UNIVERSIDAD NACIONAL AUTONOMA 
DE MEXICO 
ESCUELA NACIONAL DE ESTUDIOS PROFESIONALES 
!ZTACALA 
"EFECTO DE TRES SALICILATOS EN EL DESARROLLO 
DE PLANTAS DE Solanum tuberosum CULTIVAD AS 
in vitro" 
T E s 1 s 
.OUE PARA OBTENER EL TITULO DE: 
B I o L 
p R E· S 
o 
E N 
G 
T 
o 
A 
JACOUELINE FLORES TENA 
LOS REYES, IZTACALA 1993 
 
UNAM – Dirección General de Bibliotecas 
Tesis Digitales 
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AGRADECIMIENTOS 
A Dios que me ha permitido terminar mi carrera. 
Agradezco al siguiente jurado por sus sugerencias hechas a este trabajo: 
Director: 
Asesor en C.P.: 
Sí nodal: 
Sinodal: 
Sinodal: 
Sinodal: 
M. en C. Humberto López Delgado 
M. en C. Araceli Zavaieta Mancera 
Biól. Juan Gerardo Ortiz Montiel 
Biól. Manuel Mandujano Piña 
M. en C. Ernesto Aguirre León 
Biói. Alberto Arriaga Frías. 
A las siguientes personas que de alguna manera contribuyeron a la realización de 
este trabajo: 
Al M. en C. Humberto López Deigado por su aceptación en su trabajo de 
írtvestigación por su dirección, consejos y por introducirme en el mundo de la 
investigación. 
A la M. en C. Araceli Zavaleta Mancera del Colegio de Postgraduados por su 
asesoria en la parte de Microscopia de Luz y de Barrido; po: sus consejo~ y 
revisión de este manuscrito 
Al Dr. Mark E. Engelrnan del Colegio de Postgraduados por su confianza, apoyo, 
sabios consejos y ayuda incondicional. 
Al M. en C. Jorge Valdes por su ayuda en el manejo del Microscopio Electrónico 
de Barrido 
Al M. en C. Gabriel Camarena Gutierrez por sus consejos y su ayuda 
incondicional. 
A mis amigos y a todo el personal de Lab. de Cultivo de Tejidos del Programa 
Nacional de Papa del INIF AP. 
Al Personal del Lab. Botánica Estructural del Centro de Botánica del Colegio de 
Postgraduados. 
Al Instituto Nacional de Investigaciones Forestales y Agropecuanas (INIFAP) 
Al Centro de Botánica del Colegio de Postgraduados. 
A mi querida Escuela Nacional de Estudios Profesionales Iztacala-UNfü\1. 
A Norma Rosas Mendoza por su eficiente trabajo mecanográficc,. 
DEDICATORIA 
Dedico este trabajo a mis Padres que con su cariño y comprensión 
han sido el aliento que me ha y me seguirá impulsando para seguir 
adelante. 
Gracias 
José Luis Flores Jiménez 
y 
Judith Tena de Flores 
por guiarme y enseñarme nuevos caminos, 
por su amor y confianza, 
por darme lo mejor de su vida. 
A mis hermanos: 
Linda, Susi, Rafael, Israel, José Luis y Juan 
Pablo. Por que se disfrutan este triunfo igual 
que yo. Gracias por todo su apoyo y aliciente 
durante mi carrera. Les deseo lo mejor en la 
vida. 
En especial agradezco a Pepe por ser un 
gran hermano. 
A mis cuñados 
Marcos y Héctor con afecto. 
A mis sobrinos: 
Yadira, Paolo, Chanta!, Alan y los que 
vengan. Con mucho amor deseo que logren 
lo mejor en su vida. 
A Bules y a Guillermina con cariño. 
Muy especialmente a quien le ha dado otro 
sentido a mí vida: Pedro 
Gracias por tu amor 
INDICE 
Página 
RESUMEN .... • IV 
l. INTRODUCCION . . . . . . . . . . . . . 1 
11. REVISION DE LITERATURA 
1.0 Morfología y taxonomía . . . . . . 
U La planta de papa . . . . . . 
1.2 Clasificación Botánica y Descripción 
1.3 Morfología . . . . . . . . . 
2.0 Cultivo de tejidos y micropropagación . . . . . 
2.1 Factores físicos . . . . . . 
2.2 Problemas o riesgos en la micropropagación 
3.0 Diferenciación . . . . . . . . 
3. 1 Reguladores y la diferenciación 
3.2 Habituación, competencia y determinación 
3.3 Organogénes1s y la micropropagación 
4.0 Salicilatos en plantas . . . . . . . 
4.1 Los salicilatos en procesos diversos 
HIPOTESIS 
111. MATERIALES V METODOS 
...... 3 
3 
3 
3 
4 
6 
? 
8 
11 
13 
15 
17 
21 
22 
26 
27 
3.0 Materiales . . . . . 27 
3. 1 Material Biológico 27 
3. 1.1. Medio de cultivo 27 
3.2 Métodos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 29 
3.2.1. Preparación de los medios de cultivo . . . . . . 29 
3.2.2. Preparación de la solución madre de los salicilatos 29 
3.2.3. Condiciones de cultivo 3~ 
3.2.4. Descripción de los experimentos . . . . . . . 3í 
3.2.4.1. Experimento 1.0 Efecto del ASA empleando medios 
MSm y PG en el desarrollo de yemas axilares . . 31 
3.2.4.2. Experimento 2.0 Efecto del ASA empleando medios 
con diferentes balances hormonales en el desarrollo 
de yemas axilares 1. . . . . . . . . . . . . 32 
3.2.4.3. Experimento 3.0 Efecto del ASA empleando diferentes 
balances hormonales en el desarrollo de yemas 
axilares 2. . . . . . . . . . . . . . . . . 32 
3.2.4.4. Experimento 4.0 Efecto de SNa empleando medios 
con diferentes balances hormonales en el desarrollo 
de yemas axilares 1. . . . . . . . . . . . 33 
3.2.4.5. Experimento 5.0 Efecto de SNa empleando medios 
con diferentes balances hormonales en el desarrollo 
de yemas axilares 2. . . . . . . . . . . . . 33 
3.2.4.6. Experimento 6.0 Efecto de SA en el desarrollo de 
yemas axilares empleando diferentes balances 
hormonales 1. . . . . . . . . . . . . 34 
3.2.4.7. Experimento 7.0 Efecto del SA en el desarrollo 
de yemas axilares empleando diferentes balances 
hormonales 2. . . . . . . . . . . . . . 34 
3.2.4.8. Experimento B.O Efecto de ASA en el desarrollo 
in vitro de plantas con alteraciones morfólogicas 
(PAM). . . . . . . . . . . . . . . . . 35 
a) Descripción morfológica y anatómica (microscopia 
fotónica y electrónica de rastreo) de las PAM. 35 
b) Efecto de ASA, Preclorato de Mercurio, y Ethrel en 
el desarrollo de PAM. . . . . . . . . . . . . 36 
3.2.4.9. Microtecnía. . . . . . . . . . . . 38 
3.2.4.9.1. Microscopía fotónica . . . . . 39 
3.2.4.9.2. Microscopía Electrónica de Barrido 44 
3.2.4.10. Experimento 9.0 Rendimiento de plantas en invernadero 
previamente cultivadas in vitro en presencia 
deASA. . . . . . . . . . . . . . . . . . 45 
3.2.4.11. Experimento 10 Brotación de tubérculos de plantas 
de S. tuberosum previamente cultivadas in vitro 
en presencia de ASA. 45 
IV. RESULTADOS 46 
Experimento 1.0 46 
Experimento 2.0 46 
Experimento 3.0 51 
Experimento 4.0 58 
Experimento 5.0 62 
Experimento 6.0 64 
Experimento 7.0 68 
Experimento 8.0 70 
Experimento 9.0 96 
Experimento 10 96 
V. DISCUSION 101 
VI. CONCLUSIONES 107 
VII BIBLIOGRAFIA 108 
Resumen 
Se evaluó el efecto de tres salicilatos: salicilato de sodio (SNa), ácido acetil 
salicílico (ASA) y ácido salicílico (SA) en la inducción de organogénesis in vitro en 
plantas de papa (Solanum tuberosum) y su repercusión en la producción de 
tubérculos, así como el efecto de ASA en plantas que mostraban alteraciones 
morfológicas en su desarrollo in vitro . 
Se trabajó con clones prioritarios del Proyecto de Producción de Semilla del 
Programa Nacional de Papa del Instituto Nacional de Investigaciones Forestales y 
Agropecuarias (INIFAP). Se probaron dos medios (MSm y PG) en presencia de cada 
salicilato en concentraciones de 10~ y 10-5 M Fase 1, (FI) por 35 días, los mismos 
explantes se subcultivaron en ausencia del compuesto Fase 11, (Fii) por 35 días 
empleando un clan. Posteriormente en la Fase 11 se probaron 8 medios diferentes 
para cada compuesto. A los brotes obtenidos del experimento de ASA se les realizó 
un estudio histológico para determinar el origen de los mismos. Se detectaron dos 
orígenes diferentes: directo (del cambium vascular y epidermis) y de novo (a partir de 
callo). También se observó acumulación de granos de almidón en los explantes 
procedentes del cultivo de ASA. Se evaluaron los efectos remanentes de ASA en el 
peso y número de tubérculos por tres generaciones in vitro en invernadero y el 
porcentaje de tubérculos brotados en almacenamiento. A los 90 dias de la cosecha 
se evaluó el porcentaje de tubérculos brotados para cada generación. ASA no 
pareció tener efecto sobre el peso y número de tubérculos en cada generación. La 
brotación de los tubérculos dependerá de la interacción de tres factores : medio de 
cultivo empleado-concentración de ASA y el tiempo posterior al subcultivo sin ASA. 
Se estudió el efecto de un salicilato en plantas que presentaban alteraciones en su 
desarrollo durante su micropropagación al cultivarse en frascos con tapas de plástico 
y metal. Previamente se describieron las alteraciones de las plantas, evaluándose: 
porcentaje de plantas con alteraciones, diámetro y longitud del tallo, tamaño de 
hojas, peso y número de tubérculos. Se estudiaron los cambios estructurales y 
morfológicos con microscopia de Luz y Microscopia Electrónica de Barrido. Se 
observó que en plantas con tapa de plástico se produjeron 100% de plantas sin 
IV 
alteraciones sin importar su procedencia, en cambio empleando tapas de metal, se 
produjeron plantas con "morfología tipo etileno" similares a las descritas por Hussey y 
Stacey (1981). El grado de daño dependió del genotipo y de la procedencia del 
explante. Los estudios histológicos mostraron en las hojas de plantas con 
alteraciones (menores de 2mm de largo), hipertrofia en las células de la epidermis y 
mesófilo. En tallos se presentó engrosamiento irregular, hipertrofia en células 
epidermales, engrosamiento apical, necrosis y epinastia de ápice. El estudio de 
microscopia electrónica de barrido mostró en plantas con alteraciones disminución 
de la densidad de tricomas en tallos y hojas con estomas muy abiertos. La 
observación más relevante fue la presencia de estructuras globulares emergiendo por 
los estomas de plantas atípicas. Los cortes histológicos mostraron que corresponden 
a una hipertrofia de la células del mesófilo. Se procedió a evaluar el efecto de ASA en 
el desarrollo in vitro de dichas plantas con alteraciones morfológicas. Plantas 
cultivadas en ASA no presentaron alteraciones morfológicas en dos de tres genotipos 
probados, independientemente del frasco empleado durante el cultivo. 
V 
INTRODUCCION 
La papa (So/anum tuberosum) ocupa el cuarto lugar entre los alimentos de 
importancia alimenticia a nivel mundial, después del trigo, arroz y maíz. Esta planta se 
puede propagar en forma vegetativa, es decir de manera clona!, aunque esto acarrea 
la transmisión de enfermedades a través de las partes de la pianta. Gran porcentaje 
de semilla carece de calidad, presentando enfermedades causadas por hongos. 
virus, nemátodos y bacterias; reduciendo la posibilidad de comercializarla (Harris, 
1978). 
En México el Programa de Papa del Instituto Nacional de Investigaciones 
Forestales y Agropecuarias (INIFAP) ha generado materiales desde hace 40 años 
con resistencia al tizón tardío (Phytophthora infestans) de la papa; en su Proyecto de 
Mejoramiento Genético. dichos materiales se evalúan en las principales zonas 
productoras de papa del país. Una vez evaluados, se incrementan a través del 
Proyecto de Producción de Semilla, previo a un proceso de diagnóstico y limpieza de 
virosis, con el apoyo del Programa de Fitopatología. A partir de 1982, el programa 
realiza rutinariamente en su laboratorio de Cultivo de Tejidos la obtención y 
micropropagación de materiales libres de virus, así como e! mantenimiento de un 
Banco de Germoplasma in vitro integrado por 288 genotipos con reacción negativa a 
virosis en la prueba serológica de ELISA los cuales se han iniciado su caracterización 
por patrones electroforéticos (Díaz, 1990; López-Delgado 1985 (a); López-Delgado 
1985 (b); López-Delgado et al., 1988; López-Delgado y Carrillo, 1990). 
Los bancos de germoplasma el de campo (aprox 1020 entradas) y el de in vitro 
incluyen clones avanzados en el Programa de Mejoramiento Genético y especies 
silvestres, los cuales son de importancia nacional y en diferentes países de Centro, 
Sudamérica y Europa. io que ha permitido intercambio de materiales 
permanentemente con el Centro Internacional de la Papa (CIP) y los países de la 
Región del Programa Regional Cooperativo de Papa (PRECOOEPA). La propagación 
in vitro tiene como objetivo obtener un número alto de plantas de papa en el menor 
tiempo posible, además tiene la ventaja de clonar olantas madre con características 
2 
deseables; sin embargo, durante éste proceso existen diferentes factores que van a 
ser determinantes en los resultados tanto en el número y tipo de plantas como en los 
tubérculos semilla obtenidos. 
En trabajos preliminares en el programa, se ha observado que cada genotipo 
responde diferente durante la micropropagación, presentándose en algunos 
materiales alteraciones en su desarrollo in vitro a pesar de que todos los genotipos 
se cultivan bajo las mismas condiciones. 
Por otro lado un método de apoyo a la micropropagación puede ser la 
organogénesis de brotes de novo, ya que así se puede obtener un mayor número de 
plantas en un menor tiempo a partir de una sola planta que se desea propagar, como 
sería el caso del material libre de virus probado serológicamente. 
En base a los trabajos realizados en éste laboratorio en los que el ácido acetil 
salicílico (ASA), favorece la organogénesis de brotes ín vitro de Solanum tuberosum y 
Solanum cardiophyllum (López-Delgado, 1987; Mora y López-Delgado, 1989; 
López-Delgado et al., 1990; Mora, 1991) y a que dicho compuesto ha mostrado 
efectos remanentes en las mismas especies (Mora 1991; Jiménez, 1992; 
López-Delgado y Carrillo, en prensa); aunado a que el ASA participa en procesos de 
senesencia en otras especies (García y Larqué-Saavedra, 1981; Leslie y Romani, 
1986, 1988). Se plantearon los siguientes objetivos: 
1. Probar el efecto de tres salicilatos con diferentes balances hormonales en ia 
inducción de procesos mortogenéticos en Solanum tuberosum. 
2. Evaluar el efecto de ASA en el desarrollo in vitro de plantas de Solanum 
tuberosum que presentaban alteraciones morfológicas durante su 
micropropagación en dos tipos de frascos de cultivo. 
3. Evaluar el efecto del ácido acetil salicílico (ASA) en el peso y número de 
tubérculos de Solanum tuberosum, en plantas previamente cultivadas in vitro 
en presencia del compuesto. 
3 
11. REVISION DE LITERATURA 
1.0 MORFOLOGIA Y TAXONOMIA 
1.1 La planta de papa. 
La papa (solanum tuberosum L.) es uno de los cultivos de gran importancia a nivel 
mundial, posee amplias facultades de adaptación al medio donde se le acomode y a 
las vicisitudes ambientales (Fabíani, 1967). originaria de la parte central de los Andes; 
su cultivo se ha distribuido a otras partes del mundo, tiene potencial paia producir 
más alimento por unidad de tiempo, de tierra y agua en comparación con otros 
cultivos del mundo (Moreno, 1985). 
1.2 Clasificación Botánica y Descripción. 
De acuerdo a los caracteres florales, la planta de papa ha sido clasificada de la 
manera siguiente: 
Familia: Solanaceae 
Génerc: Solanum 
Sección: Petota 
El nombre latino de la papa, Solanum tuberosum, fue dado en 1596 por el 
botánico Gaspar Bahui y en 18'!3 se describio la primera especie silvestre (S. 
commersoni). La papa suele ser clasificada en niveles de ploidía. El juego de 
cromosomas de la papa consta de 12 cromosomas. Las células somáticas de las 
especies cultivadas de papa varían en niveles de ploídia, d1p1oide y pentaploide 
(Huamán, 1986). 
En la actualidad existen ocho especies cultivadas, todas ellas pertenecientes a la 
Sección Petota, de las cuales Solanum tuberosum es cultivada en todo el mundo, las 
demás su cultivo se restringe a la zona andina la cual es su centro de origen. 
(Hawkes, 1978). 
4 
1.3 Morfología. 
La papa es una planta herbácea, anual, presenta tres formas de hábito de 
crecimiento según la especie. Los tipos de crecimiento son: arrosetado, casi todas 
las hojas se encuentran cerca de la base, con tallos cortos cerca del sueio; rastrero, 
los tallos crecen horizontalmente sobre el suelo; decumbente, el tallo se arrastra 
levantando el ápice, por último los tipos semierecto y erecto (Egúsquiza, 1987) 
A continuación se presenta la descripción de algunas partes que conforman la 
planta. involucradas con la propagación clona! y el rendimiento agronóm1cc. 
1.3.1. RAIZ 
El sistema radicular es débil, superficial, fibroso, y profundo. Casi todas las partes 
de la planta pueden formar raíces, condición que es aprovechada en las técnicas de 
propagación rápida (Huamán, 1986). 
