variations between group “A ¼ 0” and the other groups and between group “A over 26” and the other groups. The ratio of the sum of the eigenvalues from the discriminant analyses on the absolute concentrations and relative concentrations indicated that approximately 75.7% (45.76/60.46) of the total variation in the compounds between the groups was due to variations in absolute concentrations. Fig. 2. Chemical composition in discriminant space. Individuals without galls “A ¼ 0”; individuals who have galls 1 to 5 “A ¼ 1 to 5”; individuals with 6–15 galls “A ¼ 6 to 15”, individuals who are 16–25 galls “A ¼ 16 to 25”; who have 26 or more galls “A over 26”. (a) Absolute concentration (size), the three axes account for 93.4% of the variation. (b) Relative concentrations (shape), the three axes account for 92.3% of the variation. G. Torres-Gurrola et al. / Biochemical Systematics and Ecology 39 (2011) 102–111108 118 Author's personal copy 4. Discussion This work did not support the hypothesis that higher chemical diversity confers higher protection to plants. Our results are consistent with those from other studies, performed on other species of arthropods and pathogens, which did not find a positive relationship between chemical diversity and defense (Espinosa-García et al., 2001), including one study on Trioza anceps and creole avocado conducted in young leaves of potted juvenile trees in a different area from our study (Rincón- Hernández and Espinosa-García, 2008). A positive relationship between chemical diversity and defense has been found for the phytopathogen Colletothricum gloesporioides in Hass avocado orchards (Espinosa-García et al., 2001) and themaizeweevil Sitophilus granarius in vitro (Castellanos and Espinosa-García, 1997). Table 5 Correlation coefficients (r) between logeþ1 transformed absolute and relative concentrations of compounds in Persea americana var. drymifolia and the first three canonical axes from their respective discriminant functions (13 secondary metabolites not included in any of the models). Compounds Absolute Relative DF1 DF2 DF3 DF1 DF2 DF3 eucalyptol 0.36 0.53 0.65 L0.43 0.27 0.62 octadecane L0.47 0.73 0.44 0.41 0.61 0.33 b-linalool 0.18 0.36 0.37 0.27 0.22 0.33 caryophyllene oxide 0.11 0.3 L0.49 0.09 0.30 0.43 chavicol methyl ether N.I.M. N.I.M. N.I.M. 0.28 0.08 0.05 b-pinene 0.13 L0.64 0.51 0.05 L0.76 0.4 germacrene D-4-ol 0.35 0.28 0.07 0.14 L0.39 0.10 estragole 0.27 0.38 0.06 0.19 0.46 0.03 eugenol methyl ether 0.71 0.31 0.46 L0.58 0.12 L0.46 caryophyllene L0.55 L0.32 0.04 0.56 0.09 0.07 tridecane, 5-methyl- 0.33 0.13 0.31 0.42 0.06 0.36 1 u.c.(5.02) 0.29 0.15 0.37 0.32 0.24 0.33 2 u.c.(7.9). 0.10 0.27 L0.59 0.25 0.21 L0.60 eugenol 0.12 0.01 0.46 0.09 0.08 L0.48 b-cubebene 0.25 0.08 0.19 N.I.M. N.I.M. N.I.M. sabinene N.I.M. N.I.M. N.I.M. 0.40 L0.50 0.15 (L)-b-pinene N.I.M. N.I.M. N.I.M. 0.26 L0.53 0.11 a-humulene N.I.M. N.I.M. N.I.M. L0.52 0.29 0.17 germacrene D N.I.M. N.I.M. N.I.M. 0.23 0.14 0.27 1(R)-a-pinene N.I.M. N.I.M. N.I.M. 0.24 0.04 0.19 u.c. (R.T.) ¼ unknown compound (Retention Time). N.I.M. ¼ not included in the model. Fig. 3. Mean concentration of the 19 most abundant compounds in the avocado leaves in trees grouped according to insect-gall incidence (galls [10 cm2]1 of leaf): 1) eugenol methyl ether, 2) caryophyllene, 3) b-pinene, 4) eugenol, 5) b-cubebene, 6) sabinene, 7) (L)-b-pinene, 8) 1 u.c.(5.02), 9) germacrene D, 10) octadecane, 11) eucaliptol, 12) tridecane, 5-methyl-, 13) germacrene D-4-ol, 14) b-linalool, 15) caryophyllene oxide, 16) chavicol methyl ether, 17) 2 u.c.(7.9), 18) a- humulene, 19) 1(R)-a-pinene. *P  0.05, **P  0.01, ***P  0.001. u.c. (R.T.) ¼ unknown compound (Retention Time). The marked compounds showed significant differences in concentration among groups. G. Torres-Gurrola et al. / Biochemical Systematics and Ecology 39 (2011) 102–111 109 119 Author's personal copy The prediction that latitude and elevation of origin of the avocado trees is negatively correlated with foliar chemical diversity and positively correlated with T. anceps incidence was supported partially. We found that latitude and elevation were negatively related to phytochemical diversity, with weak partial correlations (Table 1), and elevation and latitude were positively related to the gall incidence, also with small partial correlations (Table 2). Our results were consistent with those from other studies with pines and terpenoids and Sanguinaria canadiensis (Papaveraceae) alkaloids (Hengxiao et al., 1999; Salmore and Hunter, 2001; Scheidel and Bruelheide, 2001). Our results suggest that phytochemical diversity in avocado leaves is strongly influenced by factors other than those associated with latitude and elevation (Latta et al., 2003). It is possible that the relationship between phytochemical diversity and defense depends on the type of herbivore and its degree of specialization. For example, the attack of the specialist insect Mnesampela privata (Lepidoptera: Geometridae) on eucalyptus is determined only by the sideroxylonal concentration in the eucalyptus (Östrand et al., 2008). The hypothesis that specific combinations of secondary metabolites or a single secondary metabolite can determine Trioza incidence (Table 2) was first tested by linear multiple regression analysis. Our analysis showed that the regression model could not explain most of the variation, and the model did not identify major contributions from any of the compounds studied. Some of the compounds included in the model explained a small amount of the observed variation (Table 2). Thus, we investigated whether some groups of compounds could determine gall incidence based on size (absolute concentrations) and shape (relative concentrations). This analysis also supported the hypothesis that specific compound blends affected the incidence of Trioza. Our results showed that the average chemical phenotypes were different in size and shape among groups of individuals with different gall densities (Fig. 2a and b). Discriminant analysis separated clearly the tree groups’ chemical profiles through specific compounds (Fig. 1a and b), in both size and shape analysis (Table 4); this suggested that there were non-linear interactions between the compounds of the blend and T. anceps, and that the concentration and the number of compounds had different effects on the gall density. Several studies have shown that specific chemical profiles determined the resistance or susceptibility to particular herbivores and pathogens (Lincoln and Langenheim, 1976; Snyder, 1992) and that those chemical profiles had differential effects on other plant herbivores. However, to our knowledge, this is the first study that showed that different chemical profiles were associated with the different densities of a single specialist herbivore. The differential association of chemical profiles and gall density could be explained if different compounds or combinations of compounds influenced different life stages of T. anceps; for example, one compound might influence attraction/repellence or oviposition, another egg hatching and early growth, another gall formation or larval development and pupae formation, etc. This hypothesis is consistent with the plethora of studies that show how specific compounds or combinations of compounds affect specific life stages of a herbivore (Berenbaum, 1981; Carter and Feeny, 1999; Roininen et al., 1999; Abrahamson et al., 2003). Our results with the studied avocado compounds and T. anceps seem analogous to the work with tomato and noctuid Lepidoptera, where a variety of plant toxic compounds (alkaloids, catecholic phenolics, phenol oxidases, proteinase inhibitors and oxidative enzymes) affect different herbivore physiological processes (Duffey and Stout, 1996). As these compounds may act in a “matrical reaction” (synergistically, redundantly, additively and/or antagonistically) (Rasmann and Agrawal, 2009), variations in the amounts of these defensive compound classes in blends would probably affect differentially the noctuid larvae. To test the matrical hypothesis in the avocado, the effects of leaf chemical profiles should be analyzed along the life stages of T. anceps. The role of phytochemical diversity in determining patterns of herbivory may depend on more complex factors than the richness of the chemical profile of a given plant. Apparently, each interaction between a plant and its herbivore may be determined by the specific combinations of compounds, their different concentrations, and their effects on different life stages of the herbivore and its physiological processes (Duffey and Stout, 1996; Becerra, 1997; Becerra et al., 2009). Role of the funding sources This research was funded by the Centro de Investigaciones en Ecosistemas, UNAM (POFJEG), and Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (Project 34895-V awarded to FJEG). The sponsors were not involved in study design; in the collection, analysis and interpretation of data; in the writing of the report; and in the decision to submit the paper for publication. Acknowledgments Special thanks to Yolanda M. García R., Angel E. Bravo M., Cintia Rincón H., Heberto Ferreira, and Alberto Valencia for technical support. We also thank Dr. John Larsen and three anonymous reviewers for their thoughtful comments on this manuscript and Dr. SalvadorMontes for allowing us the access to the INIFAP-Celaya avocado germplasm bank. The first author appreciates the scholarship granted by CONACyT during her doctoral studies at the Posgrado en Ciencias Biomédicas in the Universidad Nacional Autónoma de México. References Abrahamson, W.G., Hunter, M.D., Melika, G., Price, P.W., 2003. Cynipid gall-wasp communities correlate with oak chemistry. J. Chem. Ecol. 29, 209–223. Adams, C.M., Bernays, E.A., 1978. The effect of combinations of deterrents on the feeding behaviour of Locusta migratoria. Entomol. Exp. Appl. 23, 101–109. G. Torres-Gurrola et al. / Biochemical Systematics and Ecology 39 (2011) 102–111110 120 Author's personal copy An, M., Pratley, J.E., Haig, T., 2001. Phytotoxicity of vulpia residues: III. Biological activity of identified allelochemicals from Vulpia myuros. J. Chem. Ecol. 27, 383–394. 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Antigua Carretera a Pátzcuaro No. 8701 Col. Ex-Hacienda de San José de La Huerta C.P. 58190 Morelia, Mich., México. Phone:.+52-443-322-27-21, Fax +52- 443-322-27-19. 123 RESUMEN Una hipótesis que trata de explicar la diversidad y concentración de los metabolitos secundarios (MS) supone que mientras más alta es la diversidad de MS mayor es la protección para la planta. La resistencia a los herbívoros y patógenos también podría explicarse por la función de mezclas particulares, efectivas contra uno o algunos consumidores de plantas. De acuerdo a la teoría de la defensa óptima, la producción de compuestos defensivos en las plantas refleja el riesgo a la herbivoría de un tejido en particular, su valor para la futura adecuación de la planta y el costo de la síntesis de los compuestos químicos. El objetivo de este trabajo es estudiar la función de la diversidad fitoquímica en las diferentes edades de las hojas, bajo la suposición de que el daño por herbivoría está relacionado con la edad de la hoja y ésta a su vez, con la diversidad fitoquímica; por lo que nos hicimos las siguientes preguntas. (a) ¿La edad de la hoja que tenga mayor diversidad química foliar estará relacionada negativamente con la herbivoría? (b) ¿La herbivoría en las diferentes edades de las hojas está asociada a un solo compuesto o a un conjunto de compuestos? Por medio de cromatografía de gases se determinaron los compuestos volátiles presentes en las diferentes edades de las hojas (recién emergidas, jóvenes, semimaduras y maduras), en tres diferentes épocas del año (secas, inicio de lluvias y fin de lluvias), en cuatro ubicaciones de los estratos de la copa del árbol (norte-superior, norte-inferior, sur-superior y sur-inferior). La primera pregunta se respondió con ANOVA, ANCOVA y ANOVA de medidas repetidas. La segunda pregunta se respondió con el análisis de tamaño y forma, que muestra aspectos de variación intraespecífica de compuestos foliares entre grupos de diferentes edades de la hoja. No encontramos una relación lineal del índice de diversidad de Shannon con el porcentaje de daño, sin embargo, cuando este índice se relacionó con el porcentaje de agua foliar en un análisis de covarianza, encontramos diferencias del porcentaje de daño con la edad de la hoja en el inicio de lluvias y en el porcentaje de agua foliar al final de las lluvias. Se observó mucha variación entre los individuos e incluso en el mismo individuo en las diferentes épocas. Por medio de un análisis de tamaño y forma y un análisis de discriminantes, encontramos combinaciones específicas de compuestos en las diferentes edades de las hojas, que se correlacionan con el ataque de herbívoros y patógenos, había grupos de compuestos en cada edad de las hojas y en las diferentes épocas. En general, el total de la variación fitoquímica 124 se debió a la concentración relativa de los compuestos. En conclusión, la defensa en la ontogenia de la hoja está más relacionada con grupos de metabolitos secundarios que con la diversidad de éstos. Los resultados sugieren que la mayoría de los compuestos de las mezclas tienen una relación no-lineal, o bien que la relación es neutra. La función de la diversidad fitoquímica es más compleja que la riqueza de compuestos de la mezcla. Aparentemente, cada interacción entre una planta y un consumidor está determinada tanto por combinaciones específicas de compuestos como por sus diferentes concentraciones. 125 4.1 INTRODUCCIÓN Una hipótesis que trata de explicar la diversidad y concentración de los metabolitos secundarios (MS) supone que mientras más alta es la diversidad de éstos mayor es la protección para la planta (Rhoades 1979; Jones y Firns 1991; Jones y Lawton 1991; Firn y Jones 2003), y que a mayor presión de consumidores sobre la planta, se favorece una mayor diversidad química (Langenheim, 1984, 1994; Jones y Lawton, 1991). La producción de compuestos defensivos en las plantas refleja el riesgo a la herbivoría de un tejido en particular, su valor para la futura adecuación de la planta, y el costo de la síntesis de los compuestos químicos (McKey 1974; Rhoades 1979). La más reciente hipótesis intenta explicar los patrones de localización de MS en términos de diferencias biosintéticas entre tipos de compuestos defensivos particularmente entre terpenoides y diferentes clases de compuestos fenólicos (Muzika y Pregitzer, 1992; Muzika, 1993; Haukioja et al., 1998). Las hojas cuando son jóvenes a menudo son más vulnerables al daño causado por herbívoros y patógenos, ya que son más preferidas que las hojas maduras (Aide, 1993; Choong, 1996), o sea que los herbívoros comúnmente se alimentan más de hojas jóvenes a pesar de los altos niveles de defensas químicas que éstas poseen (van Dam et al., 1996; Lambdon et al., 2003). Los niveles de fenoles (Turner, 1995; Choong, 1996; Read et al., 2003), terpenos (Hall y Langenheim, 1986; Mihaliak y Lincoln, 1989), alcaloides (van Dam et al., 1995, 1996) y glucósidos cianogénicos (Lamont, 1993; Gleadow y Woodrow, 2000) a menudo están en más altas concentraciones en las hojas jóvenes (Rostás y Eggert, 2008). La herbivoría sobre las hojas jóvenes (cercana al final de la expansión) puede imponer el más alto costo en la pérdida de recursos y la potencial productividad de la planta (Jurik y Chabot, 1986). Sin embargo, la sincronía en la producción de hojas puede reducir el daño por herbivoría, aunque las defensas químicas son menos frecuentes en este tipo de defensa (Coley y Kursar, 1996). Las comparaciones de la inversión que la planta hace, en relación a la defensa química en las hojas jóvenes y maduras, pueden ser muy complejas; por ejemplo hojas muy jóvenes o recién emergidas pueden ser defendidas diferencialmente en comparación con las hojas a medio desarrollo (Langenheim et al., 1986); el tipo de defensa puede también cambiar a lo largo del desarrollo de la hoja. La mayoría de los estudios se han concentrado sobre cómo la química de la hoja cambia con la edad (Crankshaw y Langenheim, 1981; Hall y Langenheim, 1986; van Dam 126 et al., 1995, 1996). Sin embargo, el estudio y la caracterización de la variación química del aguacate criollo o “Hass” han recibido poca atención (Bergh et al., 1973; Rincón- Hernández et al., 2005; Torres-Gurrola et al., 2009), a pesar de que los MS están asociados con la resistencia de las plantas a las plagas y enfermedades (Edwards et al., 1993; Espinosa-García, 2001; Langenheim, 2003). Muchos de estos compuestos (p. ej. terpenoides) están bajo un fuerte control genético, y pueden ser usados como marcadores para la resistencia contra plagas y patógenos (Lavi et al., 1993a, 1993b; Mhameed et al., 1995). El objetivo del presente trabajo fue estudiar la función de la diversidad fitoquímica relacionada con el ataque de los herbívoros en las diferentes edades de las hojas, bajo la suposición de que el daño por herbivoría está relacionado con la edad de la hoja, la ubicación de la misma y la época del año y a su vez, con la diversidad fitoquímica; por lo que tratamos de responder las siguientes preguntas. (a) ¿La edad de la hoja que tenga mayor diversidad química foliar está relacionada negativamente con la herbivoría? (b) ¿La herbivoría en las diferentes edades de las hojas está asociada a un solo compuesto o a un conjunto de compuestos? Esperamos que los perfiles químicos sean diferentes dependiendo de la edad de la hoja, pero además, según la época del año, por las interacciones bióticas que ocurren en cada una de ellas (Brogdon, 1955). 4.2 MATERIALES Y MÉTODOS Se tomaron hojas de cuatro diferentes categorías de edad de una huerta que se encuentra en Nuevo San Juan Parangaricutiro (Michoacán), que se localiza al oeste del Estado, entre las coordenadas 19º25’ de latitud norte y 102º08’ de longitud oeste. Este lugar limita al norte con Uruapan, al sur con Parácuaro y Gabriel Zamora y al oeste con Peribán y Tancítaro. Su distancia a la capital del Estado es de 135 km. Su altura promedio sobre el nivel del mar es de 1,750 metros. Sus tierras están regadas por los ríos de los Conejos y el manantial del mismo nombre. El clima de Nuevo Parangaricutiro oscila entre los 6° y 25° C, tiene abundantes lluvias en verano y menores en invierno; alcánzale promedio de precipitación pluvial anual es de 1,000 mm3. 127 4.2.1. Toma de muestras La muestra estuvo compuesta por hojas de aguacate Hass de cuatro categorías de edad: recién emergidas (RE), jóvenes (J), semimaduras (SM) y maduras (M). La categoría de las hojas se determinó por el tamaño, color y la dureza, las hojas RE son pequeñas, de color rojizo y suaves; las hojas J son más grandes, de color verde claro y suaves; las hojas SM son grandes, de color verde obscuro y un poco duras; las hojas M son grandes, de color verde muy obscuro y duras. Se eligieron 10 individuos al azar; de cada uno se colectaron 10 hojas de cada edad, de cuatro diferentes estratos de la copa en cada árbol (sur-superior, sur- inferior, norte-superior y norte-inferior). Todas las hojas colectadas de cada edad, en cada árbol, ubicación, orientación y época se colocaron en una bolsa de plástico, se transfirieron en un recipiente con hielo seco y fueron transportadas de inmediato al laboratorio. La mitad de las hojas se utilizó para determinar su perfil químico, el cual se consideró de tipo compuesto debido a que se realizó la extracción mezclando las cinco hojas de cada edad, de cada árbol y de cada ubicación. Las hojas restantes se utilizaron para mediar el por ciento de herbivoría cuantificando el área foliar removida por medio de fotografía puntual utilizando el programa Windias l.5. Las colectas se realizaron en tres diferentes épocas del año (secas, inicio de lluvias y fin de lluvias). 4.2.2. Procedimiento de extracción y cuantificación de los metabolitos secundarios Las hojas de cada colecta se cortaron a lo largo de la vena central, una mitad se deshidrató en la estufa a 80 ºC por 24 horas para determinar el peso seco; la otra mitad se pesó y se colocó en un frasco ámbar de 75 mL con hexano para macerarla durante una semana. Después, la hoja macerada en hexano se trituró en un mortero con nitrógeno líquido, se añadió el hexano, y se le adicionó un 1 mg de tetradecano disuelto en hexano como estándar interno. Después de triturar de nuevo, el extracto se filtró y secó con sulfato de sodio anhidro. Se adicionó pirogalol como antioxidante (Sigma-Aldrich). El extracto se concentró con una corriente suave de N2 hasta 1.0 mL, el cual se colocó en un frasco perfumero, que permaneció a -20 ºC hasta su análisis. Las muestras se inyectaron (1 a 2 µL) con inyección dividida 60:1 en un cromatógrafo de gases (Agilent HP6890), con detector de ionización de flama (FID) equipado con una columna capilar HP 5 (fenil metil-siloxano) 128 de 30 m de longitud, con un diámetro interno de 0.25 mm y 0.25 m de recubrimiento. Las condiciones empleadas fueron las siguientes: helio como gas acarreador; inyector a 250 ºC; presión en el inyector, 12.6 psi; flujo en el inyector, 67.2 mL min-1. El flujo de helio en la columna, 1.0 mL min-1; presión de helio en la columna, 12.57 psi, con una velocidad promedio de 26 cm s-1. El programa de temperatura para el horno fue el siguiente: temperatura inicial 50 ºC con un aumento de 20 ºC por min hasta llegar a 200 ºC; aumentó de 15 ºC por min hasta llegar a 280 ºC y aumentó de 20 ºC min-1 hasta llegar a 300 ºC. Algunas muestras fueron analizadas en un cromatógrafo de gases (Agilent HP6890) acoplado a un espectrómetro de masas (Agilent 6890), equipado con la misma columna usada en FID para determinar la composición química de los picos cromatográficos. Se usó helio como gas acarreador y las siguientes condiciones: inyector, 250 ºC; presión en el inyector, 1.23 psi; flujo en el inyector, 63.3 mL min-1; flujo de helio en la columna, 0.5 mL min-1; presión de helio en la columna, 1.23 psi. con una velocidad promedio de 26 cm seg-1. La interfase entre el cromatógrafo y espectrómetro se mantuvo a 280°C, el modo de ionización por impacto de electrones (70 eV), escaneo completo (35-550 m/z), cuadrupolo MS Quad 150 °C. El programa de temperatura para el horno fue el mismo que se usó para las muestras analizadas en el GC-FID. 4.2.3. Identificación y cuantificación de los compuestos químicos Se obtuvo una identificación tentativa de los compuestos químicos con la biblioteca de espectros de masas NIST 98. Para confirmar los datos proporcionados se prepararon soluciones de compuestos puros (Sigma-Aldrich) de los siguientes compuestos químicos: linalol, α-cubebeno, α-pineno, β-pineno, β-mirceno, anetol, camfeno, nerolidol, β- cariofileno, limoneno, α-humuleno, -terpineol. Los compuestos fueron inyectados en un cromatógrafo de gases acoplado a masas y se corroboró que su tiempo de retención fuera similar al de los compuestos identificados tentativamente (Rincón-Hernández y Espinosa- García, 2008). Se verificó la pureza de pico, mediante el software MSD chemStation y se nombraron sólo los compuestos químicos cuyo espectro registró como mínimo un 90% de concordancia con el espectro de la biblioteca NIST 98. Para la cuantificación de los compuestos químicos se realizó una comparación entre la altura del pico del analito 129 (especie química que se analiza), con la del estándar interno. Se realizó una matriz de concentración de los compuestos químicos identificados (mg g-1 de hoja seca). 4.2.4. Tasas de herbivoría En la huerta, se eligieron diez árboles al azar y de cada uno se colectaron 10 hojas de cada edad (RE, J. SM y M), también al azar, de dos diferentes orientaciones (norte y sur) y dos estratos en la copa del árbol (superior e inferior) y en tres diferentes épocas del año (secas, inicio de lluvias y fin de lluvias). Las mediciones fueron programadas dependiendo de las épocas del año (lluviosa y seca). Se programaron 3 fechas de lectura (medición de la herbivoría), para así cuantificar dos tasas de herbivoría, una para la época de secas (la de mayor duración) y otra para la época de lluvias (Tabla 1). Se analizaron 40 hojas de cada árbol seleccionado en las 3 épocas, las 2 orientaciones y las 2 ubicaciones del estrato; n = 4800 mediciones. Se cuantificó la tasa de herbivoría (TH) midiendo el área foliar consumida de cada una de las hojas en las diferentes fechas de medición utilizando el programa Windias 1.5. Para calcular la tasa de herbivoría (TH) fue utilizada la siguiente formula: TH = (AFDf x 100 / (AFDi) t Donde, AFDi corresponde al área foliar dañada al inicio, AFDf es el área foliar dañada al final y t es el número de días transcurridos entre el registro inicial y el final. En los casos donde no teníamos daño foliar inicial, para obtener la TH no utilizamos la formula, solamente medimos el área foliar total para obtener el porcentaje de área foliar dañada y se dividió entre el número de días. 130 Tabla 1. Fechas de lectura, días acumulados, épocas y edades de las hojas (RE = recién emergidas; J = jóvenes; SM = semimaduras; M = maduras) para la evaluación de la tasa de herbivoría de Persea americana var. Hass. Lectura Fecha (año 2003) Días acumulados Época Hojas Primera 7 de marzo 0 Secas RE, J, SM, M Segunda 29 de julio 141 Inicio de lluvias RE, J, SM, M Tercera 3 de noviembre 238 Fin de lluvias RE, J, SM 4.2.5. Análisis estadístico Para el análisis de resultados se realizaron matrices de la ubicación de las hojas de los estratos superior e inferior de la copa del árbol para cada época; una matriz de concentración de hojas de los estratos inferior y superior (mg g-1 de hoja seca del compuesto) y otras de proporciones de compuestos de las hojas del estrato inferior y superior; en análisis de ANOVA las orientaciones norte y sur no presentan diferencias significativas por lo que estas muestras se juntaron y solo se consideraron estrato superior e inferior. La matriz de proporciones expresa la concentración de cada compuesto químico en relación con la concentración total de todos los compuestos presentes en cada muestra. La composición de la muestra fue comparada usando cantidades relativas en lugar de cantidades absolutas de compuestos químicos, para evitar confundir factores medio ambientales y genéticos que pueden influir en la producción de los compuestos químicos (White y Nilsson, 1984). Se usaron los datos de la matriz de proporciones en el análisis de varianza, análisis de varianza de medidas repetidas, análisis discriminantes y regresión múltiple. 