1.3.2. TALLOS 
El sistema de tallos de la planta consta de dos tipos; los cuales pueden provenir 
de semilla verdadera que son erectos, o ae tubérculo-semilla que en este caso se 
producen varios tallos. Presentan estructuras accesorias conocidas como alas, 
pueden ser rectas, onduladas o dentales. La coloración que presenta es de color 
verde, aunque algunas veces puede ser de color marrón rojizo o morado. Debido a 
una desintegración que presentan las céluias de la méduia, estas pueden ser sólidas 
o parcialmente tubulares. Presentan yemas que se forman a la altura de las axilas de 
las hojas, que pueden llegar a desarrollarse y formar tallos laterales, estolones, 
inflorescencias y a veces tubérculos aéreos (Huamán, 1986; Parson, 1984}. 
1.3.3. ESTOLONES 
Son tallos laterales, que crecen horizontalmente, por debajo del suelo, se 
desarrollan a partir de yemas de la parte subterránea de los tallos. La longitud es una 
característica varietal, siendo los más largos para especies silvestres, mientras que 
s 
los cortos son de variedades ya mejoradas, pueden formar tubérculos mediante el 
agraciamiento de la parte terminal , no todos los estolones llegan a formar tubérculos, 
ya que los que quedan descubiertos. crecen de manera erecta formando un tallo 
adicional (Huamán, 1986; Montaldo, 1984). 
1.3.4. TUBERCULOS 
La morfología del tubérculo lo detalla como un tallo modificado, constituyendo la 
parte principal de almacenamiento de almidones de la planta de papa. Presenta dos 
extremos, uno basal que va ligado al estolón y se le conoce como talón, el otro 
extremo distal o apical. Consta de ojos distribuídos en la superficie del tubérculo en 
orden espiral que se concentran hacia la parte apical y se ubican en las hojas 
escamosas llamadas "cejas" dependiendo la variedad es el arreglo de éstas, pueden 
ser elevadas, superficiales o profundas. Cada ojo consta de varias yemas (Huamán, 
1986). 
Así también, ei color y el tamaño del tubérculo depende de la variedad en 
particular. En corte logitudinal, el tubérculo muestra: peridermo o piel, corteza, 
sistema vascular, parénquima de reserva y tejido medular. El peridermo es una capa 
protectora en el exterior; puede ser blanco, crema, amarillo, naranja, rojo o morado. 
La piel es generalmente suave, en algunas variedades es tosca y áspera; presenta 
lenticelas que realizan el intercambio gaseoso. La corteza se encuentra por debajo de 
la piel; ésta es una banda de tejido de reserva de proteínas y almidones. El sistema 
vascular conecta los ojos del tubérculo entre si y al tubérculo con otras partes de la 
planta, dentro del anillo vascular se encuentra el parénquima de reserva ocupando la 
mayor parte del tubérculo. La médula constituye la parte central del tubérculo 
(Wiersema, 1985). 
1.3.5. HOJAS 
Las hojas se encuentran distribuídas a manera de espiral sobre el tallo. Son 
compuestas, constan de raquis central y varios foliolos. Cada raquis lleva varios 
pares de foliolos laterales primarios y un foliolo terminal. La parte del raquis por 
6 
debajo del par inferior de foliolos primarios se llama peciolo. Cada foliolo puede estar 
unido al raquis por un pequeño peciolo llamado peciolulo. En la base de cada peciolo 
se encuentran dos hojuelas laterales. La forma y el tamaño que guardan son 
importantes en la distinción de caracteres varietales. 
2.0 CULTIVO DE TEJIDOS Y MICROPROPAGACION 
La técnica de cultivo de tejidos se ha empleado para objetivos diferentes los 
cuales tienen en común el desarrollo de material vegetal libre de microorganismos en 
medio aséptico (Fossard, 1986). Esta técnica permite la propagación clona! rápida en 
corto tiempo (Espinoza et al., 1985), se pueden obtener un gran número de plantas a 
partir de una pequeña cantidad de tejido y conservar germoplasma in vitro, bajo 
condiciones controladas en espacios reducidos a bajo costo. Además es posible 
mantener un control de sanidad del material biológico in vitro, facilitando el 
intercambio internacional de germoplasma (Espinoza et al., 1985; Murashige, 1977; 
Tisserat, 1985). Villalobos y Thorpe (1985), mencionan que la principal ventaja de 
ésta técnica en programas de mejoramiento y propagación masiva es la enorme 
capacidad de multiplicación ilimitada, permite la aportación sustancial a los 
programas de mejoramiento de hortalizas y cultivos agrícolas. 
El cultivo de papa in vitro ha sido aplicado extensivamente en los aspectos de 
producción, mejoramiento y manejo de germoplasma (Wang y Hu, 1985). 
Las técnicas de cultivo de tejidos permiten el cultivo de células aisladas o de 
partes de la planta como son: ápices de raíz y tallo, primordios de hoja y flor, frutos 
inmaduros, órganos aislados, embriones, segmentos de tallo, hoja, ovario, óvulos, 
antenas y polen en medios nutritivos específicos en condiciones asépticas 
dependiendo de los objetivos que se persigan (Street, 1977 citado en Navarro y Vera 
1988). La papa es una planta modelo para el cultivo de tejidos, se pueden regenerar 
plantas a partir de todas sus partes (tallo, hoja, peciolo, raíces). Se han empleado 
varias técnicas de micropropagación; en el CIP (Centro Internacional de la Papa) el 
7 
método estandar es a partir de nudos simples, donde se obtienen yemas axilares que 
generan nuevas plantas, y otros métodos como el cultivo de células simples y 
protoplastos. 
Stewward (1958, en Doods, 1984) menciona que la regeneración de una pianta a 
partir de céiulas simples es la primera demostración de la teoría de la 
totipotencialidad de la célula. Caplin y Steward (en Navarro y Vera, 1988), con el uso 
de agua de coco, demostraron la tot1potencialidad de las células somáticas al 
observar crecimiento de células diferenciadas. La regeneración de las plantas a partir 
de callos (proliferación desorganizada de células) pueden originarse de células 
aisladas o protoplastos, o ser inducidas a partir de explantes de un órgano de la 
planta. En los experimentos de Skogg y Millar (1957) , cultivando tabaco bajo cierto 
balance hormonal se indujo la diferenciación de órganos. Esta técnica se puede 
emplear en callos de papa induciendo la producción de raíces o tallos (Dodds. 1984j. 
La regeneración de plantas por la formación de callos afecta la estabilidad genética, 
durante este estado se puede tener aiguna aberración genética (Dodds, 1988). 
2.1. FACTORES FISICOS 
Los factores físicos influyen sobre los procesos fisiológicos de las plantas durante 
su cultivo in vitro. La luz, el fotoperíodo, la intensidad y cantidad de luz son factores 
importantes para investigaciones de micropropagación y organogénesis (Read, 
1990). 
En estudios de fisiología, los efectos de la luz pueden tener impacto en el 
crecimiento in vitro y formación de órganos. Pennazio (1971) y Pennazio y Redolfi 
{1973), mostraron el efecto fotosintético y organogénico de la intensidad de luz en 
plantas de papa cultivadas in vitro. Mencionan que a niveles bajos de luz se ocasiona 
el desarrollo de plantas débiles y por el contrario al emplear intensidad de 4000 lux se 
favorecen la sobrevivencia y número de plantas de papa. Por otro lado Wang y Hu 
(1985) , mencionan que una intensidad de luz alta estimula el color café de los tejidos, 
lo cual denota oxidación por polifenoles: recomiendan que la luz en el período inicial 
de incubación de la planta de papa sea de 100 lux. 
8 
Un efecto ligado a la intensidad de luz es el fotoperíodo. Para muchas especies el 
período de iluminación del cultivo está entre 12 y 16 horas (Read, 1990). Huth y Bode 
(1970; en Wang y Hu, 1985), establecen que en la micropropagación de plantas de 
papa se requiere un período de obscuridad menor que el de luz. Cassels y Long 
(1982), proponen que el fotoperíodo más común en varias especies es de 16 horas 
luz y 8 obscuridad. 
Por otro lado Hussey y Stacey (1981), determinan que ia temperatura es otro 
factor que puede afectar la elongación, número de nudos y morfología en general del 
tallo de plantas de papa cultivadas in vitro. Lane (1979, citado por Wang y Hu, 1985), 
mencionan que temperaturas superiores de 28°C en el cuarto de incubación. 
ocasionan que en plantas de papa el agua se conduzca a nivel de pared celular y el 
crecimiento se restrinja; recomienda que la temperatura óptima para el buen 
desarrollo de las plántulas es de 25°C. Por el contrario Hussey y Stacey (1981 ), 
mencionan que temperaturas bajas (menores de 15ºC) disminuyen la viabilidad de 
los cultivares de plantas de papa, determinan que el rango de temperatura óptima es 
de 20 a 25°C. En sus investigaciones de micropropagación de plantas de papa 
Hussey y Stacey (1981) concluyen que los factores físicos que afectan el desarrollo 
de las plantas depende del genotipo que se trabaje. 
2.2. PROBLEMAS O RIESGOS DE LA MICROPROPAGACION 
La papa es una planta modelo en el cultivo de tejidos; se puede regenerar a partir 
de tejidos no meristemáticos como son, diferentes tipos de explantes de cualquier 
órgano o célula (Webb et al., 1983). Dodds (1984), menciona que la regeneración de 
plantas puede ser inducida a través de una ruta organogénica o embriogénica. 
La organogénesis involucra la formación directa de órganos o tejidos 
diferenciados a partir de células con características meristemáticas (Murashige, 
1974). 
9 
Yang et al., (1990) menciona que la regeneración por organogénesis ocasiona 
inestabilidad genética. En los tejidos derivados de callo que muestran variación; 
Casse!ls et al., (1983) menciona que hubo variación génica en múltiples brotes 
producidos en callo. El resultado de los cambios genéticos puede alterar un rango de 
características incluyendo la capacidad de regeneración. 
Dodds (1988), menciona que al almacenar germoplasma proveniente de 
micropropagación clonal con pequeñas modificaciones genéticas. éstas se pueden 
acumular de generación en generación. Concluye que durante el almacenaje de 
rutina se observa material biológico con cambios en hoja, tubérculos y cambio de 
color en la raíz. Aunque existen cambios en las plantas que no se aprecian. Por 
ejemplo un cambio en un gen que determina la resistencia a un virus especifico no se 
puede detectar a simple vista. Existen métodos para detectar la variación genética 
como la electroforesis, que detecta cambios en patrones de proteínas e isoenzimas; 
y métodos bioquímicos (Dodds, 1988). 
La regeneración de brotes a partir de callos, puede también ocasionar variaciones 
genéticas, Denton y Ford (1977), obtuvieron brotes de plantas de papa a partir de 
callos; consideran que la presencia de una posible inestabilidad genética se podría 
deber a factores del medio ambiente. 
La propagación de yemas axilares presenta gran estabilidad genética de aquí que 
el CIP utiliza en sus métodos de propagación los tejidos meristemáticos y no aquellos 
que sufren desdiferenciación. (Espinoza et al., 1985). 
Un factor que puede alterar el desarrollo de las plantas in vítro es la producción de 
etileno. Las plantas generalmente aumentan su producción de etileno cuando se 
encuentran bajo estres ambiental (ejemplo: ataque de patógenos, déficit hídrico, 
temperatura, etc) Steward et al (1974). 
Se evidencia que la morfogénesis en cultivo de células vegetales puede estar 
asociada con etileno, sin embargo su papel no es rm.:y entendido, este regulador es 
importante en la regulación del crecimiento de plantas in vítro de Brassica campestrís 
10 
(Chi et al., 1991). Lentini (et al., 1988), reportó que plantas de Brasseca campestris 
cultivadas in vitro producen etileno, el cual causa, crecimiento y desarrollo anormal. 
Chi et al., (1991), menciona que ei nitrato de plata inhibe la acción del etileno 
uniendose a los receptores de etileno que se encuentran en la membrana. Un exceso 
de Ag + en el medio puede ser fitotóxico causando estres en el medio y producción 
de etileno. El perclorato de mercurio es ampliamente usado para este estudio de flujo 
de gases en tejido vegetal bajo condiciones de un sistema cerrado (Ward, et al., 
1978) 
El etileno entre otros factores puede causar un fenómeno en el cultivo de plantas 
in vitro conocido como vitrificación (Kevers et al., 1984). Este evento se presenta en 
varias especies de Pronus:Dianthus cariophyllum, Salix babilónica, Malus sp, 
Garbera jamesonii, Forsythia intermedia, etcétera; y se manifiesta por hojas anchas, 
gruesas y traslúcidas de fácil quebradura. La traslucidas y la aparente malformación 
se deben a la deficiencia de la clorofila y células hiperhidratadas; las hojas no tienen 
tejido de empalizada, sólo el esponjoso; caracen de celulosa y lignina (Kevers et al., 
1984). 
Apelbaum y Burg (1971), reportan que el etileno altera la orientación de algunas 
células microfibrilares de explantes de Pisum sativum. Las células epidermales y 
corticales incrementan en talla con la presencia del etileno. Otro estudio de Pisum 
sativum realizado por el mismo autor (1972), demuestra que el etileno afecta la 
división celular y síntesis de ADN. Inhibe la expansión celular causando que tallos y 
raíces se expandan isodiamétricamente en vez de longitudinalmente y en ápices 
provoca su curvamiento ocasionado por la inhibición del crecimiento. 
Stewart et al., (1974) menciona que los efectos del etileno puede estar 
relacionados con interacciones con otras hormonas. La división celular y la 
elongación están influenciados por las giberelinas, las cuales antagonizan la acción 
del etileno, inhibiendo la elongación e incrementando el crecimiento radial de células 
individuales. 
11 
Hussey y Stacey (1981), propagaron plantas de papa in vitro en frascos con tapa 
de rosca de poliestireno. Después de 30 días de cultivo observaron plantas 
anormales bajo condiciones in vitro a las cuales les llamaron "morfología tipo etileno", 
ya que empleando promotores e inhibidores del etileno comprobaron tal efecto. 
Señalan que éste efecto es reversible al quitar las condiciones de estres. Concluyen 
que el cerrado hermético impide el intercambio de gases ocasionando la 
acumuiación del etileno en el interior del frasco de cultivo y alterando la planta. 
3.0 DIFERENCIACION 
El desarrollo es un fenómeno de los seres vivos que implica los procesos de 
crecimiento y diferenciación de células individuales dentro de tejidos, órganos y 
organismos (Salisbury, 1978). 
Se han dado muchos conceptos para definir crecimiento, dependiendo del 
sistema que se trate. Se puede decir que es un aumento de masa o volumen, esta 
definición no solo se aplica a organismos vivos; en los cuales Sinnot (1980), 
menciona que el crecimiento ocurre como formación de nuevas células aumentando 
el número y división celular. 
Bidwell (1979), define al crecimiento, como aumento de peso, longitud, volumen o 
cualquier otro parámetro medible. El permanente incremento de volumen es el 
aspecto más importante del crecimiento cuando se habla de morfogénesis (Sinnot, 
1980). 
Otro proceso del desarrollo es la diferenciación. El crecimiento y la diferenciación 
que ocurren durante la ontogenia de la planta, están coordinados y regulados de 
manera que la planta resultante tenga una forma específica (Esau, 1985). 
En los primeros estadios del desarrollo embrionario, las células se dividen a 
medida que el embrión se desarrolla y se transforma; se adicionan nuevas células 
quedando restringidas a ciertas partes del cuerpo de la planta, mientras que otras se 
ocupan de actividades diferentes. A los tejidos de la planta que muestran pocos 
12 
rasgos de diferenciación en sus células y se dividen indefinidamente adicionando 
nuevas células y que son jóvenes perpetuamente, se les llama meristemo. El 
meristemo distingue a plantas de animales. Las plantas crecen durante toda su vida 
(perenes), mientras que en el cuerpo animal cesa el crecimiento cuando el organismo 
alcanza la etapa adulta y el número de órganos es definido (Fahn, 1974; Esau, 1985). 
En los meristemos se presenta una división de células que permanecen 
meristemáticas llamadas células iniciales; y las que se transforman en elementos de 
diferentes tejidos llamadas células derivadas, las cuales cambian gradualmente 
fisiológica y morfológ1camente, adquiriendo características más o menos 
especializadas (Bidwell, 1979). Es decir, las células derivadas se diferencian, forman 
varios tipos de células, tejidos u órganos (Wareing y Phillips, 1982). Las células 
distintamente diferenciadas son las que alcanzan grados de especialización y 
estabilidad fisiológica. Este concepto de madurez incluye la capacidad de que las 
células vivas puedan recobrar las actividades meristemáticas cuando son 
adecuadamente estimuladas (Esau, 1985). 
Algunos investigadores suponen que ocurren una serie de procesos de 
desdiferenciación (pérdida de las características previamente desarrolladas) y una 
rediferenciación (desarrollo ae nuevas características) en la aparición de nuevos 
rasgos diferenciales de la célula (Esau, 1985). 
La planta en desarrollo, presenta el fenómeno de la morfogénesis (origen de la 
forma); implica desarrollo en la parte externa e interna de la pianta y que se 
manifiesta en órganos, tejidos, células· y sus componentes. Algunas células pierden 
su potencialidad de crecimiento durante su diferenciación, ya que son muy 
especializadas; su protoplasto se altera o desaparece ocasionando que la célula 
pierda la capacidad de desdiferenciación y de recuperar la actividad meristemática. 
Existen otras células que tienen protoplastos activos y también son reversibles. La 
técnica de cultivo de tejidos permite que las células que perdieron su potencialidad 
tengan éxito para seguir desarrollándose. Esta técnica proporciona ciertas 
condiciones y estimulantes para provocar el crecimiento (Fahn, 1974; Esau, 1985). 