4.2.6. Análisis de tamaño y forma Para entender las interacciones planta-herbívoro mediada por las mezclas de compuestos secundarios, es necesario entender el perfil químico (concentraciones relativas de compuestos secundarios dentro de la mezcla) y la concentración absoluta de los compuestos dentro de la mezcla. El análisis de tamaño y forma estudia variaciones 131 alométricas entre variables que determinan el tamaño y la forma del atributo de un organismo (Mosimann, 1970; Mosimann y James, 1979; Boecklen y Price, 1989; Boecklen et al., 1991), este ha sido usado para estudiar fenotipos químicos en encinos sobre bases de concentraciones absolutas (concentraciones en mg g-1 de hoja seca) y relativas (proporción del total) de MS (Yarnes et al., 2006; 2008). Usamos el análisis de tamaño y forma para determinar si la composición y la concentración de las mezclas de los compuestos volátiles foliares estaban relacionadas con las diferentes edades, en dos diferentes estratos de la copa del árbol (superior e inferior) de las hojas y en tres diferentes épocas. Primero comparamos las categorías de edades de las hojas, para cada época, en los estratos superior e inferior de las hojas con respecto a las concentraciones de loge+1-transformado de cada compuesto en la mezcla (tamaño). Calculamos la media geométrica de las variables de tamaño y entonces creamos las variables de forma, restamos la media geométrica de loge+1 a todas las 33 concentraciones de los compuestos loge+1-transformados. En la época de secas respecto a las hojas del estrato inferior y superior excluimos del análisis, la variable loge+1 (ácido palmitico)-loge+1 (media geométrica); al inicio de las lluvias, de las hojas del estrato inferior, excluimos la variable loge+1 (-cariofileno)-loge+1 (media geométrica); al inicio de las lluvias, de las hojas del estrato superior, excluimos la variable loge+1 (D-limoneno)-loge+1 (media geométrica); al final de las lluvias, de las hojas del estrato inferior, excluimos la variable loge+1 (-cadineno)-loge+1 (media geométrica); al final de las lluvias, de las hojas del estrato superior, excluimos la variable loge+1 (cadaleno)-loge+1 (media geométrica); porque el rango de la matriz de variables de forma es uno menos las variables de la matriz de tamaño (Yarnes et al., 2006). En la época de secas, de las hojas del estrato inferior y superior, el ácido palmítico fue escogido por exclusión porque el compuesto varió muy poco a través de los distintos árboles, este compuesto está correlacionado con el compuesto (-)-E-pinano (r = 0.96). En el inicio de las lluvias, en las hojas del estrato inferior el -cariofileno fue elegido por exclusión pues su correlación con cariofileno (r = 0.99); en el inicio de las lluvias, en las hojas del estrato superior el D-limoneno fue elegido por exclusión por su correlación con estragol (r = 0.72); al final de las lluvias, en las hojas estrato inferior, el -cadineno está correlacionado con germacreno D (r = 0.99); al final de las lluvias, en las hojas del estrato superior, el cadaleno 132 esta correlacionado con el ácido palmítico (r = 0.99); por lo tanto, estos compuestos no contribuyen a las funciones discriminantes para tamaño de las mezclas en las tres diferentes épocas de los estratos superior e inferior de las hojas de la copa del árbol. Por último, para las tres épocas y las hojas de estratos inferior y superior, comparamos las concentraciones absolutas y relativas de compuestos en los árboles, con los análisis de función discriminante que indica si éstos difieren en las concentraciones absolutas y relativas, con lo que también obtuvimos información acerca de cómo los árboles difieren quimicamente. Se utilizaron los eigenvalores para determinar las contribuciones relativas de tamaño (concentraciones absolutas) y forma (concentraciones relativas) que se utilizaron variables para la clasificación de los árboles. Los análisis se realizaron con STATISTICA 6.1 (2003; Tulsa, OK., USA). 4.3 RESULTADOS 4.3.1. Relación de la diversidad fitoquímica con daño por herbivoría Se obtuvieron 53 compuestos en las hojas de los 10 árboles muestreados de Persea americana var. Hass (Tabla 2), de los cuales: 9 fueron monoterpenos, 10 sesquiterpenos, 1 triterpeno, 2 fenilpropanoides, 1 éster, 1 esterol, 3 aldehidos, 1 ácido, 1 acetato, 1 alcohol, 15 alcanos, 2 alquenos y 5 alquinos; con estos compuestos se calculó el índice de diversidad de Shannon (H’). En la época de secas, en las hojas del estrato inferior (Fig. 1a), las hojas J SM y M presentan el doble de porcentaje de daño que las hojas RE (F(3,76) = 15.62; P < 0.001); sin embargo, el índice de diversidad química es mayor en las hojas RE, SM y M, y es un 50% menor en en las hojas J (F(3,79) = 6.23; P < 0.001). En esta época de secas, en las hojas del estrato superior (Fig. 1b), las hojas J, SM y M también fueron las más dañadas, observándose en ellas el doble de porcentaje de daño que en las hojas RE (F(3,74) = 26.55; P < 0.001), por otro lado, el índice de diversidad química presenta el mismo patrón que en las hojas del estrato inferior (F(3,74) = 18.05; P < 0.001). 133 Tabla 2. Compuestos encontrados en las hojas de los 10 individuos muestreados de Persea americana var. Hass y la concentración ± desviación estandar (mg gr-1 de hoja seca) del total en las 3 diferentes épocas y en las hojas ubicadas en los estratos superior e inferior de la copa del árbol. EI = Estrato inferior del árbol. ES = Estrato superior del árbol. Tiempo de retención Nombre Concentración mg gr-1 de hoja seca Tiempo de retención Nombre Concentración mg gr-1 de hoja seca 3.38 2-hexenal, (E) EI (0.022 ± 0.054) ES (0.015 ± 0.022) 10.03 pentatriacont ano EI (0.013 ± 0.048) ES (0.164 ± 1.36) 3.43 1R--pineno EI (0.013 ± 0.034) ES (0.01 ± 0.016) 10.29 (-)-E-pinano EI (0.035 ± 0.116) ES (0.04 ± 0.227) 3.64 1S--pineno EI (0.017 ± 0.043) ES (0.008 ± 0.016) 10.35 ácido palmítico EI (0.04 ± 0.142) ES (0.2 ± 1.625) 3.83 camfeno EI (0.011 ± 0.039) ES (0.024 ± 0.072) 10.59 hexatriacont ano EI (0.011 ± 0.016) ES (0.012 ± 0.022) 3.98 -pineno EI (0.071 ± 0.257) ES (0.064 ± 0.199) 10.96 7- hexadecino EI (0.037 ± 0.116) ES (0.04 ± 0.086) 4.51 L--pineno EI (0.018 ± 0.035) ES (0.019 ± 0.048) 11.13 ciclododecin o EI (0.019 ± 0.092) ES (0.009 ± 0.014) 4.85 p-cimeno EI (0.009 ± 0.026) ES (0.021 ± 0.12) 11.59 9,17- octadecadien al, (Z) EI (0.019 ± 0.034) ES (0.044 ± 0.227) 4.69 D-limoneno EI (0.041 ± 0.096) ES (0.038 ± 0.095) 11.66 heneicosano EI (0.135 ± 0.27) ES (0.189 ± 0.919) 6.04 estragol EI (0.131 ± 0.336) ES (0.175 ± 0.778) 12.06 fitol EI (0.631 ± 1.148) ES (0.497 ± 1.103) 6.59 eicosano EI (0.071 ± 0.213) ES (0.193 ± 0.882) 12.12 1,5- ciclooctadie no, 1-etil EI (0.603 ± 2.084) ES (0.453 ± 0.931) 6.82 heptadecano, 2,6,10,15- tetrametil EI (0.022 ± 0.104) ES (0.006 ± 0.015) 12.22 docosano EI (0.023 ± 0.037) ES (0.035 ± 0.126) 7.06 3-metil- tridecano EI (0.01 ± 0.024) ES (0.011 ± 0.026) 12.28 nonadecano EI (0.013 ± 0.03) ES (0.041 ± 0.348) 7.15 octadecano EI (0.02 ± 0.035) ES (0.03 ± 0.088) 12.79 tricosano EI (0.19 ± 1.445) ES (0.18 ± 1.356) 7.24 (+)- cicloisosativen o EI (0.63 ± 1.4) ES (0.83 ± 2.954) 13.08 ciclohexeno, 4-pentil-1- (4- propilcicloh exil) EI (0.11 ± 0.404) ES (0.104 ± 0.379) 7.37 eugenol metil eter EI (0.965 ± 3.483) ES (1.858 ± 9.711) 13.52 13- tertadecen- 1-ol acetato EI (0.125 ± 0.326) ES (0.11 ± 0.29) 7.64 cariofileno EI (0.483 ± 5.573) ES (0.453 ± 5.491) 13.65 tetracosano EI (0.157 ± 0.384) ES (0.18 ± 0.52) 7.88 -cariofileno EI (1.318 ± 10.81) ES (0.029 ± 0.142) 13.69 7- pentadecino EI (0.128 ± 0.273) ES (0.135 ± 0.404) 8.03 -cubebeno EI (0.02 ± 0.025) ES (0.031 ± 0.067) 14.09 6-tridecano EI (0.021 ± 0.567) ES (0.383 ± 1.94) 7.94 germacreno D EI (0.034 ± 0.143) ES (0.04 ± 0.092) 14.33 heptacosano EI (0.141 ± 0.434) ES (0.1 ± 0.29) 134 Continuación de la tabla 2. 8.03 germacreno D- 4-ol EI (0.034 ± 0.093) ES (0.031 ± 0.064) 14.55 9-octadecino EI (0.066 ± 0.144) ES (0.117 ± 0.414) 8.34 -cadineno EI (0.015 ± 0.046) ES (0.024 ± 0.086) 14.72 hexacosano EI (0.136 ± 0.334) ES (0.165 ± 0.437) 8.61 germacreno B EI (0.011 ± 0.018) ES (0.018 ± 0.058) 14.86 biciclo[10.1. 0]tridec-1- eno EI (0.207 ± 0.507) ES (0.194 ± 0.479) 8.77 óxido de cariofileno EI (0.016 ± 0.037) ES (0.015 ± 0.042) 15.21 escualeno EI (0.024 ± 0.054) ES (0.023 ± 0.078) 8.91 ciclohexano propanol, 2,2- dimetil-6- metileno EI (0.025 ± 0.059) ES (0.034 ± 0.18) 15.73 -sitosterol EI (0.048 ± 0.169) ES (0.022 ± 0.041) 9.11 metil dihidrojasmon ato EI (0.016 ± 0.047) ES (0.017 ± 0.08) 16.09 nonacosano EI (0.17 ± 0.543) ES (0.114 ± 0.112) 9.24 heptadecano EI (0.024 ± 0.052) ES (0.03 ± 0.118) 16.36 octadecanal EI (0.013 ± 0.04) ES (0.056 ± 0.281) 9.39 cadaleno EI (0.016 ± 0.037) ES (0.013 ± 0.024) Se observa que las hojas RE son las que sufrieron menor daño, y su índice de diversidad es alto, en cambio en las hojas J (que presentan mayor daño), el índice de diversidad es bajo en los dos estratos. En el inicio de las lluvias en las hojas del estrato inferior (Fig. 1c), el grupo de hojas M fue el más dañado de todos (F(3,76) = 67.22; P < 0.001) y el índice de diversidad de estas hojas fue el menor (F(3,76) = 5.87; P < 0.01). También al inicio de las lluvias las hojas RE fueron las menos dañadas, sin embargo, no tienen el valor más alto de índice de diversidad que tienen las hojas SM que fueron las que presentaron mayor daño que las hojas RE; En esta misma época en las hojas del estrato superior (Fig.1d), las hojas RE presentan menor daño que las hojas J, SM y M (F(3,73) = 29.28; P < 0.001), sin embargo, el índice de diversidad es menor en estas hojas RE y en las hojas M, habiendo una gran diferencia con las hojas SM (F(3,73) = 7.89; P < 0.001). Al final de las lluvias no se encontraron hojas M (Fig. 1e y 1f); en esta colecta en las hojas del estrato inferior (Fig. 1e), el menor daño lo sufrieron, como se esperaba las hojas RE (F(2,57) = 18.73; P < 0.001). El índice de diversidad es mayor en un 50% en las hojas RE que en las J y las SM (F(2,57) = 13.54; P < 0.001). En el estrato superior (Fig. 1f), como también se esperaba, el menor daño lo tuvieron las hojas RE (F(2,54) = 8.93; P < 0.001), el mayor índice de diversidad también lo tuvieron estas hojas junto con las hojas J 135 (F(2,54) = 5.4; P < 0.01) aunque, el porcentaje de área foliar removida fue mayor en las hojas J. 4.3.2. Tasas de herbivoría por edad de la hoja, ubicación y orientación Se evaluaron diferencias encontradas en la tasa de herbivoría considerando la ubicación y orientación de las hojas en los estratos de la copa del árbol (inferior norte y sur; superior norte y sur) (Fig. 4), en hojas J, SM y M en la época de secas; y en hojas J y SM en la época de lluvias. En las hojas del estrato inferior de la copa del árbol el ANOVA mostró que las diferencias fueron muy notorias tanto en el sur como en el norte (F9, 90 = 7.5310; P < 0.001). En la época de lluvias, las diferencias en la tasa de herbivoría en las hojas J, fueron 2 veces mayores en norte son y 3 veces mayores en el sur (P < 0.001) comparada con la época de secas; también en la época de lluvias, las diferencias en la tasa de herbivoría de las hojas SM tanto del sur como en el norte fueron 2 veces mayores que en época secas (P < 0.05). Respecto a las diferentes edades de las hojas en esta época de lluvias solo hubo diferencias significativas entre las hojas J y SM (Fig. 4a). En el estrato superior de la copa de los árboles, en la época de secas (hojas SM y M) y en la época de lluvias (hojas SM) se calculó la tasa de herbivoría. En las hojas del estrato superior de la copa del árbol hacia el sur, no hubo diferencias en las hojas SM, sin embargo hacia el norte, el ANOVA mostró que las diferencias entre el daño en las hojas SM fue el doble en la época de lluvias comparado con la época de secas (F5, 53 = 4.8485, P < 0.01). La época de lluvias en las hojas SM presentan mayor tasa de herbivoría (Fig. 4b). 136 a b SECAS ESTRATO INFERIOR RE JOVENES SM MADURAS EDAD 4 6 8 10 12 14 16 % D E D A Ñ O 2.90 2.95 3.00 3.05 3.10 3.15 3.20 3.25 3.30 IN D IC E D E S H A N N O N ( H ') indice de Shannon (D) % de Daño (I) A a b b b A B A A * *** *** *** *** SECAS ESTRATO SUPERIOR RE JOVENES SM MADURAS EDAD 4 6 8 10 12 14 16 18 20 % D E D A Ñ O 2.2 2.4 2.6 2.8 3.0 3.2 3.4 3.6 IN D IC E D E S H A N N O N ( H ') indice de Shannon (D) % de Daño (I) A C A B *** *** *** *** * a b d b c b c d INICIO DE LLUVIAS ESTRATO INFERIOR RE JOVENES SM MADURAS EDAD 4 6 8 10 12 14 16 18 % D E D A Ñ O 2 .2 2.3 2.4 2.5 2.6 2.7 2.8 2.9 3.0 IN D IC E D E S H A N N O N ( H ') indice de Shannon (D) % de Daño (I) A A A B A *** *** *** *** a c d c b INICIO DE LLUVIAS ESTRATO SUPERIOR RE JOVENES SM MADURAS EDAD 4 6 8 10 12 14 16 18 % D E D A Ñ O 2.7 2.8 2.9 3.0 3.1 3.2 3.3 IN D IC E D E S H A N N O N ( H ') indice de Shannon (D) % de Daño (I) A B A B A C *** *** *** *** * a b b b e f FIN DE LLUVIAS ESTRATO INFERIOR RE JOVENES SM EDAD 6 8 10 12 14 16 18 % D E D A Ñ O 2.75 2.80 2.85 2.90 2.95 3.00 3.05 3.10 3.15 3.20 IN D IC E D E S H A N N O N ( H ') indice de Shannon (D) % de Daño (I) A B B *** *** *** *** a b b FIN DE LLUVIAS ESTRATO SUPERIOR RE JOVENES SM EDAD 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 % D E D A Ñ O 2.5 2.6 2.7 2.8 2.9 3.0 3.1 3.2 IN D IC E D E S H A N N O N ( H ') indice de Shannon (D) % de Daño (I) A B A ** *** * a b b Figura 1. Comparación de las cuatro categorías de hojas de los estratos inferior y superior de la copa del árbol. Recién emergidas (RE), jóvenes, semimaduras (SM) y maduras; el eje de la izquierda y letras minúsculas representan diferencias significativas en el por ciento de área foliar removida; el eje derecho y letras mayúsculas representan diferencias significativas en el índice de diversidad (H’). Época de secas a) y b); inicio de las lluvias c) y d); final de las lluvias e) y f). *, **, ***; Significativo a P ≤ 0.05, P ≤ 0.01, y P ≤ 0.001. 