13 
3.1 REGULADORES V LA DIFERENCIACION 
Durante el desarrollo de la planta se presenta el fenómeno de la morfogénesis que 
se manifiesta en órganos, tejidos y células. Los estudios de morfogénesis revelan la 
existencia de mecanismos de control que hacen que el desarrollo de la pianta sea un 
sistema integrado y organizado. Aunque, éste desarrollo esté determinado por los 
genes, varios procesos se llevan a cabo entre la acción primaria de éstos y sus 
efectos sobre la morfología. Sustancias reguladoras del crecimiento o fitohormonas 
son producidas en ciertos tejidos y pueden cambiar los efectos genéticos, 
provocando diferentes respuestas finales. A las fitohormonas las definen como 
sustancias que son sintetizadas lejos de su sitio de acción (Went y Thiman, 1963; 
Devlin, 1980; Salisbury, 1978); sustancias mensajeras que actúan algunas a 
concentraciones bajas (Devlin, 1980; Salisbury, 1978) y que pueden estimular, inhibir 
o modificar cualquier proceso fisiológico en las plantas (Bidwell, 1979). 
En el desarrollo de las plantas algunos reguladores inhiben el crecimiento y la 
diferenciación (Salisbury, 1978). En contraparte otros reguladores pueden estimular 
la función y el crecimiento de ciertas células especiales que son sus blancos 
especiales, así cuando éstas aumentan de tamaño y realizan sus funciones, los 
reguladores debieron haber afectado cuando menos de manera indirecta a los genes 
de las células blanco (Ham, 1975). 
Wareing y Phillips (1982), atribuyen que el desarrollo no sólo está regulado por 
hormonas. La diferenciación imphca genes. Los genes operadores controlan genes 
estructurales, los cuales codifican para proteínas particulares. Los genes 
estructurales y el operador están regulados por un gen regulador, el cual codifica la 
formación de una sustancia proteínica llamada represor. 
Cuando no existe una inducción, el represor se combina con el gen operador 
impidiendo su acción sobre los genes estructurales. Si existe una inducción externa o 
aumento en cantidad, se une el inductor en el gen represor, activando a los demás 
genes para que realicen la transcripción y la síntesis de proteínas (Ham, 1975). 
14 
Wareing y Phillips (1982), mencionan que posiblemente las fitohormonas 
intervengan ya sea inhibiendo o disparando eventos de la expresión génica. Por 
ejemplo las auxinas y giberelinas estimulan la elongación celular y las citocininas la 
división celular. 
Key y sus colegas (en Bidwell, 1979), en sus investigaciones sobre la síntesis de 
AJA y la síntesis de ARN, sugirieron que las auxinas pueden funcionar a nivel de 
regulador o activador de la transcripción y concluyen que existen receptores de 
hormonas o "blancos". 
Los reguladores se unen a proteínas específicas de las células blanco y su acción 
específica dependerá de las proteínas receptoras. Cuando se unen estos complejos. 
la diferenciación sigue un patrón predeterminado. Smith y Grierson (1982), 
mencionan que en muchas células blanco existen receptores específicos de una 
misma hormona o un receptor para una hormona; depende del regulador-receptor 
para que las células blanco sean competentes y sigan el patrón de diferenciación. 
Jeremy (1985 en Mora, 1991), cultivó explantes de tallo de Phaseolus vulgarís y 
menciona que durante el desarrollo interviene un complejo formado por una proteína 
y ácido indolacético (AIA) y este último se inactiva. Cuando se aumenta la actividad 
enzimática que degrada el conjugado AJA-proteína (o azúcares). La concentración de 
la hormona está relacionada con el patrón de diferenciación a seguir y los 
conjugados formados pueden controlar o inhibir el crecimiento. 
Salisbury (1978), menciona que se tiene la idea de que las auxinas y otras 
fitohormonas pueden actuar como coenzimas de enzimas específicas afectando la 
síntesis de ácidos nucléicos, un ejemplo son los trabajos de Skoog y Armstrong 
(1970), quienes encuentran que el crecimiento del cultivo in vitro de médula de 
tabaco es estimulado por AIA y su crecimiento es precedido por un incremento de 
ARN ribosomal. 
15 
Habb et al (1991), cultivó callos de Symphytum officinale en presencia de varios 
tipos y concentración de fitohormonas, observó la influencia de éstas en el 
crecimiento y diferenciación de órganos. con BAP, cinetina y zeatina. obtuvo ya sea 
la formación de raíz, tallo o ambos. concluyen que la zeatina es la hormona que se 
estimula en términos de porcentaje, crecimiento, inducción de órganos y 
diferenciación. 
Villalobos et al (1984), en sus cultivos in vitro de cotiledones de Pinus radiata, 
encuentra que las citocininas cambian el desarrollo de pino. Menciona que durante el 
desarrollo existen diferencias bioquímicas en el ADN, ARN y síntesis de proteínas. 
Este proceso involucra la activación de genes. Hay formación de proteínas 
específicas durante la formación de brotes de novo. Evans (1974) . menciona que las 
auxinas estimulan la síntesis de la pared celular en tejidos en los cuales se promueve 
el crecimiento. 
Okazawa et al. , (1967) en sus experimentos de cultivo in vitro de Solanum 
tuberosum, observó los efectos de auxinas y cinetinas en el crecimiento de callos y 
formación de raíz; concluye que existe una relación sinergética entre éstas hormonas. 
Poca concentración de AIA o ANA, favorece la formación de callo, mientras que la5 
citocininas proliferan su crecimiento. 
3.2 HABITUACION, COMPETENCIA Y DETERMINACION 
Durante el desarrollo de los organismos. se llevan a cabo los procesos de 
crecimiento y diferenciación. La competencia y determinación son términos 
relacionados con las diversas etapas de diferenciación a través de los cuales puede 
pasar una célula (Ham, 1975). 
Cuando las células no han determinado su desarrollo, son suceptibles para 
responder a un estímulo inicial de cualquier tipo, tienen la capacidad de reaccionar a 
estas señales (Meins y Binns, 1979 lo llaman competencia) y se vuelven distintas de 
lo que eran antes. Cuando responden se vuelven determinadas o comisionadas 
16 
(Ham, 1975; Meins y Binn, 1979). Este proceso involucra cambios fenotípicos 
estables que persisten por muchas generaciones de células en ausencia del estímulo 
inicial (Meins y Binns. 1979). 
Estos cambios fonotípicos estables se manifiestan en el desarrollo de pared 
celular, plastidios y el sistema de endomembranas, ciertos tejidos realizan funciones 
metabólicas específicas como fotosíntesis, almacenamiento, etcétera. Esto implica 
cambios en actividad enzimática y en consecuencia en la expresión génica entre 
células (Graham y Wareing, 1976; Wareing y Phillips, 1982). 
Smith y Grierson (1982), menciona que un contacto temporal con el inductor, 
causa la producción de la enzíma y su producto. Un ejemplo de esto podría ser la 
biosíntesis de fitohormonas. 
Weins y Binns (1979), mencionan que en cultivos de tejido parenquimatoso de 
médula de tabaco, se induce la división celular agregando citocininas (kinetina) al 
medio oe cultivo; después de un tiempo determinado se subcultiva a un medio de 
crecimiento sin citocininas. Los tejidos siguen teniendo división celular. Este 
experimento muestra que existe un proceso de habituación, que es un tipo de 
cambio heredable y estable que ocurre cuando los tejidos de plantas son serialmente 
propagados en cultivos. 
Habituación es un proceso directo que puede ser inducido por diversos factores 
(como hormonas, temperatura. etc.) y potencialmente reversible. Marja et al., (1991) 
regeneró brotes después de cambiar sus explantes a medio sin auxinas. 
Coleman y Stephen (1990), mencionan que en el proceso del desarrollo las 
células de los explantes sufren desdiferenciación en respuesta a señales específicas, 
es un período durante el cual los tejidos comienzan a ser competentes. Este proceso 
según Christianson y Warnick (1985), puede ocurrir en medios inductores de callo, 
raíz y tallo. Coleman y Stephen (1990), menciona que la inducción es un estímulo que 
ocasiona que el desarrollo se determine, el cual, una vez que ocurre, no puede ser 
alterado; aún si se expone a otra señal inductora. Christianson y Warnick (1983), 
17 
usando explantes de hoja de C. arvessis, concluyen que la producción de brotes está 
firmemente canalizado después de la determinación. El tejido es determinado en el 
segundo medio ausente de fitohormonas (Christianson, 1987). Después de la 
determinación los tejidos sufren diferenciación morfológica y por consiguiente el 
desarrollo. 
En sus experimentos Attfiel y Evans (1991), investigaron el tiempo en que ocurre 
la competencia y la determinación en la formación de brotes de tallo y raíz. Al 
transferir los explantes de un medio inductor a un medio basal sin hormonas, la 
competencia inicia al segundo día y la determinación en los primeros cuatro días del 
subcultivo. 
Coleman y Stephen (1990), examinaron los estados de desarrollo: la competencia 
en la inducción de brotes y en la determinación del callo en Populus deltoides. los 
estados los definió transfiriendo explantes de tallo de medio inductor de callo a medio 
inductor de brotes y después a medio basal sin hormonas. Discuten que 
teóricamente existen tres factores de competencia de los cuales depende la 
brotación y son: el genotipo, el tipo y concentración de hormonas, por ejemplo, la 
zeatina a ciertas concentraciones estimula la competencia para la formación de 
brotes pero el 2,4-D es más efectiva en P. deltoides para la regeneración de brotes. 
3.3 ORGANOGENESIS Y LA MICROPROPAGACION 
Las plantas presentan gran capacidad de propagación vegetativa o sexual que se 
ve favorecida por la técnica de cultivo de tejido (Christianson y Warnick, 1988). La 
organogénesis es un proceso morfogenético que se puede obtener por esta técnica 
(Yang et al., 1990). En la organogénesis existe la formación directa de órganos o 
tejidos diferenciados a partir de células que pasan por una serie de eventos, 
involucrando cambios bioquímicos, biofísicos y fisiológicos (Coleman y Stephen 
1990). Thorpe (1980), menciona que durante estos eventos se requiere de mucha 
energía y él en sus trabajos de brotación de Pinus radiata utilizó fructosa como fuente 
de carbono. 
18 
Christianson y Warnick (1988) , menciona que los procesos de organogénesis in 
vitro han sido divididos dentro de los eventos del desarrollo de desdiferenciación, 
competencia, inducción, determinación y diferenciación de órganos. 
Las ho,-monas son necesarias para la inducción de órganos (Attfiel y Evans, 1991) 
aunque Murashige (1974) ; Christianson y Warnick (1988), pudieron obtener brotes 
adventicios, en donde no es necesaria la adición de hormonas la medio de cultivo. 
Estos últimos autores , mencionan que cuando un órgano se cultiva en un medio 
suplementado con hormona; sus células se diferencian formando callo, el cuai bajo 
ciertas condiciones, formará brotes. 
Attfield y Evans (1991), en sus experimentos con hojas de tabaco sembradas en 
medio sin hormonas, obtuvieron brotes a partir de callo, cortes histológicos de callo, 
mostraron que éstos se formaron a partir de células de empalizada; observaron que 
las células del callo, son indiferenciadas con abundantes traqueidas. Concluyen que 
los estados de diferenciación celular están regulados por las fitohormonas. 
La regeneración de plantas puede ser por embriogénesis somática u 
organogénesis. En ésta última aparece variación somaclonal (Yang et al., 1990). Esta 
variación es reconocida como una alternativa para inducir variabilidad a través de 
plantas regeneradas por cultivo de tejidos (Coulombe y Foster, 1990). Por otro lado 
Yang et al., (1990) , en sus estudios histológicos de tejidos organogénicos de soya, 
observó malformaciones en dos brotes causadas por la regeneración directa. 
Concluye que no todos lo callos son organogénicos. Esto trae serios problemas para 
obtener eficientemente plantas regeneradas. 
Skoog y Miller (1957), en sus trabajos con médula de tabaco; señalan que la 
organogénesis está regulada por un balance hormonal entre auxinas y citocininas en 
el medio de cultivo. Observaron que en concentraciones más altas de auxinas que de 
citocininas, hay formación de raíz, por el contrario citonina en proporción más alta, 
induce la brotación a partir del callo. Concluyendo que una inducción cambia el 
destino de una célula o grupo de células. El control de la organogénesis por las 
fitohormonas es determinado por el tiempo con que el explante comienza a ser 
19 
competente para la inducción ; cuando ocurre esto, en los explantes que contienen 
células o grupos de células determinadas, se lleva el desarrollo de brotes de tallo o 
raíz. 
Coleman y Stephen (1989) , mencionan que en sus experimentos con Populus 
deltoides hay una interacción entre concentración de zeatina y el genotipo, indicando 
que éste último, tiene diferentes requerimientos fisiológicos para la regeneración de 
brotes in vitro . Observó tejidos necróticos en presencia de 6-Benziladenina (BA), 
señalando que es una respuesta fitotóxica . 
Wright et al., (1986) , cultivó cotiledones de soya en medio de cultivo 
suplementando con BA y citonina; obtuvo brotación múltiple. En cortes histológicos 
observó que la regeneración de brotes fue de novo a partir de células epidermales. 
Handro et al. , (1973), menciona que se pueden obtener a partir de células del 
cambium, periciclo, médula o de células parenquimatosas del xilema en brotes de 
tallo y raíces de Petunia inflara . Las células del callo fueron compactas, elongadas 
radialmente y ricas en almidón. 
Wrigh et al., (1986) , menciona que obtuvo organogénesis entre los días 7 y 14 
después de que el explante se cambió a medio fresco con BVA y observo la 
presencia de necrosis en los tejidos. Skoog y Miller (1957), aseveran que las 
concentraciones de hormonas son las que influyen en los patrones de diferenciación. 
Por otro lado Attfield y Evans (1991), en sus experimentos de transferencia recíproca 
de explantes entre el medio inductor de raíz y tallo, y un medio basal sin hormonas, 
mencionan que se requiere aunque sea un espacio corto de tiempo, de la presencia 
de citocininas para que el proceso de brotación inicie. Christianson y Warnick (1985), 
mencionan que la iniciación de tallo y raíz puede ocurrir sólo con un mínimo contacto 
con las hormonas. 
Otro regulador del crecimiento que está relacionado con la organogénesis es el 
etileno {Chi et al., 1991); sin embargo su papel no es muy conocido ya que en 
Helianthus annuus induce la producción de brotes a partir de callos, y por el contrario 
en Nicotiana tabacum inhibe éste proceso. El mecanismo de acción del etileno en la 
20 
diferenciación de brotes no se ha esclarecido. Existe una relación cerrada entre el 
etileno y la biosíntesis de poliaminas; los dos compiten por el mismo precursor 
(metionina) en la vía SAM. Feirer (1984), sugiere que la regeneración de brotes de 
novo de Burossica in vitro puede estar relacionada al metabolismo de poliamínas. 
Coleman y Stephen (1991), trabajaron con tallos de Poputus deltoides y 
observaron que durante los eventos del desarrollo existen proteínas asociadas con 
los eventos moleculares de la organogénesís. Baw et al., (1987), detectó cinco 
proteínas que fueron inducidas por citocininas. Proteínas no conocidas (de novo). 
Los primeros autores concluyen que éstas proteínas pueden servir como marcadores 
de estados específicos y poder diferenciar los eventos moleculares asociados con la 
diferenciación. 
Existen reportes de sustancias que inhiben la organogénesis in vitro (Christianson 
y Warnick, 1988) y demuestran que el balance de una sola hormona controla Ja 
inducción del brote. Kumar y Nanda (1981, mencionan que el ácido acetil salicílico 
(ASA) que baja la fiebre en humanos, es un inhibidor de brotes en Convulvulus; 
concluyen que el ASA afecta el tiempo en el que el tejido comienza a ser competente 
para la inducción y el tiempo en que comienza a ser determinado para la producción 
de brotes. Por último aseveran que la organogénesis in vitro es el complemento de! 
proceso de desarrollo, en una respuesta fisiológica a la combinación correcta de 
hormonas y nutrientes, además en la composición del medio, es importante el tiempo 
en el que el explante está en contacto con los reguladores del crecimiento. 
Okazawa et al., (1966) mencionan que el tamaño del explante utilizado, afecta el 
desarrollo y diferenciación de tejidos de papa cultivados in vitro. Observó que 
explantes largos favorecen la brotación, mientras que explantes pequeños sólo 
forman callos o raíces en presencia de auxinas; concluyen que tal vez una cantidad 
suficiente de estímulos debe estar contenida en éstos explantes para favorecer la 
brotación. 
21 
4.0 SALICILATOS EN PLANTAS 
Los salicilatos (derivados del ácido salicílico SA), inducen muchos efectos 
bioquímicos en el ser humano (Weissman, 1991). Los salicilatos más empleados en la 
medicina son el salicilato de sodio (SNa) y el ácido acetil salicílico (ASA), conocido 
como aspirina (Baker y Levitar, 1971; en López-Delgado, 1987). Estos compuestos 
se pueden encontrar de manera natural en la corteza del sauce (Salix alba), que 
contiene grandes niveles de salicin, el glicósido del ácido salicílico; Spíraea u/maría es 
otra planta que produce aceites solubles en éter; las hojas de glauteria (Galthería 
procumbens), tienen un aceite que contiene el methilester del ácido salicílico. 
La molécula del ácido salicílico (ácido 2-hidroxibenzoico), contiene un grupo 
hidróxilo (OH) y un grupo carboxílico (COOH) unidos a un grupo benceno (Collier, 
1963). Su peso molecular es de 138.12, punto de fusión 159t (Merck & Co. lnc, 
1976). ~H 
V Mdo Salicmco 
Del ácido salicílico se derivan el salicilato de sodio (SNa) y el ácido acetil salicílico 
(ASA). 
La molécula del salicilato de sodio (ácido hidroxibenzoico sal sódica) tiene un 
peso molecular de 160.11. 
OONa 
H Salicilato de Sodio 
La molécula del ácido acetil salicílico, tiene un peso molecular de 180.15, punto de 
fusión de 137't (Collier, 1963; Merck & Co. lnc, 1976). 