137 SUR J NORTE J SUR SM NORTE SM SUR M NORTE M Edad de la hoja y localización 0 1 2 3 4 5 T a sa d e h er b iv o rí a ( % /d ía ) Media ± 0.95 Error Estandar Secas Lluvias Estrato inferior a b a b* A A A A A A B*** B*** a SUR SM NORTE SM SUR M NORTE M Edad de la hoja y localización 0 1 2 3 4 5 6 T a sa d e h er b iv o rí a ( % /d ía ) Secas Lluvias Estrato superior Media ± 0.95 Error Estandar a a b* b** b Figura 4. Tasas de herbivoría (%AFC día-1) en la época de secas y de lluvias de muestreo y dos localizaciones de hojas jóvenes (J), semimaduras (SM) y maduras (M). a) Estrato inferior y b) estrato superior de la copa del árbol. *, **, ***; Significativo a P ≤ 0.05, P ≤ 0.01, y P ≤ 0.001. 4.3.3. Contenido de agua foliar por edad de la hoja, ubicación y orientación El contenido promedio de agua foliar en todas las edades de las hojas en la época de secas (marzo), en las hojas ubicadas en el estrato inferior y hacia el sur y norte, fue de 63.4% (± 6.1 D.E.) (Fig. 5a); y en las hojas del estrato superior y hacia el sur y norte fue similar (62.1% ± 5.9) (Fig. 5b). En el inicio de las lluvias (julio), en las hojas del estrato inferior y hacia el sur y norte, el contenido de agua disminuyó 1.1 veces (56.8% ± 3.2) (Fig. 5a), y fue similar en las hojas del estrato superior hacia el sur y norte (56.4% ± 6.9) (Fig. 5b). Al final de las lluvias (noviembre), el contenido de agua disminuyó 1.2 veces (54% ± 6.0) en las hojas del estrato inferior hacia el sur y norte (Fig. 5a); e igual en las del estrato superior (también sur y norte) (Fig. 5b); no se observaron diferencias en el contenido de agua en los estratos superior e inferior del inicio de las lluvias (Fig.5a y 5b). En la época de secas las hojas del estrato inferior de la copa de los árboles con mayor contenido de agua, fueron las RE (69.3% ± 1.9), las J (67.1% ± 3.9) y las SM (60.6% ± 4.0), las hojas M tuvieron menor contenido de agua (56.4% ± 3.4). Al inicio de las lluvias hubo una disminución de 1.2, 1.2 y 1.1 veces respectivamente en las hojas RE (57% ± 3.6), J (56.7% ± 3.0), SM (56.2% ± 3.4) y; sin embargo, en las hojas M (57.2% ± 2.8) hubo un ligero aumento comparado con la época de secas (1.01 veces); por otro lado, se observaron ligeras diferencias en las diferentes edades de las hojas Al final de las lluvias (donde no se encontraron hojas maduras) hay una disminución de 1.2, 1.3 y 1.2 138 respectivamente del contenido de agua foliar en las RE (59.7% ± 6.9), J (52% ± 2.2), SM (50.4% ± 2.8) (Fig. 5a). En cada una de las diferentes edades de las hojas del estrato inferior, entre las 3 diferentes épocas se observaron diferencias muy evidentes (P < 0.001) en las hojas RE, J y SM hacia el sur como al norte, sin embargo, en las hojas M no hubo diferencias significativas sur y norte en dos épocas: la de secas y al inicio de las lluvias. En la época de secas al sur, hay diferencias del 8% en el contenido de agua de las hojas RE con las SM (P < 0.05) y del 12% con las hojas M (P < 0.001). Al inicio de las lluvias no hay diferencias significativas en cuanto al contenido de agua en las diferentes edades de las hojas (Fig. 5a). Al fin de las lluvias en las hojas al sur hay diferencias entre las RE (10%) y las J y SM (P < 0.001). En época de secas en las hojas al norte hay diferencias del 10% entre las hojas RE y J y las SM y M (P < 0.001). Al inicio de las lluvias no hay diferencias en las distintas edades de las hojas en cuanto al contenido de agua. Al final de las lluvias hay diferencias de las hojas RE del 7% con las J y SM (P < 0.05) (Fig.5a). En la época de secas, en las hojas del estrato superior, existe mayor contenido de agua, de mayor a menor, en: las RE (68.2% ± 4.2), las J (65.7% ± 2.2) y las SM (58% ± 2.3); el contenido menor lo tienen las hojas M (56.3% ± 3.1). Al inicio de las lluvias hay una disminución de 1.2 en dos edades de las hojas respectivamente RE (58.3% ± 7.5) y J (57.1% ± 10.4); solo en las hojas SM (55.8% ± 3.0) y M (54.3% ± 3.5) no hubo variación en el contenido de agua; de la misma manera, en las hojas del estrato inferior no se observó variación en las diferentes edades de las hojas. Al final de las lluvias hay una disminución de 1.2, 1.2 y 1.1 respectivamente del contenido de agua foliar en hojas RE (57.9% ± 8.6), J (52.7% ± 4.6) y SM (51.3% ± 2.8) (Fig.5b). En las hojas del estrato superior hacia el sur, en las 3 diferentes épocas, las hojas RE y las hojas J tienen respectivamente 10% (P < 0.001) y 13% (P < 0.01) más contenido de agua en la época de secas que al final de las lluvias, sin embargo, no hay diferencias en las hojas SM y M en estas épocas. En las hojas al norte, en las RE y las hojas J tienen, respectivamente, 10% (P < 0.05) y 14% (P < 0.001) más agua en la época de secas; sin embargo, no hay diferencias significativas en las hojas SM y M. En época de secas al sur, las hojas RE muestran diferencias del 10% (P < 0.01) comparadas con las SM y M. Al inicio y al final de las lluvias, no hay diferencias en cuanto al contenido de agua de las hojas de diferentes edades. En la época de secas al norte, las hojas RE y J muestran 139 diferencias del 11% (P < 0.01) con las SM y del 13% (P < 0.001) con las M. Al inicio y al final de las lluvias no hay diferencias en cuanto al contenido de agua en las diferentes edades de las hojas (Fig. 5b). SUR RE SUR J SUR SM SUR M NORTE RE NORTE J NORTE SM NORTE M Edad de la hoja y localización 0 50 52 54 56 58 60 62 64 66 68 70 % d e a g u a f o li a r Secas Inicio de lluvias Fin de lluvias Estrato inferior Media ± 0.95*Error estandar A*** a*** a*** a*** b a* a b b b b b a*** c b* a b A** * A** * A** * A A*** A** * A B B C** B B B B B B B C B B a SUR RE SUR J SUR SM SUR M NORTE RE NORTE J NORTE SM NORTE M Edad de la hoja y localización 0 50 52 54 56 58 60 62 64 66 68 70 % d e ag ua f ol ia r Secas Inicio de lluvias Fin de lluvias Estrato superior Media ± 0.95* Error estandar A** A A** * A* B A B B BB B*** B** B a** a b c*** b* * c a* b a b b b Figura 5. Contenido de agua foliar (%) en tres épocas de muestreo y dos ubicaciones de hojas recién emergidas (RE), jóvenes (J), semimaduras (SM) y maduras (M). a) Estrato inferior y b) estrato superior de la copa del árbol. *, **, ***; Significativo a P ≤ 0.05, P ≤ 0.01, y P ≤ 0.001. En un análisis de ANCOVA en donde la variable dependiente es el porcentaje de daño y como covariables son el índice de diversidad de Shannon (H’) y el porcentaje de agua foliar; en las hojas del estrato inferior, en la época de secas no hay diferencias en el daño (F(7, 70) = 1.185, P = 0.32). Al inicio de las lluvias, hay diferencias entre las hojas de distinta edad (F(7, 70) = 9.1311, P < 0.001), las hojas RE del sur tienen diferencias con las SM (P < 0.05) y con las M (P < 0.001) y las hojas RE del norte con las M (P < 0.01). El H’ muestra que las diferencias son marginales (P = 0.051) con el daño; al fin de lluvias no hay diferencias del daño con respecto al H’ y entre las distintas edades de las hojas (F(5, 52) = 2.3165, P = 0.057). En las hojas del estrato superior en época de secas (F(7, 68) = 1.28, P = 0.27) y al inicio de las lluvias (F(7, 67) = 1.49, P = 0.19), no se ven diferencias en el porcentaje de daño y al final de las lluvias, tampoco hay diferencias (F(5, 48) = 2.32, P = 0.058). 140 4.3.4. Diferencias en las distintas épocas de colecta De los 10 individuos muestreados en cada una de las 3 épocas, se consideraron 4 compuestos mayoritarios (estragol, (+)-cicloisosativeno, cariofileno, 7-hexadecino y - sitosterol), separando la ubicación de las hojas en los estratos superior (ES) e inferior (EI) de la copa del árbol (Fig. 6); En el árbol 3, en la época de secas (Fig. 6a), los compuestos de las hojas del ES y EI disminuyen con forme avanza la edad de la hoja, excepto el 7- hexadecino del EI que aumenta en las hojas J y (+)-cicloisosativeno del EI en las hojas SM; sin embargo, en este mismo individuo (árbol 3) al inicio de las lluvias (Fig. 6b), en los dos estratos se observan disminuidos los compuestos en las hojas J y solamente el estragol y cariofileno aumentaron su concentración en las hojas RE y SM respectivamente del ES; al final de las lluvias (Fig. 6c) en las hojas tanto del ES como el EI el estragol se encuentra en altas proporciones en las RE, sin embargo, en las hojas J del EI sus proporciones se mantienen altas y en las J del ES disminuyen precipitadamente, esto ocurre en las hojas SM, pero de manera contraria. En el árbol 5 en la época de secas (Fig. 7a), diferentes compuestos se encuentran en proporciones superiores en las distintas edades de las hojas; en las hojas del ES en las RE, se encuentra el cariofileno, y en las hojas J, el 7-hexadecino; en las hojas del EI las SM se encuentra el (+)-cicloisosativeno; al inicio de las lluvias (Fig. 7b) se repite el patrón anterior pero diferentes compuestos en las hojas; en las ubicadas en el EI, en las RE se encuentra el estragol, en las SM el (+)-cicloisosativeno,y en las J el cariofileno; al final de las lluvias (Fig.7c) no hay cambios muy notorios en las diferentes edades, en las hojas RE y J el estragol del ES y en las hojas RE el 7-hexadecino del EI contienen las más altas concentraciones. En el árbol 9, en la época de secas (Fig. 8a), se encuentran el (+)-cicloisosativeno y 7-hexadecino del ES disminuyen con la edad de la hoja, sin embargo, el 7-hexadecino del EI aumenta conforme aumenta la edad de la hoja; al inicio de las lluvias (Fig. 8b), en las hojas del ES el estragol y (+)-cicloisosativeno eI disminuye con la edad de la hoja. Sin embargo, se observa un notorio aumento de estragol del EI en las hojas SM y de cariofileno del EI en las hojas J. Al final de las lluvias (Fig. 8c), se observa un aumento considerable de estragol del ES en las hojas RE y del (+)- cicloisosativeno del ES en las hojas SM. 141 Estrato inferior RE JOVENES SM M 0 10 20 30 40 50 60 P O R C E N T A J E Estrato superior RE JOVENES SM M 0 10 20 30 40 50 60 P O R C E N T A J E a Estrato inferior RE JOVENES SM M 0 10 20 30 40 P O R C E N T A J E Estrato superior RE JOVENES SM M 0 10 20 30 40 P O R C E N T A JE b Estrato inferior RE JOVENES SM 0 10 20 30 40 P O R C E N T A J E Estrato superior RE JOVENES SM 0 10 20 30 40 P O R C E N T A JE c Figura 6. Árbol 3 Proporciones de compuestos mayoritarios del estrato inferior (EI) y superior (ES) de la copa del árbol en diferentes edades de las hojas. a) secas, b) inicio de lluvias, c) fin de lluvias. estragol EI estragol ES (+)-cicloisosativeno EI (+)-cicloisosativeno ES cariofileno EI cariofileno ES 7-hexadecino EI 7-hexadecino ES -sitosterol EI -sitosterol ES 142 Estrato inferior RE JOVENES SM M 0 10 20 30 40 50 60 P O R C E N T A J E Estrato superior RE JOVENES SM M 0 10 20 30 40 50 60 P O R C E N T A JE a Estrato inferior RE JOVENES SM M 0 10 20 30 40 50 P O R C E N T A J E Estrato superior RE JOVENES SM M 0 10 20 30 40 50 P O R C E N T A J E b Estrato inferior RE JOVENES SM 0 10 20 30 40 P O R C E N T A J E Estrato superior RE JOVENES SM 0 10 20 30 40 P O R C E N T A J E c Figura 7. Árbol 5 proporciones de compuestos mayoritarios del estrato inferior (EI) y superior (ES) de la copa del árbol en diferentes edades de las hojas. a) secas, b) inicio de lluvias, c) fin de lluvias. estragol EI estragol ES (+)-cicloisosativeno EI (+)-cicloisosativeno ES cariofileno EI cariofileno ES 7-hexadecino EI 7-hexadecino ES -sitosterol EI -sitosterol ES 143 Estrato inferior RE JOVENES SM M 0 10 20 30 40 50 60 Estrato superior RE JOVENES SM M 0 10 20 30 40 50 60 P O R C E N T A J E a Estrato inferior RE JOVENES SM M 0 10 20 30 40 50 60 70 P O R C E N T A JE Estrato superior RE JOVENES SM M 0 10 20 30 40 50 60 70 P O R C E N T A JE b Estrato inferior RE JOVENES SM 0 10 20 30 40 50 P O R C E N T A J E Estrato superior RE JOVENES SM 0 10 20 30 40 50 P O R C E N T A JE c Figura 8. Árbol 9 proporciones de compuestos mayoritarios del estrato inferior (EI) y superior (ES) de la copa del árbol en diferentes edades de las hojas. a) secas, b) inicio de lluvias, c) fin de lluvias. estragol EI estragol ES (+)-cicloisosativeno EI (+)-cicloisosativeno ES cariofileno EI cariofileno ES 7-hexadecino EI 7-hexadecino ES -sitosterol EI -sitosterol ES 144 Se llevo a cabo un ANOVA de medidas repetidas considerando la concentración total de los compuestos y el porcentaje de daño en las diferentes edades de las hojas. En este ANOVA se consideraron como variables independientes, la edad y la concentración total de todos los compuestos, en las tres diferentes épocas tomaron en cuenta las hojas RE, J y SM (Tabla 3); en las 3 diferentes épocas hay diferencias de la concentración total en la edad (p < 0.001) y en la concentración total en las diferentes épocas (p < 0.01); sin embargo en la interacción concentración total*edad (p = 0.55) no hay diferencias. En el análisis de la edad con el porcentaje de daño, solo encontramos diferencias en el porcentaje de daño en las tres diferentes épocas (p < 0.001), pero no entre las diferentes edades de las hojas (Tabla 3). En el ANOVA de medidas repetidas, considerando las 4 categorías de edad (Tabla 4), solo se tomaron en cuenta las dos primeras épocas; en el análisis de la edad con la concentración total, solo encontramos diferencias entre las edades (p < 0.01); y en el análisis de la edad con el porcentaje de daño hay diferencias en la edad (p < 0.001) y en la interacción del porcentaje de daño*edad (p < 0.05); sin embargo, no se encontraron diferencias en el porcentaje de daño entre las dos épocas (Tabla 4). Tabla 3. Análisis de medidas repetidas en hojas recién emergidas, jóvenes y semimaduras. Variables independientes la edad de la hoja y la concentración total. Variable dependiente, el porcentaje de daño. Se consideraron tres épocas: la de secas, el inicio de lluvias y el final de las lluvias. Edad y concentración total MS F p Edad 8209.8 9.82 0.000*** Error 836.2 Concentración total 5509.4 5.83 0.003** Concentración total*edad 718.5 0.76 0.55NS Error 945.8 Épocas 505.7 22.76 0.000*** Error 22.2 NS = no significativo, * p < 0.05, ** p < 0.01, *** p < 0.001. 145 Tabla 4. Análisis de medidas repetidas en hojas recién emergidas, jóvenes, semimaduras y maduras. Como variables independientes la edad de la hoja y la concentración total. Variable dependiente el porcentaje de daño. Se consideraron dos épocas: la de secas y la del inicio de lluvias. Edad y concentración total MS F p Edad 4985.2 4.67 0.004** Error 1066.5 Concentración total 14.1 0.01 0.92NS Concentración total*edad 2243.1 1.77 0.16NS Error 1266.7 Épocas 2.7 0.16 0.69NS Épocas*edad 47.3 2.78 0.043* Error 17 NS = no significativo, * p < 0.05, ** p < 0.01, *** p < 0.001. 4.3.5. Compuestos más abundantes en las 3 diferentes épocas Los compuestos más abundantes de las 3 diferentes épocas (Fig. 9), en las hojas de los estratos superior e inferior de la copa del árbol fueron: -pineno, (Fig. 9a y 9b); estragol (Fig. 9c y 9d); (+)-cicloisosativeno (Fig. 9e y 9f) y -sitosterol (Fig. 9g y 9h). El -pineno, en las hojas del estrato inferior SM y en la época de secas (Fig. 9) tiene la concentración más baja; misma que aumenta en el inicio de lluvias en las hojas RE, J y SM, aunque en las hojas M disminuyó. En las hojas del estrato superior, el -pineno disminuyó en las hojas RE al final de las lluvias, contrario a lo observado en las hojas M, en donde la disminución se observó en el inicio de éstas (Fig. 9b). El estragol, en las hojas del estrato inferior y superior, tiene un aumento al final de las lluvias en las RE; sin embargo en las hojas del estrato inferior, en las J y SM, se observó una disminución; por otro lado, no se observaron cambios en las hojas M en las dos primeras épocas. El (+)-cicloisosativeno en las hojas del estrato inferior y en el inicio de las lluvias (Fig. 9e), va aumentando con la edad de la hoja, por lo tanto, se encuentra en mayor proporción en las hojas M; en el estrato superior, las mayores proporciones se encuentran en las hojas SM y M (Fig. 9f). El -sitosterol en las hojas del estrato inferior, en todas las colecta (Fig. 9g), no mostró un patrón en las diferentes edades de las hojas, ni en las diferentes épocas. En el estrato superior, la mayor proporción se encuentra en las hojas SM del inicio de las lluvias; por otro lado, al final de las lluvias, la mayor proporción de -sitosterol, se encuentra en las hojas J (Fig. 9h). 146 RE JOVENES SM MADURAS Edad 0 1 2 3 4 5 6  - p i n e n o ( % ) a Secas Inicio de lluvias Fin de lluvias Media ± 0.95*EE Estrato inferior RE JOVENES SM MADURAS Edad 0 1 2 3 4 5 6  - p i n e n o ( % ) b Secas Inicio de lluvias Fin de lluvias Media ± 0.95*EE Estrato superior RE JOVENES SM MADURAS Edad 0 2 4 6 8 10 12 14 e s t r a g o l ( % ) c Secas Inicio de lluvias Fin de lluvias Media ± 0.95*EE Estrato inferior RE JOVENES SM MADURAS Edad 0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 e s t r a g o l ( % ) d Secas Inicio de lluvias Fin de lluvias Media ± 0.95*EE Estrato superior RE JOVENES SM MADURAS Edad 0 2 4 6 8 10 12 14 ( + ) - c i c l o i s o s a t i v e n o ( % ) e Secas Inicio de lluvias Fin de lluvias Media ± 0.95*EE Estrato inferior RE JOVENES SM MADURAS Edad 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 ( + ) - c i c l o i s o s a t i v e n o ( % ) f Secas Inicio de lluvias Fin de lluvias Media ± 0.95*EE Estrato superior Figura 9. Porcentajes promedio de los compuestos más abundantes en hojas de 10 árboles de Persea americana var. Hass, en tres diferentes épocas del año (1a., 2a. y 3a.) y dos estratos: inferior (EI) y superior (ES) de la copa del árbol, con su respectivo error estándar. En el eje de las X representan: las edades de las hojas (a) -pineno inferior, (b) -pineno superior, (c) estragol inferior, (d) estragol superior, (e) (+)-cicloisosativeno inferior, (f) (+)-cicloisosativeno superior y (g) -sitosterol inferior, (h) -sitosterol superior. 147 RE JOVENES SM MADURAS Edad 0 1 2 3 4 5 6 7  - s i t o s t e r o l g Secas Inicio de lluvias Fin de lluvias Media ± 0.95*EE Estrato inferior RE JOVENES SM MADURAS Edad 0 1 2 3 4 5 6  - s i t o s t e r o l h Secas Inicio de lluvias Fin de lluvias Media ± 0.95*EE Estrato superior Continuación de la Figura 9. 4.3.6. Análisis de tamaño y forma de las mezclas de metabolitos secundarios en la ontogenia En las hojas del estrato inferior de la copa del árbol y en la época de secas (Fig. 10a), la concentración media estandarizada (CMS) se encuentra en un rango entre 0.5 y - 5.0; en las hojas RE la mayoría de los compuestos tienen valores arriba de cero en la CMS, sin embargo, en las hojas SM y M la mayoría de los valores se encuentran abajo de cero. En el inicio de las lluvias, estas concentraciones cambiaron, la CMS se encuentra entre 0.5 y - 2.5 (Fig. 10b); en las hojas RE, la CMS se encuentra de 0.23 hasta -0.5, sin embargo, el mayor número de compuestos aumento su CMS en las hojas J. Por otro lado las concentraciones de los otros grupos de hojas se encuentran debajo de la CMS. Cabe mencionar que en las dos primeras épocas los perfiles químicos de las hojas SM y M son muy diferentes, en la época de secas todos los compuestos se encuentran muy cercanos a la CMS y en el inicio de las lluvias se observaron aumentos y disminuciones que se pueden apreciar con facilidad. En el final de las lluvias, la concentración media estandarizada (CMS) se encuentra en un rango entre 1.0 y -1.5 (Fig. 10c); el 1S--pineno, camfeno, - pineno, L--pineno, eugenol metil éter, -cariofileno, germacreno D, óxido de cariofileno, cadaleno, (-)-E-pinane, ácido palmítico y 7-hexadecino, se encuentran debajo de la CMS, sin embargo en las hojas J y SM se encuentra arriba de esta concentración. 148 a b c Figura 10. Concentración media estandarizada de 21 compuestos presentes en el estrato inferior de la copa del árbol en cada categoría de tamaño de las hojas. En las figuras (a) y (b) se consideraron 4 categorías (recién emergidas, jóvenes, semimaduras y maduras) y en la figura (c) solo las primeras 3 categorías. a) Secas; b) inicio de las lluvias; c) final de las lluvias. FIN DE LLUVIAS -5 -4 -3 -2 -1 0 1 EDAD DE LA HOJA ESTRATO INFERIOR C O N C E N T R A C IÓ N M E D IA E ST A N D A R IZ A D A RECIENEMERGIDAS JÓVENES SEMIMADURAS IN IC IO D E L L U V IA S -5 -4 -3 -2 -1 0 1 E D A D D E L A H O J A E ST R A T O IN F E R IO R C O N C E N T R A C IÓ N M E D IA E ST A N D A R IZ A D A R E C IE N E M E R G ID A S J Ó VE N E S SE M IM A D U R A S M A D U R A S S E C A S -5 -4 -3 -2 -1 0 1 E D A D D E L A H O J A E S T R A T O I N F E R I O R C O N C E N T R A C IÓ N M E D IA E ST A N D A R IZ A D A R E C IE N E M E R G ID A S J Ó V E N E S S E M IM A D U R A S M A D U R A S 1S-a-pineno camfeno a-pineno L-b-pineno p-cimeno D-limoneno estragol (+)-cicloisosativeno eugenol metil eter cariofileno a-caryofileno germacreno D d-cadineno germacreno B óxido de cariofileno cadaleno (-)-E-pinano ácido palmitico 7-hexadecino g-sitosterol       149 En las hojas del estrato superior de la copa del árbol, en la época de secas (Fig. 11a) la concentración media estandarizada (CMS) se encuentra en un rango entre 0.5 y -3.2. En las hojas RE la mayoría de los compuestos tienen valores de CMS cercanos a cero, sin embargo, en las hojas J la mayoría de los valores se encuentran abajo de cero hasta cerca de -2.5; por otro lado, en las hojas SM y M, la mayoría de los compuestos se encuentran arriba de cero de la CMS. En el inicio de las lluvias estas concentraciones cambiaron, la CMS se encuentra entre 0.9 y -1.5 (Fig. 11b); en las hojas RE y M, la CMS de la mayoria de los compuestos se encuentra debajo de cero, sin embargo, el mayor número de compuestos aumento su CMS en las hojas J y en las SM. Cabe mencionar que en las dos primeras épocas los perfiles químicos de las hojas J, SM y M son muy diferentes. En el finan de las lluvias, la concentración media estandarizada (CMS) se encuentra en un rango entre 0.8 y - 2.0 (Fig. 11c). Los compuestos que se encuentran debajo de cero en las hojas RE en las hojas J y SM se encuentran arriba de cero de la CMS. 4.3.6.1. Tamaño de los compuestos químicos foliares de P. americana var. Hass entre grupos En la época de secas, en las hojas del estrato inferior de la copa del árbol (Tabla 5), el óxido de cariofileno y el ácido palmítico (P < 0.05) separan a los grupos. La variación encontrada en el análisis discriminante produce 3 funciones; los tres ejes consideraron el 100% de la variación entre los grupos (Tabla 7). El primer eje explica aproximadamente el 60.3% de la variación y esta representada por la disminución en la concentración de óxido de cariofileno y el aumento en la concentración de (+)-cicloisosativeno (Tabla 9). El primer eje discriminante basado en las variables de tamaño, separa al grupo de las hojas M del resto (Fig. 12a). El segundo eje considera aproximadamente el 29.5% de la variación, está correlacionado con la disminución ácido palmítico, y el aumento del (-)-E-pinano (Tabla 9). El segundo eje separa al grupo de las hojas SM y M de las RE y J (Fig. 12a). El tercer eje explica aproximadamente el 10.2% de la variación y está correlacionado con el aumento del -pineno, y la disminución de germacreno D, y separa al grupo de las hojas RE del resto. 150 a b c Figura 11. Concentración media estandarizada de 21 compuestos presentes en el estrato superior de la copa del árbol en cada categoría de tamaño de las hojas. En las figuras (a) y (b) se consideraron 4 categorías (recién emergidas, jóvenes, semimaduras y maduras) y en la figura (c) solo las primeras 3 categorías. a) Secas; b) inicio de lluvias; c) fin de lluvias. S E C A S - 3 . 5 - 3 - 2 . 5 - 2 - 1 . 5 - 1 - 0 . 5 0 0 . 5 1 E D A D D E L A H O J A E S T R A T O S U P E R I O R C O N C E N T R A C IÓ N M E D IA E ST A N D A R IZ A D A R E C I E N E M E R G I D A S J Ó V E N E S S E M I M A D U R A S M A D U R A S 1S-a-pineno camfeno a-pineno L-b-pineno p-cimeno D-limoneno estragol (+)-cicloisosativeno eugenol metil eter cariofileno a-caryofileno germacreno D d-cadineno germacreno B óxido de cariofileno cadaleno (-)-E-pinano ácido palmitico 7-hexadecino g-sitosterol       INICIO DE LLUVIAS -3.5 -3 -2.5 -2 -1.5 -1 -0.5 0 0.5 1 EDAD DE LA HOJA ESTRATO SUPERIOR CO NC EN TR AC IÓ N M ED IA ES TA ND AR IZ AD A RECIENEMERGIDAS JÓVENES SEMIMADURAS MADURAS FIN DE LLUVIAS -3.5 -3 -2.5 -2 -1.5 -1 -0.5 0 0.5 1 EDAD DE LA HOJA ESTRATO SUPERIOR C O N C EN TR A C IÓ N M ED IA ES TA N D A R IZ A D A RECIENEMERGIDAS JÓVENES SEMIMADURAS 151 La mayoría de la variación de la CA (Concentración Absoluta) de los compuestos de toda la muestra (85%; DF1 + DF2), fue considerada por la variación entre los grupos de las hojas M y las RE. (Fig. 12a, Tabla 7). En la época de secas, en las hojas del estrato superior de la copa del árbol (Tabla 6), el 7-hexadecino, cariofileno, L--pineno (P < 0.05) y D-limoneno (P < 0.001) separan a los grupos. La variación encontrada en el análisis discriminante produce 3 funciones, los tres ejes consideraron el 100% de la variación entre los grupos (Tabla 8). El primer eje explica aproximadamente el 50.9% de la variación y está representada por la disminución en la concentración de D-limoneno y el aumento en la concentración de estragol (Tabla 9). El primer eje discriminante basado en las variables de tamaño, separa al grupo de las hojas J del resto (Fig. 12a). El segundo eje considera aproximadamente el 34% de la variación y está correlacionado con la disminución del germacreno B y el aumento del 7-hexadecino (Tabla 9). El segundo eje separa al grupo de las hojas RE de las SM y las M (Fig. 12a). El tercer eje explica aproximadamente el 15.1% de la variación y está correlacionado con el aumento del óxido de cariofileno y la disminución del (+)-cicloisosativeno y separa el grupo de las hojas SM del resto (Fig. 12a). La mayoría de la variación de la CA de los compuestos de toda la muestra (85%; DF1 + DF2), fue considerada por la variación entre los grupos de las hojas M y las RE (Fig. 12a, Tabla 8). En el inicio de las lluvias, en las hojas del estrato inferior de la copa del árbol (Tabla 5), el óxido de cariofileno (P < 0.05) separa a los grupos. En todos los compuestos, la variación encontrada en el análisis discriminante produce 3 funciones, los tres ejes consideraron el 100% de la variación entre los grupos (Tabla 7). El primer eje explica aproximadamente el 61.6% de la variación y está representada por la disminución en la concentración de (-)-E-pinano y el aumento en la concentración de óxido de cariofileno (Tabla 10). El primer eje discriminante basado en las variables de tamaño, separa al grupo de las hojas RE y J del resto (Fig. 12c). El segundo eje considera aproximadamente el 29.9% de la variación y está correlacionado con la disminución del ácido palmítico y el aumento del 1S--pineno (Tabla 10). El segundo eje separa al grupo de las hojas J de las RE y las M (Fig. 12c). 