üo=Ha Acido Acetil Salicílico 
22 
En la medicina humana los salicilatos se consideran como drogas venerables, 
empleados como analgésicos y antipiréticos. La aspirina se ha usado por muchos 
años para reducir la fiebre y el dolor, en tratamientos previene trombosis cerebral, 
reduce la inflamación de articulaciones, ayuda en la fiebre reumática, gota, artritis 
reumatoide, angina de pecho, cataratas, diabetes, asma; por otro lado inhibe la 
coagulación de la sangre, induce úlceras pépticas, promueve la retención de fluidos y 
bloquean la síntesis de prostaglandinas mediante hormonas. Cabe señalar que los 
efectos del ASA en cada alteración fisiológica del organismo depende de la 
concentración del salicilato suministrada (Collier, 1963; Shapiro, 1986; Weissman, 
1991). 
En experimentos a nivel celular, los salicilatos se usan para interferir con la 
activación de células blanco de la sangre y para liberar la producción de energía 
almacenada en compuestos de adenosintrifosfato en mitocondrias aisladas. A nivel 
molecular los salicilatos activan genes de ciertas proteínas en los cromosomas de 
Drosophila. Estos experimentos ayudan a comprender ciertos mecanismos por los 
cuales algunos salicilatos actúan y que aún no son esclarecidos (Weissman, 1991). 
En lo que se refiere a plantas, el ASA y SA, intervienen en la inhibición inducción y 
regulación de muchos procesos bioquímicos como: estimulación floral, 
organogénesis, respiración, inicio de raíz adventicia, función estomatal 
(transpiración), resistencia a patógenos, producción de grano, maduración de frutos 
etcétera (Andrus, 1972 en López-Delgado, 1987; Leslie y Romani 1988). 
4.1 LOS SALICILATOS EN PROCESOS DIVERSOS 
Inhibición del crecimiento. SA reduce el crecimiento en lenteja a concentraciones 
de 1.4x10"4M y 3.6x10-4M (Chou y Patrick, 1976); ASA en raíz y coleóptilo de trigo 
(Larqué-Saavedra, 1975); ASA en yemas axilares de S. cardiophyllum cultivadas in 
vitro inhibe el crecimiento siguiendo un patrón de dosis-respuesta, (López-Delgado, 
1987). ASA reduce el crecimiento en yemas axilares de S. tuberosum (Mora, 1991). 
23 
En la transpiración. Concentración de 10-3M de ASA reduce la transpiración cerca 
del 50% en frijol (Larqué-Saavedra, 1978). En Commelina communis, dependiendo de 
la concentración del ASA se afecta la apertura estomatal. SA a concentración de 
3x10-3M reduce la transpiración en hojas de frijol (Trejo, 1981). Andrade (1981) 
menciona que ASA no actúa directamente sobre la transpiración, sino sobre la 
permeabilidad de la membrana celular y de organelos. 
En la actividad de algunas enzimas. En experimentos de inducción floral por SA 
(7.2x10-BM), Kumar y Nanda (1981), encontraron que en plantas de lmpatiens 
balsámica, se produjo un aumento en la actividad de fosfatasas ácidas. así como 
enzímas de novo. Sugieren que las fosfatasas podrían romper los ésteres fosfato en 
el metabolismo de carbohidratos, para satisfacer los requerimientos energéticos 
implicados en la formación de yemas florales. En fosfatasas de Solanum 
cardiophillum ASA no afecta directamente su actividad, se plantea la inducción de 
una proteína por el salicilato y ambos tienen afinidad por la fosfatasa inhibiéndola 
observando que el efecto del compuesto sobre la enzima persiste aún después de 
que las plantas se subcultivaron sin ASA (López-Delgado y Carrillo, en prensa). 
En la maduración de frutos. Leslie y Romani (1986), cultivaron células en 
suspensión de pera (Pyrus communis) en presencia de salicilatos. Observaron que el 
SA y ASA redujeron la conversión de ácido 1-carboxílico, 1-aminocilpropano (ACC) a 
etileno, sugieren que éstos fenoles inhiben la enzima formada de etileno. Los mismos 
autores (1988). compararon SA en la inhibición de biosíntesis de etileno de células en 
suspensión de pera con otros compuestos fenólicos. Encontraron que ASA mostró 
niveles de inhibición similares a los de SA. Observaron que la inhibición del etileno 
por SA esta relacionada con el pH; a niveles ácidos que hay una fuerte inhibición del 
etileno y viceversa. Concluyen que SA puede tener un papel regulador de etileno en 
las plantas. García y Larqué-Saavedra (1981), en sus trabajos de maduración de 
jitomate (Lycopersicum esculetum), encontraron que ASA y SA favorecen la 
maduración fisiológica de fruto alterando la permeabilidad de la membrana y 
producción de etileno. 
24 
En la organogénesis in vitro: Lee y Skoog (1965), en sus experimentos de 
organogénesis encontraron que SA indujo la formación de brotes a partir de callo de 
tabaco. Concluyen que existe interacción del compuesto con AIA y cinetina para 
dicha formación. 
En trabajos de diferenciación Kumar y Nanada (1981), cultivaron explantes de hoja 
de Convolvulus en medio inductor de brotes con ASA a medio sin el salicilato. 
Observaron que en éste último experimento, la brotación se inhibió por el salicilato. 
Mencionan que durante el proceso de regeneración se presentó un evento que es 
sensible a la inducción por ASA y que ocurre en el tiempo en que el tejido comienza a 
ser competente para la inducción y el tiempo en que comienza a ser determinado 
para la producción de brotes. 
Primer trabajo de diferenciación celular en briofitas empleando salicilatos es el de 
Saxena y Rashid (1980), quienes cultivaron protonema de musgo (Anoectangium 
thomsoni1) in vitro en medio suplementando con SA y ASA. Encontraron que en 
presencia de los compuestos fenólicos se favoreció la formación de caulonema. En la 
diferenciación de yemas del protonema fue más afectiva ASA que SA. 
En Solanum cardiophyllum se observó la formación de brotes de novo en yemas 
previamente incubadas in vitro en ASA y subcultivadas a medio sin el salicilato 
(López-Delgado 1987, López-Delgado, 1990). Esta respuesta se observó también en 
plantas de S. tuberosum y S. cardiophyllum se logró inducir la formación de 
tubérculos en presencia de ASA. (López-Delgado, 1987; Mora, 1991, Mora y 
López-Delgado 1990 y López-Delgado., et al, 1988). 
Shetty et al., (1992) mostraron que la inducción por benziladenina en la 
organogénesis in vitro, está influenciada por la presencia de prolina, ácido salicílico y 
ácido acetilsalicílico en explantes de cotiledon de melón (Cucumis meto). Sembraron 
estos explantes en medio inductor de callo y después de 25 días de cultivo 
determinaron la organogénesis de brotes. 
25 
En la preservación de germoplasma in vitro. Jiménez (1992), mantuvo 100 
genotipos de S. tuberosum por 12 meses en presencia de ASA observando efectos 
remanentes en la producción de tubérculos "semilla", esto es el peso y, tamaño del 
tubérculo se redujeron y el número de tubérculos se aumentó con respecto a su 
testigo. 
26 
HIPOTESIS 
Si el ASA interviene en la inducción de procesos morfogenéticos in vitro en Solanum 
cardiophy/lum y Solanum tuberosum, entonces otros salicilatos podrían también 
tener efecto en dichos procesos. 
Si las alteraciones morfológicas estudiadas en esta investigación corresponden a 
las descritas por Hussey y Stacey, 1981, donde se involucra al etileno entonces 
ASA podría tener efecto sobre dichas alteraciones. 
Si el ASA ha mostrado inducir efectos remanentes en la producción de tubérculos 
de plantas de Solanum tuberosum almacenadas in vitro por 12 meses en presencia 
del compuesto y en la actividad fosfatasa de Solanum cardiophyl/um, entonces 
podría tener efecto en la producción de tubérculos de plantas cultivadas in vitro en 
el compuesto por un mes. 
27 
111. MATERIALES Y METODOS 
3.0. MATERIALES 
3.1. MATERIAL BIOLOGICO 
Para la realización de esta investigación se emplearon 1 O clones avanzados del 
proyecto de Mejoramiento Genético prioritarios de propagación en el Proyecto de 
Producción de Semilla del Programa Nacional de Papa del Instituto Nacional de 
Investigaciones Forestales y Agropecuarias (INIFAP) Toluca, Edo. de México. Se 
. emplearon los clones: 
575042 
771836 
375333.1 
720051 
760065 
3.1.1. MEDIOS DE CULTIVO 
77-1A-26 
750759 
380496.6 
720025 
720133 
Los reactivos utilizados para la preparación de los medios de cultivo fueron: Sales 
inorgánicas (Baker), reguladores del crecimiento (Sigma Chemical Co), agar (Sigma 
Chemical Co y Merk), sacarosa, ácido acetil salicílico (ASA) (Sigma Chemical Co), 
salicilato de sodio (SNa) Técnica Química), ácido salicílico (SA) (Baker) , dimetil 
sulfóxido (DMSO) (Merck), caseína hidrolizada (Sigma), carbón activado (Sigma), 
ethrel (Bayer), perclorato de mercurio [Hg(Cl)4)2. 
Los medios de cultivo empleados para propagación fueron el B recomendado por 
el Centro Internacional de Papa (CIP) (Espinoza et al., 1984) Flores-Tena y 
López-Delgado 1990) y el G (López-Delgado, 1989) (Cuadro 3.1) . Estos medios son 
modificaciones del medio de Murashige-Skoog (MS) (1962); otros medios empleados 
fueron: MS(m) modificado por el Programa Nacional de Papa y el medio PG que es 
un MS modificado para papita güera (S. cardiophylfum) (López-Delgado, 1987) 
(Cuadro 3.2). 
28 
Cuadro 3.1 Descripción de los medios de cultivo B y G 
B G 
Sales Murashige-Skoog (MS) 100% 100% 
namina 0.40ppm 0.40ppm 
lnositol 100.00ppm 100.00ppm 
Ac. Giberelico GA3 0.25ppm 0.10ppm 
0.10ppmPantotenato de calcio 2.00ppm ----------
Glicina ---------- 2.0ppm 
Ac. Nicotinico ---------- 0.5ppm 
Piridoxina HC1 ---------- 0.5ppm 
Sacarosa 3% 2.5% 
Aaar 8% 6.0% 
Cuadro 3.2 Descripción de los medios de cultivo MSm y PG 
Sales de MS 100% 100% 
namina HC1 0.5ppm 0.40ppm 
lnositol 100.0ppm 100.00ppm 
Ac. lndolacético (AIA) 0.3ppm 1.00ppm 
Benciladenina (BAP) ......................... 1.00ppm 
Kinetina 0.3ppm ·---------
Sacarosa 4% 3% 
Aaar 0.8% 0.7% 
29 
Los medios MS(m) y PG también se probaron cada uno con diferentes balances 
hormonales (Cuadro 3.3). 
3.2 METODOS 
3.2.1. PREPARACION DE LOS MEDIOS DE CULTIVO 
De manera general los medios de cultivo se prepararon de la siguiente manera: 
Se mezclaron las cantidades requeridas de sales inorgánicas. vitaminas. 
hormonas y sacarosa (las vitaminas y las hormonas se tomaron de soluciones madre 
de concentración conocida), se ajustó el pH a 5. 7 con HC o KOH 1 N, (en el caso de 
los experimentos tratados con salicilatos, éstos se agregaron antes de medir el pH); 
después se agregó el agar. el cual se disolvió con calor y se vació en recipientes de 
cristal (tubos de ensaye y frascos gerber). Finalmente el medio se esterilizó en 
autoclave a 151 b de presión y 120ºc durante 15 minutos. 
En el caso de los medios donde se requirió la zeatina, ésta se agregó al medio 
esteril, esterilizándola por filtración con filtro Millipore o.29'1y posteriormente se vació 
en los recipientes. Todo se manejó en condiciones estériles. 
3.2.2. PREPARACION DE LA SOLUCION MADRE DE LOS SALICILATOS 
ASA y SA 
Para estos dos salicilatos, se preparó una solución madre de 10mg de cada uno, 
diluyéndose en 1 mi de Dimetilsulfóxido (DMSO) y posteriormente se aforó con agua 
destilada a 10ml. De ésta solución madre, se tomó la cantidad requerida para las 
concentraciones de 10-5 y 10-6. 
Para los testigos se tomó la misma cantidad de DMSO empleada para diluir el ASA 
y SA en 1 Oml de agua; de ésta solución se agregó al medio la cantidad equivalente a 
la concentración del salicilato más alta empleada en cada experimento. 
30 
Cuadro 3.3 Descripción de las modificaciones probadas con los 
medios MSm y PG, en la Fase 11. 
MEDIOS 
1 2 3 4 5 6 7 8 
Sales de MS 100",(, 100% 100% 100% 100% 100% 1100% 100% 
lnositol 100.0ppm 100ppm 100ppm 100ppm 100ppm 100ppm 100pprr 100ppm 
rnamina* 
Caseína 1.0ppm 1.0ppm 1.0ppm 1.0ppm 1.0ppm 1.0ppm 1.0ppm 1.0ppm 
Hidrolizada 
Carbon 100.0ppm 100ppm ---------- ---------- ---------- ---·------ -·-------- ----------
Activado 
Acido ·------ ---------- 0.4ppm 0.4ppm .................... 0.4ppm ... ................... 0.4ppm 
Giberelico (GAJ) 
Bencilamino - --------- ---------- ---------- 0.1ppm 0.1ppm ---------- ---------- 0.1ppm 
Purina (BAP) 
Zeatina (ZEA) ----- --- ·-------· 0.1ppm 0.1ppm 0.1ppm 0.1ppm 0.1ppm 
Ac. Naftalen- --------- ---·------ ---------- 0.3ppm 0.3ppm ---------- ....................... ----------
acético (ANA) 
Kinetina (KIN) ..................... ---------- .. .................... 1.0ppm 1.0ppm ....................... .. ................... 1.0ppm 
Sacarosa 3% 3% 3% 3% 3% 3% 3% 3% 
Agar 0.7% 0.7% 0.7% 0.7% 0.7% 0.7% 0.7% 0.7% 
Para todos los medios se empleo 0.50ppm para MSm y 0.40ppm para PG. 
31 
SNa 
Este salicilato se disolvió en agua. De la solución madre se tomó la cantidad 
requerida para cada concentración. 
3.2.3. CONDICIONES DE CULTIVO 
Todos los experimentos se mantuvieron en un cuarto de incubación con un 
fotoperíodo de 16 horas y una radiación de 24)4Mm2 seg·1 (400-700nm) y 8 de 
obscuridad, manteniéndose una temperatura de 18.±. 2ºc. 
Para la realización de esta investigación; se emplearon yemas axilares de clones 
provenientes del Banco de Germoplasma in vitro y micropropagación. Estos clones 
se propagaron en medio B subcultivadose a medio fresco cada 30 días, 
manteniéndose así una fuente permanente de material biológico. 
Los parámetros evaluados se indican en cada experimento. 
En el invernadero las plantas se sembraron en macetas de 15x20cm con tierra 
estéril. La temperatura ociló de 15 a 2oºc. Se mantuvo un riego constante. La vida 
promedio de invernadero fue de 90 días. 
3.2.4. DESCRIPCION DE LOS EXPERIMENTOS 
Los experimentos 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7 y 9 se realizaron en 2 fases. Fase 1: Se 
cultivaron explantes en presencia del salicilato por 35 días. Fase 11: Se subcultivaron 
los mismos explantes en otros medios sin el compuesto por 35 días. 
3.2.4.1. Experimento 1.0 
Efecto del ácido acetil salicílico (ASA) empleando medios MSm y PG en el 
desarrollo de yemas axilares. 
32 
FASE l. Se incubaron 120 yemas axilares del clan 750759 en los medios MSm y PG 
en concentraciones de ASA de 10·5 y 10-6. Cada tratamiento tuvo 20 
repeticiones incluyendo el testigo. A los 35 días se evaluó peso fresco y 
longitud del tallo para cada concentración. 
FASE 11. Las plantas obtenidas de la fase 1, se subcultivaron a medio B fresco sin ASA 
y con 0.40ppm de G83 en los 6 tratamientos. A los 35 días se evaluó: 
longitud del explante más largo, peso fresco y porcentaje de brotación. 
3.2.4.2. Experimento 2.0 
Efecto del ASA empleando medios con diferentes balances hormonales en 
el desarrollo de yemas axilares 1. 
Fase l. Se cultivaron 240 yemas axilares del clan 750759 en los medios MSm y PG en 
concentraciones de ASA 10·5 y 10-6M, por 35 días. 
Fase 11. Las plantas obtenidas de la fase 1 se subcultivaron en 8 medios con 
diferentes balances hormonales (Cuadro 3.3). A los 35 días se evaluó: 
longitud del explante más largo, peso fresco, número de brotes por explante, 
porcentaje de sobrevivencia y de explantes brotados. 
3.2.4.3. Experimento 3.0 
Efecto del ASA empleando medios con diferentes balances hormonales en 
el desarrollo de yemas axilares 2. 
Fase l. Se cultivaron 120 yemas axilares del clan 750759 en el medio MSm en 
concentraciones de ASA 10·5 y 10-6M por 35 días. 
33 
Fase 11: Las plantas obtenidas de cada uno de los tratamientos anteriores fase 1 se 
subcultivaron a los medios 3 y 8 (Cuadro 3.3) A los 35 días se evaluó: 
longitud del explante más largo, peso fresco, número de brotes por explante, 
porcentaje de sobrevivencia y de explantes brotados. A los explantes con 
callo y brotes obtenidos en esta segunda fase se les realizó un estudio 
anatómico; el cual se explica microtecnia. 
3.2.4.4. Experimento 4.0 
Efecto de salicilato de sodio (SNa) empleando medios con diferentes 
balances hormonales en el desarrollo de yemas axilares 1. 
Fase l. Se cultivaron 240 yemas axilares del clan 750759 en los medios MSm y PG en 
concentraciones de SNa de 10-5 y 10"6M a los 35 días se evaluó: peso fresco 
y longitud del explante más largo; incluyendo al testigo. 
Fase 11. Las plantas obtenidas de la fase I; se subcultivaron en 8 medíos con 
diferentes balances hormonales (Cuadro 3.3). A los 35 días se evaluó: 
longitud del explante más largo. peso fresco, número de brotes por explante, 
porcentaje de sobrevivencía y de explantes brotados. 
3.2.4.5. Experimento 5.0 
Efecto de SNa empleando medios con diferentes balances hormonales en el 
desarrollo de yemas axilares 2. 
Fase l. Se cultivaron 240 yemas axilares del clon 750759 en los medios MSm y PG en 
concentraciones de SNa 10-5 y 10-6M por 35 días. 
34 
Fase 11. Las plantas obtenidas de la fase 1, se subcultivaron en los medios 1, 3 y 8 
para el medio MSm y el 7 y 8 para el PG (Cuadro 3.3). Se evaluó: longitud 
del explante más largo, peso fresco. número de brotes por explante, 
porcentaje de sobrevivencia y de explantes brotados. 
3.2.4.6. Experimento 6.0 
Efecto del ácido salicílico (SA) en el desarrollo de yemas axilares empleando 
diferentes balances hormonales 1. 
Fase l. Se cultivaron 240 yemas axilares del clon 750759 en los medios MSm y PG en 
concentraciones de SA de 10·5 y 10-sM, a los 35 días se evaluó: peso fresco 
y longitud del explante más largo incluyendo al testigo. 
Fase 11. Las plantas obtenidas de la fase 1, se subcultivaron en 8 medios con 
diferentes balances hormonales (Cuadro 3.3). A los 35 días se evalué: 
longitud del explante más largo, peso fresco, número de brotes por explante. 
porcentaje de sobrevivencia y de explantes brotados. 
3.2.4.7. Experimento 7.0 
Efecto de SA en el desarrollo de yemas axilares empleando diferentes 
balances hormonales 2. 
Fase l. Se cultivaron 240 yemas axilares del clon 750759 en los medios MSm y PG en 
concentraciones de SA 1 o-s y 10-sM por 35 días. 
35 
Fase 11. Las plantas obtenidas de la tase 1, se subcultivaron en los medios 7 y 8 para 
el medio MSm y los medios 4 y 5 para el PG (Cuadro 3.3). A los 35 días se 
evaluó: longitud del explante más largo, peso fresco, número de brotes por 
explante, porcentaje de sobrevivencia y de explantes brotados. 
3.2.4.8. Experimento B.O 
Efecto de ASA en el desarrollo in vitro de plantas con alteraciones 
morfológicas (PAM). 
Para efectuar este estudio se partió de materiales que presentaban alteraciones 
morfológicas (plantas cloróticas con tallos engrosados, longitud de tallos y tamaño 
de hojas reducidos y curvamiento de ápices) durante los trabajos de 
micropropagación rutinaria del programa, tomando como modelo de estudio frascos 
(gerber) con tapa metálica (TM). 
El estudio se realizó en dos etapas: 
a) Descripción morfológica y anatómica (microscopia fotónica y electrónica 
de rastreo) de las PAM. 
Para esta etapa se trabajó con los clones 575042, 375333.1, 771836, 760065 y 
720051 ; se sembraron esquejes en medio G en 15 frascos con tapa de metal (TM) y 
15 frascos con tapa de plástico (TP) cultivándose 1 O esquejes por frasco durante 30 
días. 
Posteriormente se realizaron los siguientes tratamientos: 
• Plantas que crecieron en TM se subcultivaron a 15 frascos con TM y 15 
frascos con TP. 
36 
• Plantas que crecieron en TP se subcultivaron a 15 frascos con TM y 15 
frascos con TP. 
A los 30 días se evaluaron los siguientes parámetros: considerando 10 plantas por 
condición: 
- Porcentaje de plantas con y sin alteraciones morfológicas. 
- Tamaño de hojas. Se midió el área en mm2 de 10 PAM y 10 plantas típicas. 
Para obtener estas mediciones se fraccionó la planta en 4 partes iguales. La 
primera medición se tomó en el primer nudo cerca de la base de la planta y la 
4a. medición en el nudo cercano al ápice. El área de las hojas se tomó 
marcando las hojas sobre papel, se delimitó la forma geométrica de la elipse y 
se determinó el área. 
Diámetro de tallos. Se fraccionó la planta en 4 partes iguales. La primera 
medición se tomó en el primer internudo cerca de la base de la planta y la 4a. 
medición en el internudo cercano al ápice. 
- Longitud de tallos. Se tomó la longitud de las plantas antes de sembrarse al 
suelo. 
De cada tratamiento se sembraron 10 plantas por maceta en invernadero; se 
evaluó peso y número de tubérculos. 
Se realizó un estudio anatómico de superfícies de las PAM que se describe más 
adelante (Microtenia). 
b) Efecto de ASA, prectorato de Mercurio y Ethrel en el desarrollo de PAM. 
37 
ASA 
Para el tratamiento de ASA se trabajo con los clones: 575042, 380496.6, 720025 y 
720133. 
El clon 575042 con alteraciones morfológicas proveniente de mícropropagación 
en medio G (fM), se subcultivó al mismo medio G suplementando con ASA (2.5 x 
104 M) y a medio sin el compuesto empleando para ambos casos frascos con TM y 
TP. 
Los clones 380496.6, 720133 y 720025 provenientes del Banco de Germoplasma 
in vitro a temperatura de BºC.±. 2 y una radiación de 1 J)iMm2 seg-1 (400-709lfrll) 
almacenados por un año. Dichos materiales forman parte de otras lineas de 
investigación del programa. 
Se subcultivaron esquejes con alteraciones morfológicas en su desarrollo 
procedentes de: 
- Medio C del CIP (Espinoza et al., 1984) modificado con ASA (104 M) a las 
siguientes condiciones de cultivo: 
Tratamientos: 
~ .- Medio G +ASA (2.5x104 M) en frascos con tapa de metal (fM). 
2.- Medio Gen frascos con TP 
3.- Medio G +ASA (2.5x104 M) en frascos con tapa de plástico (fP). 
4.- Medio Gen frascos con TP. 
- Medio C completo y sin el salicilato a las siguientes condiciones de cultivo: 
38 
Tratamientos: 
5.- Medio G +ASA (2.5x10-4M) en frascos con tapa de metal (TM) 
6.- Medio Gen frascos con TM 
7.- Medio G +ASA (2.5x10-4M) en frascos con tapa de plástico (TP) 
8.- Medio Gen frascos con TP. 
Perclorato de Mercurio y Ethrel 
Para el tratamiento de perclorato de mercurio y ethrel se trabajó con el clon 
575042 proveniente de medio G (TP) sin alteraciones en su desarrollo, se subcultivo 
a: 
- Frascos con tapa de metal (TM) incluyendo en el frasco de cultivo un vial que 
contenía 2ml de perclorato de mercurio a una concentración de 0.25 . y 
- Frascos con tapa de plástico (TP), incluyendo en el frasco de cultivo un vial que 
contenía 2ml de ácido cloroethylfosfónico (Ethrel) a una concentración de 
10-4M. 
Tanto los tratamientos de ASA como los de perclorato y Ethrel tuvieron 10 
repeticiones por condición, sembrándose 10 equejes por frasco para todos los 
clones empleados. A los 30 días de cultivo se evaluaron: porcentaje de sobrevivencia, 
porcentaje de plantas normales y atípicas, peso fresco y longitud de tallos. 
3.2.4.9. MICROTECNIA 
Con el objeto de hacer una descripción más objetiva de la estructura y morfología 
de las alteraciones y cambios observados en las plantas que se estudiaron en esta 
tesis, se recurrió a la microscopía fotónica y microscopía Electrónica de Rastreo. 
39 
Este estudio se realizó bajo la dirección de la M.C. Araceli Zavaleta Mancera, en el 
laboratorio de Botánica Estructural del Colegio de Postgraduados. 
l. MICROSCOPIA FOTONICA 
También conocida como microscopia de luz. Esta técnica permite observar la 
estructura en cortes de parafina hasta de 5 micrómetros de grosor. 
Esta técnica se empleó para: 
1) Comparar las estructuras de las plantas sanas con las que presentaron 
alteraciones en su desarrollo que se observaron en plantas propagadas en 
recipientes con tapas de metal (TM) y tapas de plástico (TP) (Experimento 8.0¡ 
2) Detectar el origen de los brotes obtenidos en el experimento 3.0. 
FIJACION 
Las plantas se fijaron en CRAF 111 o FAA (Sass, 1958). 
Para plantas del experimento 8.0 la fi¡ación se realizó en e: mismo frasco de 
cultivo. Esto con e! objeto de evitar la deshidratación y deformación del tejido o 
cuaiquier otro daño mecánico (Zavaleta, comunicación personal, 1990). 
E! callo de plantas tratadas con ASA (!:::xperimento 3.0) se extrajo del frasco df' 
cultivo, se fraccionó y se seleccionaron fragmentos con tallo original, callo solo y callo 
con brotes jóvenes y se fijaron directamente en CRAF 111. 
Para fijar con CRAF 111, se realizó una mezcla de soluciones A y B en partes 
iguales: 
- Solución A: formaldehído (formaldehido al 35-40%) al 23% 
- Solución B: trióxido de cromo al 0.6% +ácido acétil al 4% + 96% de agua. 
40 
El tejido permaneció en este fijador por 24 horas. También se fijó con FAA. Se 
observó que hay menos colapso del tejido; es decir la estructura se mantiene mejor. 
Este fijador contiene: 
50% de etanol (al 96%) 
5% de ácido acético 
10% de formaldehido (al 37-40%) 
35% de agua 
El tejido permaneció por lo menos 24 horas. 
Inclusión y cortes de parafina 
- Después de la fijación el tejido se lavó con agua corriente y se puso en GAA 
(25% v/v glicerol, 50% v/v etanol y 25% v/v agua). Esta mezcla permite 
conservar material por varios años. 
- El material se cortó en partes pequeñas utilizando navaja deigada. Para e! 
experimento 8.0 se cortaron tallos y hojas. Para el experimento de plantas 
tratadas con ASA (Experimento 3.0) se cortaron callos con tallo principal y 
brotes. 
- En la deshidratación e inclusión se utilizó un cambiador automático de tejidos 
(Fisher t1ssue maten) empleando las soluciones: Cellosolve-propanol; 1: 1, 3: í, 
1:10, 1:3 luego Cellosoive-Xileno 1:1, Xiieno 100% (tres cambios) y parafina 
fundida (dos cambios) durante 4 horas cada cambio. 
- Después el tejido se colocó en charolas de aluminio con parafina fundida 
orientándolo en el plano deseado. Para favorecer la penetración de la parafina 
se utilizó una cámara de vacío. Fabricada por el Dr. E. M. Engleman. 
- Posteriormente se cortaron bloques de parafina con el tejido y se adherieron 
con calor a bases de madera. 
41 
- Se obtuvieron tiras de 1 O a 12)'1 m de grosor con un micrótomo rotatorio 
(Américan Optical Company). Para ablandar el tejido y facilitar el corte de tallos 
y callos; éstos se sumergieron previamente en alcohol isopropílico al 50% 
durante 24 horas (Zavaleta, comunicación personal 1990). 
- Los cortes se seleccionaron bajo el microscopio estereoscópico. Se hicieron 
cortes longitudin::iles y transversales de tallo y transversales de hoja para las 
plantas del experimento 8.0. 
Para detectar el orígen de nuevos brotes en plantas tratadas con ASA, se hicieron 
cortes tangenciales y anticlinales del callo. 
Los cortes se montaron en portaobjetos adheriéndose con Adhesivo (Johansen, 
1940): 1% de gelatina, 13% glicerol, 20/Ó fenal en agua y una gota de 10% 
(formaldehido al 37-40%) en agua. Otro adhesivo de Cromo (O.Sg de gelatina, 0.1 de 
fenal, 0.05g de alumbre de cromo CrK (S04) 2 H20 en 50ml de agua) (Engleman, 
com. per.1991). 
El tejido se extendió en la platina a ssºc luego se dejó escurrir por 2 horas y 
finalmente se dejaron sobre la platina por 24 horas. 
- Los cortes se desparafinaron colocándolos en Xileno 100% (3 cambios) por 
tres minutos. Los cortes de deshidrataron parcialmente llevándolos hasta 
propano! al 50%. 
42 
Tinción con safranina y verde fijo 
- Después de la hidratación parcial (hasta 50%), los cortes se tiñeron con 
safranina saturada (0.05% safranina O, 13% p/v sulfato de amonio (NH2) 804, 
0.01% de fenal en agua). Los tejidos se mantuvieron por 24 horas a 
temperatura ambiente. 
- Los cortes se lavaron con agua corriente (5 segundos) y se pasaron por 
alcohol del 50%, 60%, 70%, 96% y 100% por 30 segundos en cada 
concentración. 
- Se tiñeron con verde fijo durante un minuto; se lavaron 100% (dos veces) y se 
pasaron por tres cambios de xileno (5 minutos cada uno) para eliminar el 
alcohol. Por último se montaron los cortes en resina. 
Estas tiniones se realizaron para ambos experimentos. 
HISTOQUIMICA {Tinciones específicas) 
Tinción Rojo "O" de Aceite (Engleman, comunicación personal 1991) 
Esta técnica permite identificar cutículas y otras sustancias lipoides. 
- Después de montar y desparafinar; los cortes se sumergieron en etanol 60% 
(por tres minutos), luego el tejido se colocó en el colorante durante 5 minutos; 
su fórmula es: 25% v/v de 1-butanol + 0.05% p/v de Rojo "0" de aceite para 
saturar + 75% v/v de etilenglicol. Es importante que el colorante no esté en 
contacto con la humedad del aire. En presencia de agua el colorante se 
precipita y no tiñe adecuadamente (Zavaleta, 1989 com. per.). 
- Después de 24 horas, los cortes se lavaron en etanol 60% (30 segundos) y 
50% (30 segundos). 
43 
- Por último se montaron con jalea glicerinada (10% p/V gelatina + 50% v/v de 
glicerol + 40% v/v de agua + 1% p/v de fenol). 
nnción temporal de almidón con l2KI (Johansen, 1940) 
A los cortes montados y desparafinados se les agregó unas gotas de solución l2KI 
(0.5% de yoduro de potasio en agua destilada + yodo elemental hasta saturación). 
Los granos de almidón tiñeron de color obscuro o azul. 
nnción permanente de polisacáridos insolubles con Acido Peryódico-Reactivo 
de Schiff (APS). 
- -Después de montar y desparafinar, a los cortes se les agregó de 3 a 5 gotas 
de solución de ácido peryódico (HI04) al 0.5% en agua destilada. Se esperó 5 
minutos. 
- Se lavaron con agua destilada 
- Se agregaron de 3 a 5 gotas de Reactivo de Schiff acuoso (O. 1 g de fushsina 
básica + 2.0 mi de alcohol + 2g de bisulfito de sodio (NaHS03) + 4g de ácido 
acético o cítrico + 100ml de agua); se esperaron de 5 a 10 minutos 
aproximadamente hasta que se tiñeron los polisacáridos insolubles de color 
púrpura intenso. 
La fushsina básica se disuelve en alcohol. Por separado se disuelve el bisulfito en 
el agua. Luego se mezcla el colorante con la solución de bisulfito. Después de 12-24 
horas se filtra y disuelve el ácido acético o cítrico en la solución. Por último se guarda 
la solución en frío. 
Tinción temporal para lignina con tloroglucinol y HCI (Sass, 1958) 
- Sobre el tejido montado y deshidratado se agregaron gotas de ftoroglucinol 
(1-2% de ftoroglucinol de etanol al 96°/o); se esperó de 3-5 minutos. 
- Se añadieron de 3 a 4 gotas de HCI (40%) y se observó el microscopio. La 
lignina tiñe de color ro¡o violáceo. 
11. Microscopía Electrónica de Barrido (MEB) 
Coo la finalidad de estudiar la morfología de plantas provenientes del experimento 
8.0 que presentaban alteraciones morfológicas se hicieron observaciones con el 
Microscopio Electrónico de Barrido. 
Como es sabido. las plantas provenientes de cultrvo de tejidos son muy frágiles y 
delicadas. Por esta razón se probaron 4 fijadores para seleccionar el que conservará 
mejor la morfología externa de la planta. Los fijadores probados fueron: 
1) CRAF 111 (Receta va descrita páginas 36-37) 
2) FAA (Receta ya descrita página 37) 
3) Formaldehído al 3% en Buffer de Fosfato de Potasio 0.2M. 
4) Glutaralden:do a1 3% en Buffer de Fosfato de Potasio 0.2M. 
La fijación con FAA resultó ser la mejor para mi propósito. 
Se fijaron talios y ho¡as enteras de plantas normales y de PAM de cada clon, tanto 
de los recipientes de tapa de metal como de plástico. Después de fijar el tejido por 24 
horas. se lavó con a;;ua corriente y deshidrató gradualmente (propano! 30, 40, 50, 
60. 70 80. 00 100 y '00) dejándolo por una hora en cada cambio 
Las muestras deshidratadas en alcohol absoluto, se secaron por punto crítico. Las 
hojas y tallos se introdujeron en una cámara de secado, enfriada previamente a oºc. 
E! alcohol absoluto dei que estaban impregnadas las muestras se sustituyó por 
o.6xido de carbono líq~ido med:ante varios lavados. Luego la temperatura y presión 
se elevaron hasta alcanzar y rebasar 31.1 ºe y 1073 psi (72.8g/cm2) respectivamente. 
Temperatura y Presión a las cuales, el bióxido de carbono llega a su punto critico 
Luego de 5 minutos se saca lentamente el C02. 
45 
Las muestras secas se adherieron en portaobjetos cilíndricos de cobre. Una vez 
montadas se cubrieron con Bnm de oro, usando una ionizadora a 1200 voltios. 
Las muestras se estudiaron con el Microscopio Electrónico de Barrido marca Jeo 
JSM-35C Modelo 86 (del Colegio de Postgraduados) y se registraron 
fotográficamente con película Verichrome para formato de 120mm. 
Con esta técnica se evaluó la densidad de tricomas (número de tricomas por 
mm2
) a ambos tipos de hojas. 