152 Tabla 5. Resultado del análisis de discriminantes del estrato inferior de la copa del árbol, que se realizó en cada uno de los grupos de las tres diferentes épocas (en el final de las lluvias no hay hojas maduras), de la concentración absoluta (tamaño) y relativa (forma). Solamente se registraron los compuestos que diferenciaron a cada grupo en el modelo. Compuesto s Recién emergid as Media ± Error Std. Jóvenes Media ± Error Std. Semima duras Media ± Error Std. Madura s Media ± Error Std. (Forma) F (Tamaño) F óxido de cariofileno 11.64 ± 8.2 5.32 ± 3.86 1.69 ± 1.14 9.4 ± 2.54 3.33* 3.71* Secas, en tamaño: Wilks’Lamda: 0.542; F (27.199) = 1.72 p<0.05; y en forma: Wilks’Lamda: 0.481; F(33.195) = 1.67 p<0.05. g/g de hoja seca. ácido palmítico 41.11 ± 17.61 24.95 ± 15.86 12.78 ± 3.09 13.77 ± 5.77 N.I.M 2.93* óxido de cariofileno 0.44 ± 0.44 1.23 ± 0.74 6.76 ± 3.9 17.43 ± 12.33 1.33 NS 2.94*Inicio de lluvias, en tamaño: Wilks’Lamda: 0.609; F (21.201) = 1.812 p<0.05; y en forma: Wilks’Lamda: 0.403; F(39.19) = 1.75 p<0.01. g/g de hoja seca. D- limoneno 8.16 ± 3.74 2.55 ± 1.49 0.2 ± 0.15 0.6 ± 0.34 4.02* 1.66 NS p-cimeno 18.96 ± 9.47 1.45 ± 0.59 0.44 ± 0.16 N.D. 14.49** * 14.69*** L-- pineno 16 ± 10.95 3.53 ± 0.54 2.76 ± 0.28 N.D. 7.74** 6.68** (+)- cicloisosat iveno 2.55 ± 2.55 0.00 ± 0.00 0.27 ± 0.14 N.D. 7.76** 6.28** - cadineno 14.55 ± 14 0.00 ± 0.00 0.00 ± 0.00 N.D. N.I.M 6.26** 1S-- pineno 0.00 ± 0.00 0.17 ± 0.12 0.00 ± 0.00 N.D. 3.89* 1.23 NS Fin de lluvias, en tamaño: Wilks’Lamda: 0.177; F (28.88) = 4.319 p<0.001; y en forma: Wilks’Lamda: 0.212; F(20.96) = 5.623 p<0.001. g/g de hoja seca. camfeno 0.00 ± 0.00 0.00 ± 0.00 0.08 ± 0.08 N.D. 3.81* 1.92 NS NS = no significativo, * p < 0.05, ** p < 0.01, *** p < 0.001. N.I.M. = no incluido en el modelo. N.D.= no detectado. 153 Tabla 6. Resultado del análisis de discriminantes del estrato superior de la copa del árbol, que se realizó en cada uno de los grupos de las tres diferentes épocas (en el final de las lluvias no hay hojas maduras), de la concentración absoluta (tamaño) y relativa (forma). Solamente se registraron los compuestos que diferenciaron a cada grupo en el modelo. Compuestos Recién emergidas Media ± Error Std. Jóvenes Media ± Error Std. Semimad uras Media ± Error Std. Maduras Media ± Error Std. (Forma) F (Tamaño ) F 7- hexadecino 1628.77 ± 1445.88 183.35 ± 106.56 36.95 ± 8.46 34.7 ± 8.69 2.83* 3.18* cariofileno 118.62 ± 39.18 3934.85 ± 3871.86 20.35 ± 6.04 14 ± 2.94 3.20* 2.83* D-limoneno 39.02 ± 15.6 17.61 ± 6.09 15.07 ± 5.54 7.66 ± 1.67 2.8* 4.24** Secas, en tamaño: Wilks’Lamda: 0.332; F (39.184) = 2.13 p<0.001; y en forma: Wilks’Lamda: 0.374; F(36.186) = 2.047 p<0.01. g/g de hoja seca. L--pineno 47.64 ± 26.44 23.2 ± 9 17.17 ± 4.42 12.16 ± 3.15 2.44 NS 2.99* cariofileno 6.58 ± 3.58 11.76 ± 3.44 2.46 ± 1.47 0.64 ± 0.36 23.37* ** 15.86** * (-)-E- pinano 5.81 ± 2.83 11.53 ± 4.55 16.46 ± 5.4 16.29 ± 4.92 4.78** 3.66* germacren o B 7.05 ± 4.96 4.65 ± 1.71 5.54 ± 1.87 13.77 ± 5.53 7.34** * 7.77*** - cariofileno 6.58 ± 3.58 11.76 ± 3.44 2.46 ± 1.47 0.64 ± 0.34 4.47** 1.18 NS p-cimeno 0.00 ± 0.00 2.21 ± 1.18 0.53 ± 0.46 0.00 ± 0.00 N.I.M 2.84* cadaleno 0.56 ± 0.56 5.36 ± 3.44 4.09 ± 2.08 3.76 ± 1.54 2.89* 4.16** camfeno 16.3 ± 11.28 0.68 ± 0.51 16.86 ± 13.49 2.64 ± 1.82 4.94** 2.84* Inicio de lluvias, en tamaño: Wilks’Lamda: 0.17; F (48.173) = 2.936 p<0.001; y en forma: Wilks’Lamda: 0.223; F(36.183) = 3.377 p<0.001. g/g de hoja seca. germacren o D 49.05 ± 24.26 32.08 ± 16.19 9.62 ± 3.4 2.33 ± 1 3.27* 2.27 NS -pineno 3.86 ± 1.89 3.68 ± 0.64 3.5 4± 0.49 N.D. 5.72** 5.88** cariofileno 112.69 ± 60.86 19.07 ± 2.52 13.89 ± 2.19 N.D. 8.86** * 7.18** 7- hexadecino 61.8 ± 36.25 11.87 ± 4.75 11.64 ± 2.99 N.D. 3.61* 3.93* Fin de lluvias, en tamaño: Wilks’Lamda: 0.286; F (20.92) = 4.0 p<0.001; y en forma: Wilks’Lamda: 0.299; F(18.94) = 4.322 p<0.001. g/g de hoja seca. -sitosterol 29.17 ± 10.8 9.25 ± 1.21 7.91 ± 4.83 N.D. 377* 3.79* NS = no significativo, * p < 0.05, ** p < 0.01, *** p < 0.001. N.I.M. = no incluido en el modelo. N.D.= no detectado. 154 Tabla 7. Resultados del análisis de función discriminante (AFD) de la concentración absoluta (CA) (tamaño) y relativa (CR) (forma) de los compuestos en el aguacate Hass, en el estrato inferior de la copa del árbol. Comparamos 4 grupos en las dos primeras épocas y 3 grupos en la tercera. Análisis de la función discriminante del estrato inferior de la copa del árbol Eigenvalores Variación acumulada Época Variables FD1 FD2 FD3 FD1 FD2 FD3 CA (tamaño) 42.48 20.74 7.2 60.3% 89.8% 100%Secas CR (forma) 40.25 10.86 4.27 72.7% 92.3% 100% CA (tamaño) 34.43 16.73 4.72 61.6% 91.5% 100%Inicio de las lluvias CR (forma) 61.63 37.66 11.41 55.7% 89.7% 100% CA (tamaño) 304.93 39.19 -------- 88.6% 100% -------Final de las lluvias CR (forma) 241.44 38.28 -------- 86.3% 100% ------- Tabla 8. Resultados del análisis de función discriminante (AFD) de la concentración absoluta (CA) (tamaño) y relativa (CR) (forma) de los compuestos en el aguacate Hass, en el estrato superior de la copa del árbol. Comparamos 4 grupos en las dos primeras épocas y 3 grupos en la tercera. Análisis de function discriminante Eigenvalores Variación acumulada Época Variables FD1 FD2 FD3 FD1 FD2 FD3 CA (tamaño) 70.06 46.72 20.78 50.9% 84.9% 100%Secas CR (forma) 58.44 43.29 17.63 49% 85.2% 100% CA (tamaño) 207.32 65.24 15.59 71.9% 94.6% 100%Inicio de las lluvias CR (forma) 161.67 44.53 18.42 72% 91.8% 100% CA (tamaño) 150.1 39.84 -------- 79% 100% -------Final de las lluvias CR (forma) 153.57 31.72 -------- 82.9% 100% ------- El tercer eje explica aproximadamente el 8.5% de la variación y está correlacionado con el aumento del (-)-E-pinano, y la disminución de óxido de cariofileno y separa el grupo de las hojas M del resto. La mayoría de la variación de la CA de los compuestos de toda la muestra (91.5%; DF1 + DF2), fue considerada por la variación entre los grupos de las hojas RE y las SM. (Fig. 12c, Tabla 7). En el inicio de lluvias en el estrato superior de la copa del árbol (Tabla 6), el cariofileno, germacreno B (P < 0.001), cadaleno (P < 0.01), (-)-E- pinano, p-cimeno, canfeno (P < 0.05) separan a los grupos. 155 Tabla 9. Coeficientes de correlación (r) entre concentraciones transformadas loge+1, absoluta y relativa de los compuestos en el aguacate Hass y los tres ejes canónicos de su respectivo análisis de función discriminante en la época de secas en el estrato superior e inferior de la copa del árbol. Secas inferior Absoluta Relativa Compuestos FD1 FD2 FD3 FD1 FD2 FD3 óxido de cariofileno -0.835 -0.088 -0.02 0.74 0.191 -0.138 cariofileno 0.119 0.601 0.09 -0.254 -0.598 0.235 -pineno -0.545 0.292 0.459 0.49 -0.691 -0.154 (+)-cicloisosativeno 0.568 0.011 -0.165 -0.592 0.257 -0.04 ácido palmítico 0.511 -0.945 0.300 N.I.M N.I.M N.I.M germacreno D -0.326 0.088 -0.847 0.219 0.193 0.909 7-hexadecino 0.481 0.29 -0.139 -0.551 -0.18 0.105 1S--pineno 0.365 -0.305 -0.609 -0.368 0.619 0.189 (-)-E-pinano -0.247 0.628 0.221 N.I.M N.I.M N.I.M Secas superior germacreno B -0.024 -0.612 -0.022 0.306 0.462 -0.006 eugenol metil éter -0.4 0.484 0.285 -0.355 -0.463 0.267 7-hexadecino 0.301 0.635 -0.361 0.011 -0.681 -0.284 ácido palmítico -0.508 -0.06 0.534 N.I.M N.I.M N.I.M cariofileno 0.603 -0.23 -0.1 0.678 -0.04 -0.055 1S--pineno -0.198 -0.156 0.298 0.093 0.0141 0.321 (+)-cicloisosativeno -0.145 0.045 -0.75 -0.111 -0.074 -0.717 D-limoneno -1.487 0.287 0.047 -1.307 0.031 0.179 L--pineno 0.865 -0.39 -0.567 0.835 0.174 -0.676 estragol 0.896 0.127 -0.422 0.618 -0.28 -0.412 cadaleno -0.482 0.126 0.25 -0.599 0.077 0.5 (-)-E-pinano -0.438 -0.15 -0.554 -0.609 0.391 -0.232 óxido de cariofileno 0.209 -0.298 0.575 0.393 0.187 0.439 La variación encontrada en el análisis discriminante produce 3 funciones, los tres ejes consideraron el 100% de la variación entre los grupos (Tabla 8). El primer eje explica aproximadamente el 71.9% de la variación y está representada por la disminución en la concentración del cariofileno y el aumento en la concentración del germacreno B (Tabla 10). El primer eje discriminante, basado en las variables de tamaño, separa al grupo de las hojas re del resto (Fig. 12c). El segundo eje considera aproximadamente el 22.7% de la variación y esta correlacionado con la disminución del óxido de cariofileno y el aumento del germacreno D (Tabla 10). El segundo eje separa al grupo de las hojas J de las SM y M (Fig. 12c). El tercer eje explica aproximadamente el 5.4% de la variación y está correlacionado con el aumento del germacreno D y la disminución del eugenol metil éter, separa el grupo de las hojas SM del resto. La mayoría de la variación de la CA de los 156 compuestos de toda la muestra (94.6%; DF1 + DF2), fue considerada por la variación entre los grupos de las hojas RE y las SM (Fig. 12c, Tabla 8). Tabla 10. Coeficientes de correlación (r) entre concentraciones transformadas loge+1, absoluta y relativa, de los compuestos en el aguacate Hass y los tres ejes canónicos de su respectivo análisis de función discriminante en el inicio de las lluvias en el estrato superior e inferior de la copa del árbol. Inicio de las lluvias inferior Absoluta Relativa Compuestos FD1 FD2 FD3 FD1 FD2 FD3 estragol -0.45 -0.529 -0.081 -0.573 0.137 0.237 óxido de cariofileno 0.847 -0.302 -0.109 0.157 0.58 -0.094 ácido palmítico 0.222 -0.611 0.43 -0.135 0.575 0.361 -cariofileno -0.427 0.465 0.57 N.I.M N.I.M N.I.M (-)-E-pinano -0.622 0.091 0.479 -0.023 -0.633 0.177 D-limoneno -0.486 0.453 0.028 0.291 -0.967 0.258 1S--pineno 0.221 0.487 0.465 0.361 0.134 0.275 camfeno N.I.M N.I.M N.I.M 0.372 -0.34 0.4 L--pineno N.I.M N.I.M N.I.M 0.01 0.646 0.282 cadaleno N.I.M N.I.M N.I.M 0.377 0.141 0.051 eugenol metil éter N.I.M N.I.M N.I.M 0.468 -0.149 0.06 germacreno B N.I.M N.I.M N.I.M 0.393 -0.706 -0.485 -cadineno N.I.M N.I.M N.I.M 0.462 -0.449 -0.6 7-hexadecino N.I.M N.I.M N.I.M -0.323 -0.175 0.291 Inicio de las lluvias superior cariofileno -1,268 -0,301 -0,447 -1,412 0,409 -0,378 (-)-E-pinano 0,633 0,109 0,036 0,696 -0,128 -0,008 germacreno B 0,775 0,381 -0,348 0,697 0,545 -0,279 L--pineno 0,330 -0,273 0,07 N.I.M N.I.M N.I.M p-cimeno 0,423 -0,388 0,123 N.I.M N.I.M N.I.M germacreno D 0,355 0,433 0,499 0,556 0,08 0,549 1S--pineno -0,110 -0,487 -0,343 -0,349 -0,055 -0,5 óxido de cariofileno 0,111 -0,738 0,376 -0,155 -0,662 0,107 Eugenol metil éter 0,218 -0,237 -0,56 0,108 -0,009 -0,596 estragol -0,415 0,346 0,026 N.I.M N.I.M N.I.M cadaleno 0,709 0,082 -0,364 0,545 0,25 -0,364 camfeno -0,527 0,389 0,215 -0,519 0,758 0,371 7-hexadecino -0,22 -0,259 0,34 -0,202 -0,326 0,263 ácido palmítico 0,412 -0,251 0,118 N.I.M N.I.M N.I.M -cadineno -0,368 0,226 -0,434 -0,325 0,601 -0,298 -cariofileno 0,151 -0,46 0,142 0,264 -0,876 -0,068 157 a b c d Figura 12. Composición química en espacio discriminante; en el estrato inferior y superior de la copa del árbol, grupos que tienen diferentes edades de hojas. RE = recién emergidas; J = jóvenes; SM = semimaduras; M = maduras. Secas (a) concentración absoluta CA (tamaño); (b) concentración relativa CR (Forma). Inicio de lluvias (c) tamaño; (d) forma, en todos los casos los tres ejes representan el 100% de la variación. En el fin de las lluvias, en las hojas del estrato inferior de la copa del árbol (Tabla 5), el p-cimeno (P < 0.001) L--pineno, (+)-cicloisosativeno y -cadineno (P < 0.01) separan a los grupos. En todos los compuestos, la variación encontrada en el análisis FORM A ESTRATO INFERIOR Y SUPERIOR SECAS J ES M EI RE EI M ES SM ES J EI SM EI RE ES TAMAÑO ESTRATO INFERIOR Y SUPERIOR SECAS J ES SM EI J EI RE EI SM ES RE ES M ES M EI FORMA ESTRATO INFERIOR Y SUPERIOR DEL INICIO DE LAS LLUVIAS M EI M ES SM ES J ES SM EI RE I J EI RE ES TAMAÑO ESTRATO INFERIOR Y SUPERIOR DEL INICIO DE LAS LLUVIAS M ES SM ES SM EI M EI J ES J EI RE EI RE ES 158 discriminante produce 2 funciones, los dos ejes consideraron el 100% de la variación entre los grupos (Tabla 7). En el final de las lluvias, el primer eje explica aproximadamente el 88.6% de la variación y esta representada por la disminución en la concentración de L-- pineno y el aumento en la concentración de p-cimeno (Tabla 11). El primer eje discriminante, basado en las variables de tamaño, separa al grupo de las hojas RE de las J y las SM (Fig. 13a). El segundo eje considera aproximadamente el 11.4% de la variación, está correlacionado con la disminución del 7-hexadecino y el aumento del eugenol metil éter (Tabla 11). El segundo eje separa al grupo de las hojas J de las SM (Fig. 13a). Toda la variación de la CA de los compuestos de toda la muestra (100%; DF1 + DF2), fue considerada por la variación entre los grupos de las hojas RE y las J. (Fig. 13a, Tabla 11). En el final de las lluvias, en las hojas del estrato superior de la copa del árbol (Tabla 6), el -pineno, cariofileno (P < 0.01), 7-hexadecino, -sitosterol (P < 0.05) separan a los grupos. En todos los compuestos, la variación encontrada en el análisis discriminante produce 2 funciones, los dos ejes consideraron el 100% de la variación entre los grupos (Tabla 8). En el final de las lluvias, el primer eje explica aproximadamente el 79% de la variación y está representada por la disminución en la concentración del -pineno, y el aumento en la concentración del cariofileno (Tabla 11). El primer eje discriminante basado en las variables de tamaño, separa al grupo de las hojas recién emergidas de las jóvenes y las semimaduras (Fig. 13a). El segundo eje considera aproximadamente el 11.4% de la variación, esta correlacionado con la disminución -sitosterol y el aumento del cariofileno (Tabla 11). El segundo eje separa al grupo de las hojas J de las SM (Fig. 13a). Toda la variación de la CA de los compuestos de toda la muestra (100%; DF1 + DF2), fue considerada por la variación entre los grupos de las hojas RE y las J. (Fig. 13a, Tabla 11). 