3.2.4.10. EXPERIMENTO 9 
Rendimiento de plantas en invernadero previamente cultivadas In vltro en 
presencia de ASA. 
Se incubaron 360 yemas axilares in vitro del clon 77-1A-26 en los medios MSm y 
PG suplementados con ASA 10-5 y 10-{;M, teniendo 60 repeticiones por condición, 
incluyendo al testigo. A los 35 días, 20 plantas de cada tratamiento se sembraron en 
invernadero (a estas plantas se les llamó FASE 1 ). El material biológico restante se 
subcultivó al mismo medio fresco sin ASA. A los 30 días 20 plantas se sembraron en 
invernadero llamándoseles FASE 2 y por último, a los 30 días las plantas in vitro 
restantes (FASE 3) se cultivaron en invernadero. Los parámetros evaluados fueron 
peso fresco, número de tubérculos y porcentaje de sobrevivencia de plantas. 
3.2.4.11. EXPERIMENTO 10 
Brotación de tubérculos de plantas de S. tuberosum previamente cultivadas in 
vitro en presencia de ASA. 
Los tubérculos de las plantas provenientes del experimento 9; se almacenaron en 
bolsas de papel. A los 90 días se evalúo porcentaje de brotación para cada fase. 
IV RESULTADOS 
Experimento 1.0 
Efecto del ASA empleando medios MSm y PG, en el desarrollo de yemas 
axilares 
46 
FASE l. Los promedios de peso y longitud del tallo se vieron reducidos en la 
concentración más alta (10-5M) en ambos medios con respecto al testigo (Cuadro 
4.1). 
En el medio MSm, se observó un patrón de dosis respuesta en el parámetro de 
peso, siendo el testigo el que presentó valores más altos. La longitud de tallos más 
atta se observó en la concentración 10~M. 
En el medio PG, el peso y longitud del tallo se incrementaron en la concentración 
10-BM. 
En la longitud de tallos de ambos medios se mantuvo el mismo patrón de 
respuesta que en la FASE 1 (Cuadro 4.2). En la concentración de 10-5M de ambos 
medios se observó disminución del peso y longitud de tallos con respecto al testigo. 
En las plantas cultivadas en medio PG, se observó la presencia de minitubérculos. No 
se observó formación de brotes en este experimento; por consiguiente se realizó el 
siguiente experimento. 
Experimento 2.0 
Efecto del ASA empleando medios con diferentes balances hormonales en el 
desarrollo de yemas axilares 1 
En la fase 11 se observó que las plantas cultivadas en medio MSm presentaron 
promedios de peso y longitud de plantas más altas que los detectados en el medio 
PG (Cuadros 4.3 y 4.4). Del tratamiento en medio MSm se observó en la Fase 11 lo 
47 
CUADRO 4.1 Pes11 fresco y longitud de plantas de S. tuhel'OSUll cultiva-
das en presercia de ~ en los iiedios llSll y PG por 1i dias. 
MsM PG 
[~) X Pes11 h1gl X Long (1:11) X Peso (111Jl X Long (1:11) 
T 
2411. 72{,6 4.37 148.8 3.18 
~126.46% ~8.5682 ~187 .lBI ~8.9715 
l 1r' 
174.&8 5.17 162.411 4.&7 
~118 .1911 ~8.6849 ~97.l.Zll ~1. 7534 
1r5 68.811 2 93 87.88 2.88 
~16.2132 ~8 . 4~1 ~lí.1567 ~8.9711 
CUADRO 4 • 2 Peso tresco, loTigitud y portenta; de plantas de S. tul>erosu cultiuada en preseocia 
T 
1r' 
1e-s 
-
de ~ en lledios !& y PG por li dias y suhcultiuadas a lledio sin ~ 11as GA• por 
li dias. 
MSM PG 
de ~ de 
X Peso (~J X LoTig (t11J lrotacion X Peso (~J X LoTig (e11J Brotaci011 
1,!i4.91 9.8 1,l}J, .3 14.7 
~lll.6448 ~21484 8 ~69i.2112 ~1.:BIS e 
1,229.55 11.2 1,871.42 11.81 
~1'1 . 5781 ~1.3497 8 ~418.5462 ~1731.I 8 
6&4.n 8.55 714.GB 18.711 
~285.:m4 ~1.7/Bí 8 ~292.f,883 ~Z.4511 8 
48 
CUADRO 4 • 3 Longitud, peso, ro.ero de brotes por explante, porcentaje de sobreuiueocia y 
de explantes brotados en ye.as de S. tuberoswt culti\l<ldas in uitro ~pleando 
1 
i 
! 
1 
1 
1 
1 
i 
1 
1 
! 
1 
1 
1 
1 
o 
s 
1 
2 
3 
4 
5 
6 
lledios 11.)a en presencia de ASA !Fase ll por 35 dias y subculti\l<ldas sin ASA 
a 8 11edios diferentes (Fase lll por 3S dias. Los datos son el p!'Olledio de S 
repeticiones por tratdlliento. 
MsM 
CONTROL SIN ASA ' 1 
- i - Y. ~rO Y. - 1- ! Y. 
Ho. 1 1 ¡11o 1 • 
bro Y. - - 1 Y. • % ' 
X Peso X Long hs Exp X Peso I XLong j • hs Ixp XPeso i X Long ¡ ' I~~ ~P 
(119) (Cll) Sob Bro- (119) (e11) Sob Bro- (119) 1 (Cll) ,Sob¡~ ~-1 Ixp ta- Exp ta-
dos dos dos 1 
1 
1 
2158 
1,323.8 15.9!i 
66 8 8 
004.1 9.'/!i 
66 8 8 
714.9 11.1 
66 
'.971.68 ~8.18 '.&119.58 ~3.581M ~004.111 ~1.1Bl8 
678,85 6.85 1,21!.2 11.57 1 ~· 3 
110.85 1 ' 
66 ¡ 8 1 8 
¡'.1307.51 '.3. 7008 '.2.8808 b.5008 66 8 0 _619.48 l'.5.7111l8 16610 1 8 
1 
1 1 1 1 
' 
1 
1 
1 1 1 1,515.7 18.26 m.5 17.9 108 0 8 1,182.2 ¡18.46 ¡108 
2 .5 66.6 · 100: 2133.3
1 
'.482.33 '.2.1489 '.6%.~ '.2.1*19'l '.224 .87 
1 
'.7 .663 
281.1 .6.45 1,149.5 15.6 359.7 5.8 ! 
66 8 8 108 3 108 108 0 ¡ 0 '.67.48 b.10011 '.348.63 '.5.6581 '.448.15 '.3. 7636 
' ' 
1,132.8 11.1 
66 6 66.6 1,844.6111.l*i 108 4 108 
1,123.5 10.9 
108 3 
1
33.31 '.632.48 ~1.8088 '.538.71 '.3.8~ '.1,54.39 '.7 .1856 
1 
133 
1 1 1 952.3 
1, 193.8 18 1 5 108 ,1,856.9 18.3 108 3 66.6 10.8 33 i 2 108 
. l'.617.17 '.1.li653 + 
¡ -
: 
1 
1 
1 
7 11,764.7 9.6 
108 33 108 
1,322.6 11.85 
66 3 58 7!i8.4 15.4 66. 
2 58 '.714 .06 '.2.8342 '.7 .581M '.0.1808 \376.3 '.18.088 6 
874. 7 5.885 66 1,156.5 ¡13.'I 
1 1 : 
8815 ¡, 61523.6 ¡6.5 1 1 1 8 8 
1 ¡66. '.523.741'.8.1613 11081 2 33.31 8 '.1632.91 '.8.3222 '.468.87 l'.1.9442 
1 1 1 1 1 1 1 1 
49 
.... 
CUAD'RO ll. ll Lor11itud, peso, ro.ero de brotes ¡K>r explante, ¡K>rcentaje de sobreviuencia y 
de explantes bNJtados en yeaas de S. tuberosuN cultiuadas in vitro eNpleando 
lledio PG en presencia de ASA (fase ll por 3S días y subcultiiiadas sin ASA a 
B lledios diferentes (fase Ill por 3S dias. Los datos son p~io de 5 repe-
ticiones por trataNiento . 
PG 
i 1 
: E 
1 1 
! 
1 D úmtrol sin ASA ASA 18"
6 
" ASA 18-s " 1 1 
1 l 1 -
x 1.o 1 % 1~.o 1 % 1 x P Y. ~.o Y. Y. ~.o Y. 
¡o¡XPeso ~ tes Exp eso X Lo~ hs 
~-
XPeso X Lo~ tes [xp 
s (11g) (ca) ISob ,r;Jm-1 (11g) (ca) Sob (11g) (cal Sob Bro-
[xp ta- [xp h-
dos dos 
1 1,447.7 15.6 
1111 3 33.3 
653 .5 13.6 
1111 
844.4 16.46111 
1111 - 1 :e. 7423 :uu1 :1,B!9 
- -
:485.!li :5.28 
-
:~.18 
1 
1 ! 261 1 l,466 .l 14 .IJllft 1 1 
\ 2 2,!Zfi.3 ¡16 .5 ¡1111 -1- : 9.6 
'.245 .89 '.9 .4521 
1111 - -
'.1ZlU6 '.1.55 
100i - - ! '.1784.58¡'.3.rnl ' 1 
1 3 
1,1119 .2 13. 7 
fió 3 58 
745.3 18.8 
fió 1 -
258 .2 u 
fió 
'.1113,81 '.18.51111 '.B'Jl.49 '.9.M 
-
¡'.178.58 :9.28 
- -
1 4 
568.1 12 
1111 
1,189.8 
:18 ... 1 ~ i' 245.2' 8.15 
66 
- 1 
- - 58 -
1 
'.ZCJ! .39 '.B .8135 '.Z!!i9 .61 ::m. 18 '.18.'*l 1 
1 i 
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166 1 15 
3157.7 17 .8 
66 3.5 1111 
2, 147 .5 15.2 66 12 58 
645 .5 9.55 
'.147.48 '.8.IBll '.1,174.Z '.87 .111 '.2. 7!l 
- -
'.1.6181 
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1 
1,Sll.6 13.6 
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J 6 
'.1484 '91 i '.9 .llSS 
1111 - -
'.953.38 '.2.Zb 
188 3.5 
¡.1,lffl.6 _3.9418 1 
7 2,417.5 14.3 fió 
1 
4 1111 jl,1116.8 11.li 
1118 - 1 -
6111.2 
8.B'.1.74 Hll 2.5 fió .6 '.128.'/8 '.3.M '.679.54 '.3.3474 : 43.51 
3,233.4 ;14.1 ¡66 
3.5 1111 
728.3 7.6 166 8 58 
575.95 11 .6 66 
- 1 
8 '.7!i!i .68 l'.6 .21111 '.!Kl . ~ '.639,25 
-
'.8.21111 '.2 .fi888 
1 i i 
50 
51 
siguiente: en los medios 1 y 4 se obtuvo brotación dependiendo de la concentración 
del salicilato (10-5 y 10-sM respectivamente), mientras que para los medios 5, 6 y 7 la 
formación de brotes se presentó tanto en el testigo como en los tratamientos. Los 
medios 3 y 8 presentaron formación de brotes sólo en las plantas que previamente 
estuvieron (en Fase 1) cultivadas en presencia de ASA; estos dos medios se eligieron 
para los objetivos del experimento 7 aumentando el número de repeticiones (Cuadro 
4.3). 
En la Fase 11 de plantas previamente cultivadas en presencia del medio PG y ASA 
se observó que en los medios 1 y 3 no hubo formación de brotes en presencia del 
compuesto, en el medio 4 la brotación estuvo en función de la concentración, se 
presentó sólo en 1 o-6; en los medios 5 y 8 el porcentaje de explantes brotados siguió 
un patrón de dosis respuesta, esto es a concentración alta de ASA se inhibió dicho 
porcentaje y en los medios 6 y 7 no hubo formación de brotes en 10-sM (Cuadro 4.4). 
Debido a que en ningún medio se presentó brotación conjunta en las 
concentraciones empleadas, el medio PG, no se consideró para continuar con los 
siguientes experimentos. 
Experimento 3.0 
Efecto del ASA empleando medios con diferentes balances hormonales en el 
desarrollo de yemas axilares 2 
FASE 11. Se observó que la longitud del tallo más alto por explante tendió a 
aumentar en la concentración de 10-6M con respecto al testigo en los medios 3 y 8. 
En el medio 3 se detectó un efecto de dosis-respuesta en el peso, ya que a mayor 
concentración del salicilato, menor peso (Cuadro 4.5). En el medio 8 eí promedio de 
peso tendió a disminuir en la concentración más alta y en 10-sM aumentó con 
respecto al testigo. El porcentaje de sobrevivencia se vio ligeramente reducido en 
10-5M en los dos medios empleados. En éstos se observó brotación tanto en 
presencia de ASA como en el testigo, el porcentaje de explantes brotados y el 
número de brotes por explante en el medio 3 tendieron a disminuir al aumentar la 
1 
1 
52 
CUADRO 4 • 5 Longitud, peSll fresco, ll!Rero de brotes por explante, porcentaje de sobrevill!locia y de explantes 
brotados tn yewas de SolaOOJt tuberosu. cultivados in vitro en lledios !& y PG en presencia de 
1 
i 
11EDIOS 1 
!& 3 
!& 8 
X Peso 
(119) 
ASA (Fase !) y suhcult iuadas a los 35 dias a lledios ron diferentes balances hol'llOnales sin el 
salicilato (Fase JJ). Cada tratuiento ronto con 28 repeticiones. 
OOITROL S IM ASA ASA 1S-
6 
" ASA 1r
5 
" 
XLong Y. ~t Y. X Peso XLong % ~t Y. X Peso XLong % ~rOt Y. 
Ixp Ixp l:xp 
(Cll) (.gl (Cll) (IWJ) (Cll) --- ... 
Soh [)(p. Brot Sob Ixp, Brot Sob Ixp, Brot 
1,154 . ~ ' 14.713 
1 ~ 2.9 166.ó 
1,~ . ó 16 .88 
~ 2.14 46.6 
787.3 16.6 
78 1.5 26.ó 
~l~.59 ~2.74 ~li>.67 ~2.ll ~74.84 ~8 .ó8 
l,IGl.l 11.43 
~ 1.57 46.6 
1,128.S 14.S 
~ 2 53.3 
'lli.2 11.61 
65 l.ó 62.S 
~2111.69 ~l.99 ~7ZI .81 ~l.66 ~191. 76 ~2.97 
53 
concentración del salicilato, mientras en el medio 8 el porcentaje de explantes 
brotados se incrementó en presencia del compuesto. El número de brotes fue mayor 
en el tratamiento de 10-6M. 
El estudio de microscopia de luz de los callos obtenidos en este experimento 
reveló la presencia de brotes de dos orígenes diferentes: 
- Directa: el que origina del anillo vascular del tallo original (Figura 1 y 2). 
- De novo; el que no tiene ninguna relación con el tallo principal y crece a partir 
de células indiferenciadas del callo (Figuras 3 y 4). 
Los brotes más comunes encontrados fueron los directos, que derivaron del tallo 
original (Figura 2). Se observó que los brotes de novo se originaron de estratos 
subepidérmicos no diferenciados del callo. 
El callo está formado de células indiferenciadas, muchas de ellas con depósitos 
de taninos, En ésta masa celular se encontraron traqueidas y elementos de vaso 
dispersos. 
Las técnicas de tinciones específicas para fenoles, almidón y lípidos pudieron 
mostrar en callo la presencia de: 
- Depósitos de suber y fenoles principalmente en las células más externas del 
callo. 
Abundantes granos de almidón en el tejido tratado con ASA en concentración de 
10~M (Figura 6), menos cantidad de almidones en 10-5M y ausencia en el testigo 
(Figura 5). 
54 
Lista de figuras 
Figura 1 Corte transversal de tallo. Vea dos alternativas de brotación directa, b = 
Brote a partir del cambium y xilema; a= brote a partir de corteza. 
Figura 2 Corte transversal de explante de tallo tratado con ASA durante 33 días. Brote 
a partir de cambium vascular (Cv) Barra= ~m. 
Figura 3 Brote de novo a partir de callo (C). B =Brote. Barra= 459~m . 
Figura 4 Acercamiento de la Figura 13. (C) = callo. Barra= 25~m . 
 55 
56 
Lista de figuras 
Figura 5 Explante de tallo sin ASA (Testigo). Note la ausencia de granos de almidón 
Tv = tejido vascular. Barra= 1~ 
Figura 6 Corte transversal de explante de tallo tratado con ASA 10.u. Los puntos 
negros indican granos de almidón. Tejido vascular (Tv). Barra= 50}fm. 
 
57 
Experimento 4.0 
Efecto de SNa empleando medios con diferentes balances hormonales en el 
desarrollo de yemas axilares 1 
58 
De manera general, en la Fase 1 del medio MSm se obtuvieron las plantas de 
mayor tamaño mientras que en PG las de mayor peso fresco (Cuadro 4.6). El 
promedio de peso se inc;ementó en SNa 10"0M, mientras que en la longitud del tallo 
se disminuyó en ésta misma concentración en el medio MSm con respecto al testigo. 
En el medio PG el peso tendió a disminuir y la longitud del tallo a incrementar 
conforme aumentó la concentración del salicilato. 
En los cuadros 4.7 y 4.8 se observan los resultados de la Fase 11. empleando 8 
medios diferentes para inducir brotación. 
En los medios 3, 5, 7 y 8 del medio MSm (Cuadro 4.7}, se obtuvo formación de 
brotes independiente de la presencia del salicilato. En el medio 2 el SNa inhibió la 
formación de brotes. En los medios 4 y 6 el tratamiento del cdlnpuesto 10"5M inhibió 
la formación de brotes. En el medio 1 se desarrollaron brotes de novo en presencia 
del salicilato. 
Con la concentración de 10-BM, en los medios 5 y 8 se aumentó el porcentaje de 
explantes brotados en presencia del compuesto y en el medio 3
1
se disminuyó, 
mientras que en el medio 7 este porcentaje se incrementó en ésta concentración 
(Cuadro 4.7). 
Se eligieron para MSm los medios 1, 3 y 8 para realizar el experimento 5.0. 
En PG (Cuadro 4.8) en el medio 2 se observó inhibición de brotación en presencia 
del salicilato; en el medio 5 el tratamiento con SNa 10-BM inhibió formación de brotes; 
el medio 8 fue formador de brotes, ya que en presencia o ausencia del compuesto, 
favoreció la brotación (Cuadro 4.8). En los medios 3 y 7 se obtuvo desarrollo de 
brotes de novo sólo en presencia del salicilato (en ambas concentraciones), además 
CUADRO 4- 6 Peso fresco y loIYJitud de plantas S. tube!'OSUll cultivadas 
1 
i 1 
1 [SNa] 1 
1 1 
1 r 1 
1 
[ 18"' 
i 
579 
~67 .8417 
745 
'.454.S!Mill 
394.1176 
'.111.5872 
en presencia de SNa en los lledios !1Sll y PG por 35 días. 
MSM 
X l.orlJ (CA) 
6.355 
'.1.4848 
5.835 
~1.ml 
6.185 
'.1.82lí 
X Peso (11gl 
7.52.5 
1 :ifil .8113 
641 
'.81.2267 
684.7368 
'.82 .25ó1 
PG 
X Lo~ (CA) 
2.345 
:e.61ea 
3.81fió 
'.8,!Jlj89 
3.6882 
:2 .622 
59 
cu ADRO 4 • 7 Lo!Jlitud, peso fresco, ro.ero de brotes por explantes, porcentaje de sobre 
viuencia y de explantes brotados en yeaas de S. tuberosuw cultivadas 
in vitro e11pleando lledios ~ en presencia de Slla (fase Il por 35 días y 
cultivados sin Slla 8 lledios diferentes (Fase IIJ por 35 días . Los datos 
el pl'llledio de 5 repeticiones por tratawientc. 
Msr. 
1 " 1 E 1 r-~~~~~--,--~~~r-r----,~~r-~r-r---i 
D i 
IOIXPeso XLotwJ % ¡rro¡~.j X Peso · XLo~ J /. rro¡~.1 X Peso XLo~ 1 % ,~l~.i tes ¡ , hs, tes! ' 
1 s 1 (agl (ca) Sob 1 b; ¡ ~- l (ag) 1 (ca) !Sob[b; ¡ ~- 1 (ag) j (c.l ISob b;/~-~ . 
1 j dos 1 ' i i . dos 1 · ¡dos 1 
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3 
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33
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4 
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1 ¡-172.42 Z.3979 1 ¡.678.83 ,_1.7/45 ¡ I ¡.846.11! 1-3.7737 I 
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58 1,!Z7.6111.5 llllB) - ' _ IB15.7 1 1 1 1 
1 2 1,29724 ·16.25 \1111 2 !1.54 1111¡ -1 - j 
1 \:483.72 :4.8468 1 ! ~544.'/8 ~1.92li 1 1~129.CJI .Z .11839 
i i 1 ' 
1 
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1 
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1 1 i 
14 11,655.5 ¡13.66 
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1 ~ 18.ó 1 1 1,248.9 19.75 ) j 1 1 
1 l'.181.13 p.t7'll 1111 u 75 ¡:511.12 ¡:i.7611 
111 3 
\ 25 bn.ss j:z.2752 ,88 
1 - , - 1 
: ' ' 1 i i 1 
; i 1 1 ! 1 ' 1 1 1 i 1 
1 5 :2,164.Z 11 .4 
1 I""" )" 1 1 ' 19941 B 1'> 1 '.562 .~ '. 4.6871 1111¡ 3 48 :415.Zz ~7.8239 11! 3.5! 58 :~.18 l'.7. 7587 68 t.5 66.61 
; i 
1 11,721.5 111 1 1 1,2% 7.97 
88 3.5 58 
651.4 9.25 
188 -1-¡ 6 
¡:569.43 ]'.2.2?11 
88 
/6•
6 75 
'.l!Z.98 ,'.1.SBlí! '.Z&í.98 '.3.3758 
i 1 ¡ l 
17 
1 2,843.~ ;!! 188 11.14 )1111 
1 
1/l6t8 14.8 
68 6.5!66.6 5 188 
872 .1 u/ 68 '.Z.8284 '.8.M '.963 .15 ; ~u me '.191.48 '.1.6~ ¡ 
1,562.3 ¡IZ.B 1,3'.11.1 ~.93 968 .2 9.98 ' 
188 18 Z8 188 5.6 68 
8 :684.42 /'.6.1~ ~2121.29 '.8.11174 68 3.5 lí6.6 '.699.61 '.Z.3937 
1 
60 
CUADRO 4.B Lorqitud, pesn Fresai, OOlel'O de brotes por explantes , porcentaje de 
sobreuivencia y de explantes brotados en ipas de S. tubel'OSWI culti-
" l 
uaáas in uitro e~plean.!o llletlio PG en presencia de SNa (Fase ll por 35 
días y subculti11ados sín SMa 8 llletlios diferentes (fase Ill por 35 
dias. Los datos son el pl'!lllletlio de S repeticiones por trata~ie n to . 
PG 
E~ . ~~~~~~-.-~~~~~~-.-~~~~~~-; 
D 1 Control sin stt1 SHa 18-6 
" SMa 10·5 
" 
r-~-,--~..,-,.-.,.--~'~~~-,---.,--,-~1~-.-~--.--.--r-: 1 
1 \'l. 1.Ho .l Y ! _ i 1 ~ ¡11o. Y. 1 _ , _ \'l. INo.I z ' 
O X Peso 1 X LoirJ , 'f:~IIxi>· : X Peso X Lorq 1 . 1 ~ txp.¡ X Peso 1 X Lorq · j~IIxi>-: 
S (-:¡) 1
, (ca) 1 Sob 1 ~ [ ~- ! (llJ) (cal '¡ SobiI; ~- ¡ (-:¡) i (ca) ISob 1I I; \ ~- ! 
· 1 'J dos 1 ¡ 1 dos I ! . ¡dos 1 
¡ ! 1 1 1 1 ¡ 1 : ; : : ¡ i i 
l 2 i ~ · m 4 
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7
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35 
i. 111 ¡1 
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1 
- l!,27:u l!L7'.i i11 I - 1 
-
1 ,.li71.83¡_1.Pl>.27¡ ' ¡ ·.6ft>.83 !-4.1515 1 j.539.24 ¡.2.8829 1 l ! 
13 l!,872.7 '¡!;.13 '68 j - . ~,1154.5 1!5.92 Hll 1.5 48 l!,278 1:!8.48 11111 :2.S! 48 '11 
1 _liS,92 .•. 11769 .334.88 .tlf/6 .7%.33 .4.41.lll 1 1 
' 1 1 • 1 1 
1 1,192 .3 ¡ '1 9.48 jtlll %2.3 /11 ¡1 1111 '1 1 11,858.5 9,6 111 !1 3 1· 25 1,. 
¡ 4 ~439 . 64 ¡ ~3.2714 - - ~425 . 88 p.Ii88 i ¡ - l . . ~291.64 ¡ ~4.346 9 ¡ ' 1 ¡ 
1 ! 1 1 l 
1 
5 !•
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1.! !8.1 11114.5 28 !·
197
·
5 
!1.6 1188 - - %2.Z 7·88 1111 2 ' 48 
-~.58 .4.4543 .3.38.62 .1.2712 1455.13 ~3 . 3%2 
i 
_ 622 .91
1
1.5 88 _ _ 614.5 [5 .2 1111 5 68 
~li'l . 83 ~2.4819 ~144.16 . ~2.8158 
1 1 
1 1 
6 1,222.318,63 11811 -
~685. 79 ~5. 4558 
1 1.2ii11.2 .6.13 j75 ! _ ¡ _ 1,483 .9 113.s . ¡118{!\ 6 I zs 1,478.6 1 !8.7'.i 10016 1 58 , 
~628 . 83 '.S .8429 j 1 1 '.538 .20 ; ~ t ~ 1 1 ~1'1b9 . 86 '.4.7347 1 
1,848.6 18.44 ¡188 3 1 28 1,21u /s.6 
00 10 I 25 
1,llS.J ,6.7'.i 
88 6 58 
8 ( 757.64 '.1.4221 1 1 ~458 . 23 l ~S . 84ffi , ~312.31 ( 2.1299 
1 
61 
62 
de que se aumentó el porcentaje de explantes brotados con respecto al testigo. En el 
medio 8 se observó un patrón de dosis-respuesta en el porcentaje de explantes 
brotados, ya que al aumentar la concentración del compuesto, dicho porcentaje se 
incrementó. Se eligieron los medios 7 y 8 del medio PG para proseguir con e! 
experimento 5. 
Experimento 5.0 
Efecto de SNa empleando medios con diferentes balances hormonales en el 
desarrollo de yemas axilares 2 
FASE 11. En los medios 1, 3 y 8 previamente cultivados en el medio MSm se 
detectó que la capacidad de respuesta de las yemas aumentó, ya que la longitud, 
peso y porcentaje de sobrevivencia de los explantes fue mayor en comparación con 
los explantes testigo. En los tratamientos de 10-5 y 10-ºM el número de brotes por 
explante y el porcentaje de explantes brotados disminuyeron en comparación con el 
testigo del medio 1 del MSm (Cuadro 4.9). En el medio 3 el número de brotes por 
explante se aumentó en la concentración de 10-6M en cambio en 10-5M se observó 
tendencia a disminuir con respecto al testigo; por otro lado, los porcentajes de 
explantes brotados se redujeron en presencia del compuesto en ambas 
concentraciones, encontrándose el menor porcentaje en el tratamiento 10'6 M. 
El número de explantes brotados en el medio 8 previamente cultivados en medio 
MSm (Fase 1); se aumentó al igual que el porcentaje de explantes brotados 
independiente de la concentración del compuesto empleada (Cuadro 4.9). 
En el medio 7 del PG el tratamiento con SNa redujo el peso fresco; en éste medio 
se observaron porcentajes de sobrevivencia altos, independiente de la presencia del 
salicilato. presentándose en la concentración de 10·5M el 100 porciento (Cuadro 4.9). 
En éste medio se obtuvo formación de brotes de novo sólo en presencia del 
compuesto, en ambas concentraciones. El número de brotes por explante se 
incrementó en el tratamiento 10'5M y el porcentaje de explantes brotados se aumentó 
en SNa 10"6M. En el testigo no se obtuvo ninguna respuesta de brotación. 
63 
cu n DRO 4 • 9 ~ngitud, peso Fresco, lllJle!'ú de brotes por explantes, porctniaje de sobreuivencia y de 
explantes brotados en ye.as de Solalllll tuberosu. cultiuados in vitro en lledios !& y PG en 
presencia de &'la (Fase ll y subcultiiiadas a los 35 dias a lledios con diferentes balances 
rmwmales sin el silicilato (Fase lll. Cada trata.lento conto con 28 repeticiones. 
~TROL S!H 3.'la 
: mios 
XPeso 
1 (~) 
1 
~.2 \ 15.32 
'.251.&3 ¡ '.UH! 
i 655.2 
! '.156.91 
lb 3i 
, 15.BB 
~L2155 
: \ ¡ i 
1 1 1 1 1 1 
1 16.6'r 1 
' ' 
1 
i,oo ·.z ( ¡1s 7!. t~.34 1 ' 1 ¡ oc . o ,90 i1.5 .22.2 . . '.155.Bí '.B.932 
1.218.4 ! 16.lí 
---+·---.----+--+-~~---+---+-+--+----+----+---+--+---+--< 
! 
' 
: 54&.10 12 . 72 
i '.Sll.B? '.1.14 
" 1 · 7b1.1 
1' ¡ '82 {( ' _¡ ,oo 
1Uí 
'.1.85 
' 
1 
' 555.23 
90 lu~1 SI! '.15b.10 
llZ!J 
'.1.27 
¡95 1.3 31.5 
Msii Bi , 
__ _¡__-¡ _ ___,__,_.,-- ---+----+--r--+---.-----+----'-+--+--
1 
\ 2,021.B ¡ t7 .63 i 1841. 9 17.21 
9011 
)iul !,22'l.B 17 .3? 
) 111il 2 ! 18 : ¡ '.216 .7!l 
195 
'.231.58 1 '.1.589 ¡ '.8.867 
1 
1 '.1.07 i ! _176.28 ! 1 
!'(; 7¡ 1 : 
1 
1 
! 
1 
1% 1 
1 1 
; 1,924.9 17 .fA 1 B8 47 3 2,337.6 ¡ tó.17 % 1,671.9 
l. !7 .4 190 z.zsl:ul 
1 '.241.55 '.8.&53 1 
. . '.455.79 
1 '.2.35 
1.83¡1.5 
'.34b.Só ' J.% 1 
1 
1 !'(; s¡ 
1 
1 
1 1 
1 
1 ' 
64 
En el medio 8 del PG. e! peso fresco por explante. se incrementó en el tratamiento 
10-{)M y se disminuyó con SNa 10-5M en comparación con el testigo. La longitud dei 
expiante y la sobrevivencia no tendieron a cambiar drásticamente en presencia o 
ausencia del salicilato en éste medio, por otro lado, el número de brotes por exp1ant¡; 
aumentó en la concentración de 10-5M de: compuesto con respecto a! test1gc 
mientras que en 10-0M se observó que el porcentaje de exprantes orotados se redu¡o 
(Cuadro 4.9) 
Experimento 6 
Efecto de SA en el desarrollo de yemas axilares empleando diferentes 
balances hormonales-: 
FASE 1 En la concentración de SA 10--0M del medio MSm. los promedios de oesc 
y longitud tendieron a aumentar, en tanto que en 10-5M disminuyeron con respecrn a! 
testigo (Cuadro 4. 10J. En ei medio PG. se observó un efecto oe dosis-respuesta e1 
peso fresco tendió a dism1nu1r conforme se aumentó la concentración de SA, e' 
promedio de longitud del tallo tendi:i a cJ1sm1nu1r con respecto a: testigo (Cuadre 
4.10). 
FASE 11. En el medio MSm (Cuadro 4.11 ;: se observo que er. los medios 2 y 8 e' 
tratamiento SA 10-0M inhibe la formación de brotes y el medio 7 en la concentración 
10-5 M. En los medios 1 y 3 no se observó brotac1ón en ningún t•atamiento En e: 
medio 6 se formaron brotes sólo en presencia de SA a 10-{JM. Para los medios 4 y 5, 
se formaron brotes sólo en ambas concentraciones del compuesto, no así en ei 
testigo; se eligieron estos dos medios para continuar con el experimento 7.0. En el 
experimento del medio PG (Cuadro 4.12) se detectó que el tratamiento con SA inhibe 
la formación de brotes en el medio 1; en el medio 5 se inhibe sólo en la 
concentración de 10-6M, y en el 8 en el tratamiento 10-<>M (Cuadro 4.12). Se eligieron 
los medios 4 y 7 para continuar con el experimento 7.0. En e! medio 7 se obtuvo 
brotación en ambas concentraciones de SA. En el medio 4 hubo brotación en todos 
los casos. 
65 
cu A D:RO 4 ·1 9 Peso fresco y longitud de plantas de S. tuberost111 cultiuadas 
en presencia de SA en íos lledios llSli y PG por 35 dias. 
MSM PG 
1 !SAJ I X Peso (ll!Jl X Long (e11l 
1 
X Peso (ll!Jl X Long (e11J 
1 
T 1 ~U1 3.&437 11115.~ 3.1294 
1 
1 
~126.18 ~8.66'*1 1 ~Bt.95114 
1 
~8.4821 
1 1 
1 
1 l 
1 1,845.5 : 4.3157 1 678.5 i 3.1711 1 
1 ie-6 1 ~8.8226 
1 
1 
~263.4827 ~189.48ll ~1.4289 1 
1e-5 746.5 3.8478 567.8 2. 7687 
~183.7348 ~8.9585 ~68.9948 
1 
~8 '7245 
CUADRO 4 • l 1 Longitud, peso 0011ero de brotes por explante, porcentaje de mreuiuencia 
1 E 
y de explantes brotados en ye11c1s de S. tuberosu~ cultivadas in uitro ~plean 
do .Mio 11311 en preseocia de SA (fase ll por 3S dias y subcultiuadas sin SA 
a diferentes .Mios (fase IIJ por 3S dias. Los datos son el pmiedio de S re 
peticiones por trawiento. 
D CCf!TllOL SIN SA SA 18"6 R SA 18"
5 
" 
1 
X t.o X 
X t.o Y. 
X t.o r. 
o XPeso X Long Exp, X Peso X Long Exp, X Peso X Long Exp, 
lts hs hs 
s (119) (1:11) Sob 
... .... 
(119) (cal Sob --· ll'o- (119) (1:11) Sob --- BN· 
Exp la- Exp la· Exp la· 
dos dos dos 
l 732.8 714. 
111 -
891.7 9.52 
1811 -
675.l 6.22 
111 -
~8.mi 
-
~476.81 ~3.6718 
-
'.411.94 '.2.6789 
-
~225.45 
2 1,423.3 18.3 68 3 33.3 
1,113.4 18.92 
111 -
7U 8.52 111 6 2S -
~693.69 ~2.3334 ~:Ri.45 ~l.4716 ~fJl.72 ~2.1823 
3 1,263.4 9.28 111 - 877.7 8.3 
111 
675.6 7.2 111 -
~242.84 ~3.8281 
-
~193.68 ~87257 
- -
~321.18 ~3.284 
-
4 1,287.8 6.86 68 1,184.1 18.3 
1811 2.6 68 
1,218 7.9 111 4 58 - -
~581.28 ~1.1624 ~667 .31 ~3.3453 ~419.25 ~3.6615 
5 1,1183.5 8.86 
68 
1119 .7 4.57 
111 2 25 
1152.4 8.3 111 3 58 
~1.7333 
- -
'.787 '71 ~3.725 ~373.43 '.411.27 ~3.4893 
6 667 .8 6 78t2 7 .35 88 617 7.76 68 
'.1.1547 
68 - -
~311.62 
2 58 
'.372.19 
- -
~336.28 ~2.4255 ~Z.&í67 
7 Bl!.3 6 
2 33.3 
1,117.9 9.15 611.3 5.16 68 
~275.98 '.0.5833 
68 
~458.37 ~2.7878 
111 2 68 
~98.8.4 
- -
~1.3132 
1,248 6.54 
1811 8 28 
1,1111.6 7.82 
1811 -
793.5 4.93 
8 ~9!i1.31 ~3.4419 ~477.89 '.l.6828 
-
~487.93 ~2.3993 1811 5 28 
66 
cu ADRO 4 .12 Longitud, peso OOllel'll de brotes por explante, porcentaje de sobrevhencia 
y de explantes broWos en ye.as de S. tubel'OSWI cultivadas in vitro e.plean 
" E 
do lledio PG en presencia de SA !Fase ll '{!01' 3S füs y subcultiuadas sin SA a 
diferentes lledios !Fase lll por 35 dias. Los datos son el pl'llledio de 5 repe 
ticiones por tratuiento. 