159 Tabla 11. Coeficientes de correlación (r) entre concentraciones transformadas loge+1, absoluta y relativa, de los compuestos en el aguacate Hass y los dos ejes canónicos de su respectivo análisis de función discriminante en el final de las lluvias en el estrato superior e inferior de la copa del árbol. Final de las lluvias inferior Absoluta Relativa Compuestos FD1 FD2 FD1 FD2 germacreno B 0.259 0.042 -0.331 0.241 -pineno -0.291 0.277 0.358 -0.438 p-cimeno 1.385 0.490 -1.331 -0.154 1S--pineno -0.043 0.579 0.393 -0.47 L--pineno -1.187 -0.751 1.206 0.747 (+)-cicloisosativeno -0.515 -0.821 0.623 0.651 7-hexadecino 0.119 -0.835 0.107 0.697 -cadineno 1.163 -0.596 N.I.M N.I.M germacreno D -0.653 -0.093 N.I.M N.I.M camfeno -0.02 -0.65 0.28 0.704 eugenol metil éter -0.278 0.58 -0.098 -0.436 cariofileno 0.303 0.306 -0.327 -0.058 -cariofileno -0.414 0.228 N.I.M N.I.M óxido de cariofileno -0.426 -0.132 N.I.M N.I.M Final de las lluvias superior -pineno -1.013 -0.258 0.893 0.436 cariofileno 0.824 -0.094 -0.812 0.148 7-hexadecino -0.561 0.085 0.538 0.012 -sitosterol 0.214 -0.773 -0.339 0.666 eugenol metil éter -0.124 -0.652 -0.023 0.684 germacreno D -0.444 0.433 0.489 -0.235 germacreno B 0.401 -0.055 -0.444 -0.007 L--pineno 0.555 0.333 -0.426 -0.234 -cariofileno -0.218 -0.433 N.I.M N.I.M estragol -0.195 -0.464 N.I.M N.I.M 1S--pineno N.I.M N.I.M -0.172 -0.327 160 a TAMAÑO FIN DE LAS LLUVIAS ESTRATO INFERIO R Y SUPERIOR RE EI J EI SM EI RE ES J ES SM ES -1.5 -1.0 -0.5 0.0 0.5 1.0 1.5 2.0 2.5 3.0 FD1 EI 88.6% FD1 ES 79.0% -1.0 -0.8 -0.6 -0.4 -0.2 0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 F D 2 E I 11 .4 % F D 2 E S 2 1. 0% b FO RMA FIN DE LAS LLUVIAS ESTRATO INFERIO R Y SUPERIO R RE EI J EI SM EI RE ES J ES SM ES -2.5 -2.0 -1.5 -1.0 -0.5 0.0 0.5 1.0 1.5 FD1 EI 86.3% FD1 ES 82.9% -1.0 -0.8 -0.6 -0.4 -0.2 0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 F D 2 E I 13 .7 % F D 2 E S 1 7. 1% Figura 13. Composición química en espacio discriminante; en el estrato inferior y superior de la copa del árbol, grupos que tienen diferentes edades de hojas. RE = recién emergidas; J = jóvenes; SM = semimaduras. Fin de lluvias (a) concentración absoluta CA (tamaño); (b) concentración relativa CR (Forma). En los dos casos los tres ejes representan el 100% de la variación. 161 4.3.6.2. Forma de los compuestos químicos foliares de P. americana var. Hass entre grupos En la época de secas en las hojas del estrato inferior de la copa del árbol (Tabla 5) el óxido de cariofileno y el ácido palmítico (P < 0.05) separan a los grupos. En todos los compuestos, la variación encontrada en el análisis discriminante produce 3 funciones (Tabla 7). El primer eje explica aproximadamente el 72.7% de la variación y esta representada por la disminución en la concentración del (+)-cicloisosativeno y el aumento en la concentración de óxido de cariofileno (Tabla 9). El primer eje discriminante, basado en las variables de forma, separa al grupo de las hojas M del resto (Fig. 12b). El segundo eje considera aproximadamente el 19.6% de la variación, esta correlacionado con la disminución del -pineno y el aumento del 1S--pineno (Tabla 9). El segundo eje separa al grupo de las hojas RE de las J y SM (Fig. 12b). El tercer eje explica aproximadamente el 7.7% de la variación y está correlacionado con el aumento del germacreno D y la disminución del -pineno, separa el grupo de las hojas RE y SM de las J y M. La mayoría de la variación de la CR (Concentración Relativa) de los compuestos de toda la muestra (81.2%; DF1 + DF2), fue considerada por la variación entre los grupos de las hojas M y las J. (Fig. 12b, Tabla 7). En la época de secas, en las hojas del estrato superior de la copa del árbol (Tabla 6), el 7-hexadecino, cariofileno y el D-limoneno (P < 0.05) separan a los grupos. En todos los compuestos, la variación encontrada en el análisis discriminante produce 3 funciones (Tabla 8). El primer eje explica aproximadamente el 49% de la variación y está representada por la disminución en la concentración del D-limoneno y el aumento en la concentración del L--pineno (Tabla 9). El primer eje discriminante basado en las variables de forma, separa al grupo de las hojas J del resto (Fig. 12b). El segundo eje considera aproximadamente el 36.2% de la variación y esta correlacionado con la disminución del 7-hexadecino y el aumento del germacreno B (Tabla 9). El segundo eje separa al grupo de las hojas RE de las SM y M (Fig. 12b). El tercer eje explica aproximadamente el 14.8% de la variación y está correlacionado con el aumento del cadaleno y la disminución del (+)-cicloisosativeno y separa el grupo de las hojas M de las RE y SM. La mayoría de la variación de la CR de los compuestos de toda la muestra (81.2%; DF1 + DF2), fue considerada por la variación entre los grupos de las hojas M y las J (Fig. 12b, Tabla 8). 162 En el inicio de las lluvias, en las hojas del estrato inferior de la copa del árbol (Tabla 5), el D-limoneno (P < 0.05) separa a los grupos. En todos los compuestos, la variación encontrada en el análisis discriminante produce 3 funciones (Tabla 7). El primer eje explica aproximadamente el 55.7% de la variación y esta representada por la disminución en la concentración del estragol y el aumento en la concentración del eugenol metil éter (Tabla 10). El primer eje discriminante basado en las variables de forma, separa al grupo de las hojas M del resto (Fig. 12d). El segundo eje considera aproximadamente el 34% de la variación y esta correlacionado con la disminución del D-limoneno y el aumento del L-- pineno (Tabla 10). El segundo eje separa al grupo de las hojas RE de las J y SM (Fig. 12d). El tercer eje explica aproximadamente el 10.3% de la variación y está correlacionado con el aumento del camfeno y la disminución del -cadineno, separa el grupo de las hojas SM del resto. La mayoría de la variación de la CR de los compuestos de toda la muestra (98.7%; DF1 + DF2), fue considerada por la variación entre los grupos de las hojas RE y las J (Fig. 12d, Tabla 7). En el inicio de las lluvias en las hojas del estrato superior de la copa del árbol (Tabla 6), el cariofileno, germacreno B (P < 0.001), (-)-E-pinano, -cariofileno, camfeno (P < 0.01), cadaleno, germacreno D (P < 0.05) separan a los grupos. En todos los compuestos, la variación encontrada en el análisis discriminante produce 3 funciones (Tabla 8). El primer eje explica aproximadamente el 72% de la variación y esta representada por la disminución en la concentración del cariofileno y el aumento en la concentración del germacreno B (Tabla 10). El primer eje discriminante, basado en las variables de forma, separa al grupo de las hojas RE del resto (Fig. 12d). El segundo eje considera aproximadamente el 19.8% de la variación y esta correlacionado con la disminución del -cariofileno y el aumento del camfeno (Tabla 10). El segundo eje separa al grupo de las hojas J de las SM y M (Fig. 12d). El tercer eje explica aproximadamente el 8.2% de la variación y está correlacionado con el aumento del germacreno D y la disminución del eugenol metil éter y separa el grupo de las hojas M del resto. La mayoría de la variación de la CR de los compuestos de toda la muestra (98.7%; DF1 + DF2), fue considerada por la variación entre los grupos de las hojas RE y las J (Fig. 12d, Tabla 8). En el final de las lluvias, en las hojas del estrato inferior de la copa del árbol (Tabla 5), el L--pineno, (+)-cicloisosativeno (P < 0.01), p-cimeno, 1S--pineno y camfeno (P < 0.05) separan a los grupos. En todos los compuestos, la variación encontrada en el análisis 163 discriminante produce 2 funciones, los dos ejes consideraron el 100% de la variación entre los grupos (Tabla 7). El primer eje explica aproximadamente el 86.3% de la variación y está representada por la disminución en la concentración del p-cimeno y el aumento en la concentración del L--pineno (Tabla 11). El primer eje discriminante, basado en las variables de forma, separa al grupo de las hojas RE de las J y las SM (Fig. 13a). El segundo eje considera el 13.7% de la variación y está correlacionado con la disminución del 1S-- pineno y el aumento del L--pineno (Tabla 11). El segundo eje separa al grupo de las hojas J de las SM (Fig. 13b). La variación de la CR de los compuestos de toda la muestra (100%; DF1 + DF2), fue considerada por la variación entre los grupos de las hojas RE y las J (Fig. 13a, Tabla 11). En final de las lluvias en las hojas del estrato superior de la copa del árbol (Tabla 6), el cariofileno (P < 0.001), -pineno (P < 0.01), 7-hexadecino y -sitosterol (P < 0.05) separan a los grupos. En todos los compuestos, la variación encontrada en el análisis discriminante produce 2 funciones, los dos ejes consideraron el 100% de la variación entre los grupos (Tabla 8). El primer eje explica aproximadamente el 82.9% de la variación y está representada por la disminución en la concentración del cariofileno y el aumento en la concentración del -pineno (Tabla 11). El primer eje discriminante basado en las variables de forma, separa al grupo de las hojas RE de las J y las SM (Fig. 13a). El segundo eje considera aproximadamente el 17.1% de la variación y está correlacionado con la disminución del 1S--pineno y el aumento del eugenol metil éter (Tabla 11). El segundo eje separa al grupo de las hojas J de las SM (Fig. 13b). La variación de la CR de los compuestos de toda la muestra (100%; DF1 + DF2), fue considerada por la variación entre los grupos de las hojas RE y las J (Fig. 13a, Tabla 11). El cociente de la suma de los eigenvalores del análisis discriminante en el estrato inferior de la copa del árbol, de la época de secas, sobre las concentraciones absoluta y relativa, indica que aproximadamente 55.38/70.42 = 78.6% del total de la variación de los compuestos entre los grupos fue debida a la CR. De la época del inicio de las lluvias, sobre las mismas relaciones, indica que aproximadamente el 55.88/110.7 = 50.5% del total de la variación de los compuestos entre los grupos fue debida a la CA. En la época del final de las lluvias, sobre las concentraciones relativa y absoluta, indica que aproximadamente 279.72/344.12 = 81.3% del total de la variación de los compuestos entre los grupos fue debida a la CR. En el estrato superior de la copa del árbol, de la época de secas, sobre las 164 concentraciones absoluta y relativa, indica que aproximadamente 119.36/137.56 = 86.8% del total de la variación de los compuestos entre los grupos fue debida a la CR. De la época del inicio de las lluvias, sobre las mismas relaciones, indica que el 224.62/288.15 = 78% del total de la variación de los compuestos entre los grupos fue debida a la CR. En la época del final de las lluvias, sobre las concentraciones relativa y absoluta, indica que aproximadamente 185.29/189.94 = 97.6% del total de la variación de los compuestos entre los grupos fue debida a la CR. 4.4 DISCUSIÓN Los resultados de este estudio no apoyan la predicción de que a mayor diversidad de metabolitos secundarios (MS) mayor protección para la planta. Este resultado es similar a lo encontrado en bosques tropicales en donde la inversión en la defensa y la proporción de daño es mayor en las hojas jóvenes (Coley y Kursar 2001). Sin embargo, en la época de secas en ambos estratos en los grupos de las hojas recién emergidas y jóvenes; y al final de las lluvias de ambos estratos en las hojas recién emergidas se pudo observar mayor diversidad de MS y menor daño (Fig. 1). Este resultado es similar a lo observado en bosques templados en los que la inversión de la defensa en las hojas es mayor donde se presentó menor daño (Coley y Kursar 2001); a pesar de que en algunas hojas recién emergidas y jóvenes si encontramos mayor diversidad y menor daño no pudimos determinar que hubiera una correlación lineal en los estudios realizados (Fig. 1). Además, encontramos que las hojas maduras tenían más daño que las hojas jóvenes; este puede ser el resultado de daño acumulado por la edad de la hoja (Fig. 1). Por el contrario, en la época de lluvias, la tasa de herbivoría es mayor en las hojas jóvenes que en las semimaduras y maduras tanto del sur como del norte, del estrato inferior; sin embargo, en la época de secas no hay diferencias entre las diferentes edades de las hojas (Fig. 4). Similar a nuestro resultado, ocurre en el bosque tropical de Chamela donde la tasa de herbivoría es mayor en la época de secas, (Filip et al., 1995). Al determinar si había variación del porcentaje de agua foliar en las tres épocas y en las diferentes edades de las hojas, encontramos que éste disminuye notoriamente de la época de secas al final de las lluvias en las hojas recién emergidas, jóvenes y semimaduras (Fig. 5); estos resultados son similares a los encontrados en un estudio en el bosque tropical 165 caducifolio, donde el contenido de agua foliar decrece de la época de secas al final de la época de lluvias (Filip et al., 1995). Además, el análisis de ANCOVA mostró que el porcentaje de agua foliar estuvo asociado al daño causado por los herbívoros, a la edad de la hoja y al índice de diversidad de los MS al inicio de las lluvias en el estrato inferior de la copa del árbol. Estos resultados muestran que el porcentaje de agua foliar puede estar influyendo de cierta manera, sin embargo, no es un factor determinante que pudiera explicar el daño causado por los herbívoros. Por lo tanto, investigamos la concentración de los MS en las diferentes épocas y estratos de la copa del árbol, encontramos que las mayores concentraciones se encuentran en las hojas recién emergidas y las jóvenes al inicio de las lluvias y al final de las lluvias (Fig. 9a y 9b). Este resultado concuerda con lo reportado en Nicotiana donde las hojas nuevas y jóvenes tienen mayor proporción de nicotina (Ohnmeiss y Baldwin, 2000); en Grevillea se liberó mayor cantidad de cianuro de hidrogeno en las hojas jóvenes (Lamont, 1993); en el abedul, los fenoles varían con el desarrollo de la hoja (Riipi et al., 2002); hay altos niveles de alcaloides en las hojas jóvenes de Cynoglossum (McKey, 1974; van Dam et al., 1995, 1996); en Phaseolus, el alto contenido de cianógenos se encuentra en las hojas jóvenes, (Ballhorn et al., 2008); las hojas jóvenes de especies que emergen lentamente tienen mayor concentración de MS (Kursar y Coley 2003). Contrario a los estudios anteriores en Umbellularia californica la concentración de monoterpenos es mayor en las hojas maduras por lo que la intensidad de ramoneo por herbívoro mamífero es mayor en las hojas jóvenes (Goralka y Langenheim 1996); otros estudios reportan que los alcaloides fueron detectados en hojas totalmente maduras (Grijpma, 1976). Al investigar si hubiera variaciones de los compuestos más abundantes, encontramos variación extensiva en su ontogenia, entre los individuos en la misma época y en las tres épocas; y dentro del mismo individuo en los diferentes estratos (Fig. 6, 7 y 8), esta variación extensiva se ha encontrado en coníferas y en Populus (Lindroth y Hwang 1996; 1997; Langenheim 2001; Donaldson et al. 2006). Este resultado se pudo corroborar con el análisis de medidas repetidas en las tres épocas en las tres primeras categorías de las hojas, mostrando diferencias en las diferentes épocas, en la concentración total de los compuestos y las diferentes edades de las hojas (Tabla 3). Sin embargo, cuando se tomaron en cuenta solo dos épocas pero las cuatro categorías de edad de las hojas, encontramos que 166 solo hay diferencias entre las edades y la interacción épocas*edad (Tabla 4); nuestros resultados concuerdan con algunos trabajos en pinos donde hay gran variación en espacio y tiempo entre poblaciones e individuos (Keefover-Ring y Linhart, 2010). En general se ha observado que la variación cuantitativa de MS se refleja por diferencias durante las estaciones en: Los compuestos fenólicos, particularmente los flavonoides en Isocoma acradenia (Clark y Clark, 1990), en Eucaliptus (Macauley y Fox, 1980) y en arbustos (Rhoades y Cates, 1976). Por otro lado, en el abedul blanco la variación cualitativa parece estar más afectada por la ontogenia (Laitinen et al., 2005). Además, pudimos observar en los compuestos más abundantes grandes variaciones entre las diferentes épocas (Fig. 9), estos cambios pudieron deberse a la gran variación entre individuos (Fig. 6, 7 y 8). Este resultado es similar a variaciones encontradas en las concentración de los compuestos en; Eucalyptus yarraensis (Goodger et al., 2007), Ryparosa kurrangii (Webber y Woodrow 2008) y en otras especies de dicotiledoneas (Elger et al., 2009); también en los trabajos en donde el contenido de fenoles totales es diferencial en hojas jóvenes y maduras (Crankshaw y Langenheim, 1981; van Dam et al., 1996; Read et al., 2003). Por lo que, no hubo patrones de cambio en la diversidad química, o en los perfiles químicos a lo largo de las etapas de maduración de las hojas que se repitieran entre los individuos. Esto contrasta con nuestras expectativas y con otros estudios donde se observan patrones de cambio direccionales en la concentración de los compuestos que son constantes entre los individuos de: menta (Burbott y Loomis, 1969; Rhoades et al., 1976; Firmage e Irving, 1979), abeto (Von Rudloff, 1975), frijol de soya (Rostás y Eggert, 2008), maíz (Gouinguené y Turlings, 2002) y algodón (Loughrin et al., 1994). Hasta el momento es la primera investigación que relaciona la diversidad fitoquímica con la ontogenia foliar. La relación esperada entre la variación química foliar y el daño por herbivoría no se encontró consistentemente con la diversidad fitoquímica ni con los perfiles químicos asociados a las etapas de desarrollo de las hojas; sin embargo, hay otros estudios que han reportado los cambios de la química de la hoja con cambios con la edad (Crankshaw y Langenheim, 1981; Hall y Langenheim, 1986; van Dam et al., 1995, 1996). El aguacate Hass es un híbrido cultivado extensivamente; es muy posible que esta característica no lo haga comparable con especies que han evolucionado bajo selección 167 natural; la variación química foliar extensiva que encontramos en este estudio impidió el daño letal y generalizado, una manera de explicar este resultado es la hipótesis de la variación extensiva; es similar a lo encontrado en coníferas (Langenheim, 2001). La segunda pregunta sobre si existían combinaciones específicas de metabolitos secundarios en las diferentes edades de las hojas, que afectara el ataque de herbívoros y patógenos se pudo corroborar por medio de análisis de tamaño, forma y discriminantes. Encontramos diferentes grupos de compuestos en cada una de las edades de las hojas, en los dos estratos y en las diferentes épocas. Los resultados sugieren que la mayoría de los compuestos de la mezcla tienen una relación no-lineal, o bien que la relación es neutra (Fig. 9, 10 y 11), por lo tanto, los fenotipos químicos promedio de los grupos de las diferentes edades de las hojas, deberían diferir en tamaño y forma. Esto se observó claramente en los resultados del análisis de discriminantes de las diferentes edades y las diferentes épocas (Fig. 12a, 12b, 12c, 12d, 13a y 13b). Todos los grupos se separan claramente en la gráfica de las funciones discriminantes pero no siguen un patrón. Esto sugiere que hay interacciones no lineales entre los compuestos de la mezcla, y que dependiendo de la concentración e identidad de los compuestos se obtienen diferentes efectos. Puede ser que estos grupos de compuestos estén actuando como defensa en alguna edad, o como atrayente en otra a los ataque de sus diferentes enemigos naturales; este resultado concuerda con lo reportado en especies del género Inga donde las defensas químicas de las hojas jóvenes son muy diversas, sugiriendo que poseen mezclas de compuestos químicos que incrementan su adecuación (Kursar et al., 2009; McCall y Fordyce, 2010). Por otro lado, pequeños cambios en la concentración y la interacción de la combinación de compuestos, podría ser importante en la defensa, pues posiblemente alcanzarían niveles disuasivos (Langenheim, 1994). Sin embargo, en plantas tolerantes a la sombra las altas concentraciones en las defensas químicas dependerán de la rapidez con la que las hojas jóvenes se expandan (Kursar y Coley 2003); esto es muy importante para la planta, pues el daño a las hojas jóvenes puede causar considerable disminución en la función de la fotosíntesis que el daño a las hojas maduras (McKey, 1974; Harper, 1989). La función de la diversidad fitoquímica es más compleja que la riqueza de compuestos de la mezcla. Aparentemente, cada interacción entre una planta y un 168 consumidor estará determinada tanto por combinaciones específicas de compuestos como por sus diferentes concentraciones. Los recursos y la defensa pueden ser claramente muy dinámicos dentro del desarrollo de las hojas, la asignación de la defensa puede variar tanto en cantidad como en el tipo, incluyendo un cambio de defensa de dominio químico a dominio mecánico, como se muestra en el presente estudio y en otros (Feeny, 1970; Lowman y Box, 1983; Coley, 1983; Hall y Langenheim, 1986; Langenheim et al., 1986; van Dam et al., 1995; Gleadow y Woodrow, 2000; Riipi et al., 2002; Brunt et al., 2006). Estos cambios en la química como en la dureza de la hoja son a menudo igualados por cambios en los patrones de alimentación de los herbívoros (Coley, 1983; Aide, 1993; Choong, 1996). Esto no quiere decir que las defensas químicas no son efectivas, las hojas podrían ser más comidas si las defensas estuvieran ausentes; un ejemplo es Novocastria nothofagi (Coleoptera), que se alimenta solo de hojas jóvenes aunque en esta edad contiene mayor concentración de defensas químicas (Selman y Lowman, 1983; Brunt et al., 2006). 4.5 CONCLUSIONES  No hay correlación entre la diversidad química y el daño por herbivoría.  Hay variación química tanto entre en los individuos de la misma época como en un mismo individuo entre las diferentes edades y épocas.  En la concentración total de compuestos químicos hay diferencias entre edades y entre épocas. En el porcentaje de daño solo hay diferencias entre épocas.  Las diferentes edades de las hojas del aguacate Hass son muy variables químicamente en las diferentes épocas.  Las variaciones entre las diferentes edades de las hojas y estratos en la copa del árbol se deben principalmente a la concentración relativa (CR).  Hay grupos de compuestos químicos que están asociados a las diferentes edades de las hojas para cada una de las épocas. 169 LITERATURA CITADA Aide T. M. 1993. Patterns of leaf development and herbivory in a tropical understory community. Ecology, 74: 455-466. Ballhorn D. J., Schiwy S., Jensen M. y Heil M. 2008. Quantitative variability of direct chemical defense in primary and secundary leaves of lima bean (Phaseolus lunatus) and consequences for a natural herbivore. Journal of Chemical Ecology, 34: 1298-1301. Bergh B. O., Scora R. W. y Storey W. B. 1973. A comparison of leaf terpenes in Persea Subgenus Persea. Botanical Gazette, 134: 130-134. Boecklen W. 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DISCUSIÓN GENERAL El curso de esta investigación nos permitió estudiar la diversidad fitoquímica de Persea americana a varios niveles, desde niveles geográficos de distribución de individuos en un banco de germoplasma, hasta niveles individuales. Gracias a ello, pudimos observar variaciones químicas entre las poblaciones y dentro de las poblaciones; además, estas variaciones también existen entre los individuos de una misma huerta; asimismo, observamos que las concentraciones de los metabolitos secundarios (MS) pueden estar distribuidas de manera diferente dependiendo de la ubicación y la orientación de las hojas en un mismo individuo. Los capítulos que integran este trabajo aportan de diferente manera información para tratar de entender como funciona la diversidad fitoquímica en la defensa de la planta. En el primer capítulo se incluyó información sobre todos los MS encontrados en el género Persea; describimos con detalle los compuestos encontrados en cada especie y la parte de la planta donde se aisló, su estructura química y la actividad biológica reportada en cada uno de ellos; con esta información nos damos cuenta que: las hojas son la parte de la planta que más se ha estudiado, y que hay compuestos secundarios que tienen diferentes actividades; encontramos que generalmente todos los compuestos volátiles tienen efectos antialimentarios, antifúngicos, antibacteriales, disuasivos de la oviposición, disuasivos de la masticación, atrayentes de los polinizadores, herbívoros y patógenos; los que atraen a los parasitoides son monoterpenos y sesquiterpenos; la actividad principal de los diterpenos encontrados es la antialimentaria; los fenoles actúan como atrayentes de los enemigos naturales de la planta. En el segundo capítulo reportamos que en cada población existen diferentes fenotipos químicos y que el fenotipo químico promedio de cada población probablemente está determinado por su ambiente biótico particular y refleja un perfil químico adaptado a este ambiente. Los resultados muestran mosaicos geográficos de interacciones bióticas, las que a su vez pueden estar determinadas por MS (Thompson, 2005), lo que explicaría la variación en los fenotipos químicos promedio de las localidades. A escala individual, el fenotipo químico determina, en muchas ocasiones, la susceptibilidad del individuo a herbívoros y patógenos (Edwards et al., 1993; Espinosa-García et al., 2001; Langenheim, 174 2003). En la interacción aguacate criollo-Trioza, los árboles con más concentración de estragol tienen menos agallas foliares (Rincón-Hernández y Espinosa-García, 2008). En el tercer capítulo, al estudiar la función de la diversidad fitoquímica en la defensa de la planta, observamos que esta diversidad es más compleja que la riqueza de compuestos de la mezcla. Aparentemente, cada interacción entre una planta y un consumidor estará determinada tanto por combinaciones específicas de compuestos como por sus diferentes concentraciones. Futuros estudios con otras especies consumidoras de P. Americana var. drymifolia ayudarán a determinar si los grupos químicos encontrados en este estudio explican también la susceptibilidad o resistencia del hospedero. Nuestro estudio sugiere que el estudio de la química foliar es importante para entender la relación ecológica entre T. anceps y P. americana var. drymifolia; estudios similares al nuestro se han realizado en T. apicalis, y determinaron que la química de la planta está relacionada con la elección del hospedero en la oviposición (Nehlin et al., 1996; Valterová et al., 1997). El cuarto capítulo donde estudiamos la diversidad fitoquímica foliar en la ontogenia de la hoja, relacionada con la herbivoría, encontramos que no hay una relación lineal de la herbivoría con la diversidad fitoquímica en las diferentes edades de las hojas; por otro lado, asociamos la herbivoría con grupos de compuestos y éstos, a su vez, están relacionados con cambios en las diferentes épocas del año. LITERATURA CITADA Edwards P. B., Wanjura W. J. y Brown W. V. 1993. Selective herbivory by Christmas beetles in response to intraspecific variation in Eucalyptus terpenoids. Oecologia, 95: 551-557. Espinosa-García F.J., García-Rodríguez Y., Chávez-Zavala F., Chávez-Zavala A., Delgado G. 2001. Implicaciones de la variación en los fenotipos químicos de las poblaciones de plantas en su susceptibilidad a plagas y patógenos: el caso de Persea americana var. Hass. Ier.Congreso Mexicano y Latinoamericano del Aguacate, 46-57. Uruapan, Mich., México. Langenheim J. H. 1994. 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