PG 
D Control sin SA SA 1a-' " SA ta-5 " 
1 
Y. ti X ~ ti X ~ ti X 
o XPeso X Long Exp, X Peso X Long Exp. X Peso X Long Exp, 
tts tts tts 
s !11gl (1:11) Sob --- lira- !11gl (1:11) Sob ·-- lll'o- !11gl (1:11) Sob --- llra-
Exp tl- Exp ll- Exp t¡-
das das dos 
1 1,111.2 7.6 
1811 3 ?JI 
'lfi6.3 8.48 
1811 -
652.5 7 .12 111 - -1 ~3.6632 ~icJl.26 ~4.6178 
-
!6!i!i.23 ~782.78 ~6.4B 
z T.11.8 9.1 111 915 13.63 611 4 66.6 
441.5 7.3 1811 -
~1.5283 
- -
!273.92 ~222.65 ~2.921111 
-
~278.43 ~2.IPJI'/ 
3 1,487.5 12 
1811 -
1,277.6 11.82 
1811 2 ?JI 
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67 
Experimento 7 
Efecto de SA en el desarrollo de yemas axilares empleando diferentes 
balances hormonales 2 
68 
FASE 11 Los promedios de peso y longitud del tallo disminuyeron conforme 
aumentó la concentración del salicilato en los medios 4 y 5 del MSm. La 
sobrevivencia no pareció afectarse en presencia del compuesto en ambos medios 
{Cuadro 4.13). En ei medio 4 se observó que mientras el número de brotes por 
explantes disminuyó en los tratamientos con SA, el porcentaje de explantes brotados 
tuvo un efecto de dosis-respuesta incrementándose conforme se aumentó la 
concentración. 
El número de brotes por explante tendió a disminuirse al aumentar la 
concentración, en el medio MSm 5. El porcentaje de explantes brotados aumentó con 
el tratamiento 10-5M (Cuadro 4.13). 
En el experimento del medio PG 4 se observó aumento en los porcentajes de 
peso y longitud del tallo en la concentración de 10-6M con respecto al tratamiento sin 
ASA; el porcentaje de sobrevivencia tuvo una respuesta al salicilato de manera 
diferente, en la concentración más alta se redujo, mientras que en 10-6M presentó un 
porcentaje del 100 porciento superando al testigo. El número de explantes brotados 
no pareció tener diferencia entre los tratamientos de este medio (PG 4). 
En el tratamiento de 10-6M (PG 4), el porcentaje de explantes brotados fue mayor 
que el testigo y el de 1 o-5M estas dos últimas concentraciones mostraron porcentajes 
semejantes (Cuadro 4.13). 
El peso fresco por explante en el tratamiento de SA ~o-6M del medio PG 7 se 
incrementó, en tanto que la longitud del tallo se disminuyó en comparación con el 
testigo. En ésta concentración se observó tendencia de aumento en los datos de 
69 
CUADRO 4 .13 Longitud, peso Cresco , ~de brotes por expmts, ?Jrtenta,ie de sobreuiveocia y Ge 
explantes brotados en l)ellaS de SolaTllll tuberosu. cultivadas in vitro en lledios !Isa y~ en 
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70 
sobrevivencia, número de brotes por explantes y porcentaje de explantes botados en 
comparación con ei tratamiento sin el salicilato. La concentración SA 10-5M en e: 
porcentaje de explantes brotados se mantuvo intermedio con respecto a los otros 
dos tratamientos. 
Experimento a.o 
Efecto de ASA en el desarrollo in vitro de plantas con alteraciones morfológicas 
(PAM} 
a} Descripción morfológica y anatómica (microscopia fotónica y electrónica 
de rastreo) de las PAM. 
Las plantas que se incubaron en los frascos con tapa de plástico (TP) y tapa de 
metal (TM) y que presentaron la morfología de una planta normal, sin alteraciones en 
su desarrollo; se les llamó normales (bajo condiciones in vitro) o tipicas. Las plantas 
cultivadas en frascos con tapa de meta! (TM) que se obseNaron de aspecto 
senecente. hojas reducidas y tallos gruesos y cortos, se les llamó PAM, atípicas o 
con alteraciones en su desarrolio, 
Todas las plantas que se cultivaron en TP fueron 100% normales, sin importar su 
procedencia, (de tapa de plástico o metal). 
En el tratamiento de plantas normales en TM sembradas al mismo tipo de tapa los 
clones 760065 y 771836 fueron los que más se afectaron, presentando porcentajes 
de 86 y 64 de PAM respectivamente (Figura 7). 
Las plantas normales procedentes de tapa de plástico y sembradas a TM no 
presentaron grandes porcentajes de plantas con alteraciones en su desarrollo, los 
clones más afectados fueron el 760065. que presentó un 40% de PAM y el 375333.1, 
que presentó el 46% de PAM . El 771836 sólo el 14% (Figura?). 
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FIGURA 7.0 Efecto de plantas con alteraciones morfológicas (PAM) después de 30 
días de cultivo in vitro de cinco genotipos de S. tuberosum. Se 
emplearon plantas normales procedentes de tapa de metal (TM) y tapa 
de plástico (TP), subcultivadas a frascos con TM. Los resultados son el 
promedio de 100 plantas. 
  
  
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En las PAM procedentes de TM y subcultivadas a TM, los clones tendieron a 
responder de manera semejante entre si al efecto de la tapa. Sólo el clon 375333.1 
presentó el 24% de PAM, los demás clones el 42"A> (Figura 8). 
El área de las hojas se vio disminuído en las PAM en comparación con las típicas 
(Figura 9.1, 9.2 y 9.3). Tanto en plantas normales como atípicas no se observó un 
patrón de distribución del tamaño de las hojas a lo largo de la planta. 
Los tallo de las PAM se observaron con engrosamientos irregulares; en forma 
diferencial de acuerdo al clon (Figura 10.1, 10.2 y 10.3}. Los talios de los clones 
375333.1 y 720051 de las PAM se presentaron engrosados irregularmente de la base 
al ápice de la planta El resto de los clones presentaron tallos más engrosados que 
las plantas normales. El clan 575042 fue el que presentó los tallos más engrosados 
alcanzando 0.8mm más de diferencia que las plantas normales. 
La longitud de las PAM en todos los clones se vio reducida sin importar el 
genotipo. El clan más afectado fue el 771836 en donde las PAM presentaron una 
gran diferencia de tamaño con respecto a las normales {de 3.4 cm en PAM a 11.0cm 
de longitud en las normales) (Figura 11). 
Otras características observadas de manera general en las PM fueron la formación 
de callo, inhibición de la formación de raíz en algunas plantas y si estaba presente se 
encontró reducida de tamaño, tuberización, tallos ramificados, entrenudos cortos, 
ápices engrosados en forma de gancho, caída de hojas, hojas sin pecíolo, ruptura de 
dominancia apical. Las PAM en general se observaron cloróticas. 
Resultados de microscopia fotónica y electrónica de rastreo 
Las hojas de plantas normales (Figura 12) son trifoliadas y simples. Las trifoliadas 
tienen un folíolo central (7-11mmL y 5-10mmA) grande y dos laterales (3-2mmL y 
2-1mmA), con una lámina (7-11mmL y 5-10mmA). En las plantas anormales se 
detectó una tendencia hacia la disminución de tamaño y número de hojas. A medida 
que la lámina se redujo, el pecíolo también. 
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FIGURA 9.1 Area de hojas de plantas con alteraciones morfólogicas (PAM) y plantas 
sin dichas alteraciones (típicas) después de 30 días de cultivo in vitro 
de cinco genotipos de S. tuberosum. Los resultados son el promedio 
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NUDOS A LO LARGO DEL TALLO NUDOS A LO LARGO DEL TALLO 
FIGURA 9.2 Area de hojas de plantas con alteraciones morfólogicas (PAM) y plantas 
sin dichas alteraciones (típicas) después de 30 días de cultivo ¡in vitro 
de cinco genotipos de S. tuberosurn. Los resultados son el promedio 
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NUDOS A LO LARGO DEL TALLO 
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FIGURA 9 .. 3 Area de hojas de plantas con alteraciones mortólogicas (PAM) y plantas 
sin dichas alteraciones (típicas) después de 30 días de cultivo in vítro 
de cinco genotipos de S. tuberosum. Los resulta.dos son el promedio 
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INTERNUDOS A LO LARGO DEL TALLO 
FIGURA 10.1 Diámetro de tallos de plantas con alteraciones morfológicas (PAM) y 
sin sichas alteraciones (típicas) después de 30 dias de cultivo in vitro 
de cinco genotipos de S. tuberosum. Los resultados son el promedio 
de 10 plantas. 
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INTERNUDOS A LO LARGO DEL TALLO INTERNUDOS A LO LARGO DEL TALLO 
FIGURA 10.2 Diámetro de tallos de plantas con alteraciones morfológicas (PAM) y 
sin sichas alteraciones (típicas) después de 30 dias de cultivo in vítro 
de cinco genotipos de S. tuberosum. Los resultados son el promedio 
de 1 O plantas. 
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INTERNUDOS A LO LARGO DEL TALLO 
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FIGURA 10.3 Diámetro de tallos de plantas con alteraciones morfológicas (PAM) y 
sin sichas alteraciones (típicas) después de 30 dias de cultivo in vitro 
de cinco genotipos de S. tuberosum. Los resultados son el promedio 
de 10 plantas. 
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FIGURA 11 Longitud de plantas con alteraciones morfológicas (PAM) y sin dichas 
alteraciones (típicas) después de 30 días de cultivo m vitro de cinco 
genotipos de S. tuberosum. Los resultados son el promedio de 1 O 
plantas por condición. 
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Lista de Figuras 
Figura 12 Corte transversal de hoja normaL E= estoma, Ce= clorénqu1ma en 
empahzada, Ps =parénquima esponjoso. Barra= 1 ~m, 
Figura 13 Corte transversal de hoja anormal menor de 2mm de largo. E= estoma, 
M = mesófilo, Ne= nervadura central. Las flechas indican depósito de taninos 
y necrosis. Barra= 1 OO)(m. 
Figura 14 Tricomas glandulares (Tg) y tricomas no glandulares (Tn) de hojas de 
planta normal, E= estoma, N =nervadura. Note la diferencia en tamaños, 
Barra= 20)1m. 
) 
u :z 
82 
83 
En hojas de PAM menores de 2mm se observó: 
- Ausencia del peciolo (sentadas). 
- En la epidermis se presentó hipertrofia (alargamiento anormal) de algunas 
células; acumulación de taninos; estomas muy abiertos. ésta anormalidad se 
cotejó con Microscopia electrónica de barrido (MEB) (Figura 13 y 16). Con 
MEB se observaron dos tipos de tricomas: glandulares y no glandulares. 
Los primeros son de dos tipos. sencillo y tetralobulares que fueron siempre 
más pequeños (de 3 a 5 veces más pequeños} (Figura 14/. Esta técnica nos 
permitió cuantificar ia densidad de tricomas (No. de tricomas por mm2) en e: 
haz y en el enves de la hoja de PAM (Cuadro 4.14j. Se observó reducción de la 
densidad tanto en los tricomas glandulares como los no glandulares en plantas 
atípicas sin importar el genotipo. 
- En mesófilo no hubo diferenciación del parénquima en empalizada, en PAM. 
La hoja de planta típica (Figura 12) presentó un estrato de empalizada mientras 
que la que creció en tapa de metal no. (Figura 13). Algunas céiulas del mesófilo 
fueron de forma aproximadamente isodeamétrica, mientras que otra son de forma 
irregular. Tanto las hojas de PAM y normales presentaron de 4 a 5 estratos de células 
del mesófilo. Con Microscopía Electrónica de Barrido (MEB) se pudo observar la 
existencia de células hipertrofiadas (agrandadas) del mesófilo que emergía a través 
de los estomas. obstruyéndolos (Figura 15). Estas estructuras adoptaron formas 
globulares (Figura 17). En los cortes transversales de hoja se confirmó que se trataba 
de células del mesófilo agrandadas (Figura 18) saliendo por el estoma. También hubo 
acumulación de taninos y necrosis (Figura 13) 
- Tejido vascular. Hubo reducción de los haces vasculares (Figuras 13 y 18). 
En tallos de PAM se observó: 
84 
Lista de Figuras 
Figura 15 Haz de hoja anormal vista con MEB. Ca= célula oclusivas. Las estrellas 
muestran estructurasa globulares emergiendo por los estomas. Barra= H~~m 
Figura 16 Envez de hoja anormal vista con el Microscopio Electrónico de Barrido 
(MEB). Nótese estomas abiertos con células oclusivas hinchadas. Barra= 29-Min 
Figura 17 Célula hipertrofiada del mesófilo emergido por el estoma en forma globular. 
Barra 20}1111 
/ 
Figura 18 Corte transversal de hoja anormal menor de 2mm de largo. E =estoma 
Ch= célula hipertrofiada del mesófilo saliendo por el estoma Barra= 70){m. 
 
85 
86 
CUADRO 4 ·1 4 Densidad de tricOMs en el haz y en el enve: de hojas con alteraciones en su. 
110rfologia (PAi'!) y sin dichas alteraciones (tipiCds ) despues de 38 dias de -
cultive in vitro de circo geootipos de &Jlaooi1 tuberosu• . 
----
z 
CLONES TRICOMi'.lS/MM 
HAZ EN V EZ 
·-
HO. SUB NO. SUP 
GIAH» GIAMl1 !OTAL 
GIAH» TOTAL GiAPID 
1 
TOTAL 
S7S042 
TlPlCAS 
18 18 i l1 45 
8 5 ¡ 5 p AH 1 
375333.1 
-+ 
TIPICAS 
2!! 32 3':l 25 ó4 96 
p A" 
8 
7ó0065 
TIPICAS 
11 18 21 32 
p A " 
13 19 
42 19 ' 61 SI 61 112 173 
! 1 P 1 C A S 
p A " 
12 13 17 29 
87 
- Engrosamiento irregular. Estos cambios de grosor se debieron a que las 
cé1ulas de la corteza fueron grandes en tallo grueso y pequeñas en talic 
delgado, pero sin modificarse el número. Observese la diferencia del tamar10 
de éstas células en las figuras 19 y 20 tomadas bajo el mismo aumento. 
- En la epidermis también se observaron células hipertrofiadas que no adoptaron 
la forma globular como en hojas sino formas irregulares. 
- Se detectó necrosis en la epidermis externa, corteza. médula y cilindre 
vascular 
- Al igual que en las hojas se redujo la pubescencia en tallos (Figura 21 y 22! 
Los tricomas de éstos tallos tendieron a inclinarse en dirección a! ápice 
(acropétalo). 
- Los ápices se egrasaron y presentaron el fenómeno de epinastía La mayoría. 
de los ápices se observaron necrosados. 
b) Efecto de ASA, Perclorato de Mercurio y Ethrel en el desarrollo de PAM 
ASA 
Clan 575042 
- Subcultivo de PAM en micropropagación a ASA 
El porcentaje de sobrevivencia se redujo en plantas cultivadas en presencia del 
salicilato tanto en tapa de plástico como en la de metal con respecto a sus testigos, 
siendo las plantas más afectadas las sembradas en tapa de plástico (Cuadro 4. 15). 
En las plantas cultivadas en TM en presencia y ausencia del compuesto se observó la 
formación de PAM, presentandose porcentajes de PAM más altos en medio con ASA 
(Cuadro 4.15). 
88 
Lista de Figuras 
Figura 19 Corte transversal de tallo normal. C =corteza, M =médula, Hv =haces 
vasculares. Barra= 1 OC)}tn. 
Figura 20 Corte transversal de tallo anormal al mismo aumento que la figura 8. 
Nótese la hipertrofia de las células de la corteza (C). Tv =tejido vascular. 
Barra=10~m. 
Figura 21 Tallo de planta anormal MEB. Tn=Tricoma no glandular y Tg=Tricoma 
glandular. Nótese la disminución de tricomas con respecto a la figura 
anterior. Barra= 209'1m. 
Figura 22 Tallo de planta normal MEB. Tn = Tricoma no glandular y Tg = Tricoma 
glandular.Barra= 109Am 
 89 
cu ADRO 4 • 1 s Porcentaje de sobreuiueocia, de plantas norMles con alteraciones Mrfologi -
cas {Pi ~) y sin dichas alteraciones (típicas) ; peso fresco y longitud de 
tallos de SolalWI tuberust11 procedentes del Barco de Ger.oplasaa in uitro de 
lledio con y sin ~ subcultivadas en preseocia y auseocia del sol ici lato en 
frascos con !!19 TP por ll días . Clan ll84%.6 . 
PROCEDENCIA: MEDIO CON ASA 
TAPA METAL TAPA PLASTICO 
&ibcul TN IY. Sohreuiye~ci¡ ~Peso ~LONG Tralr.sob!'fuiuen 
ta- : T1pms Iipim Iipicu ta 1 Iipicu 
tiuo ;!en Total m <1tt> ptM <e•> PAM ~!tntlt m 
1 1 I SI~ 2 
: 1 
Cilloc ÍZ4.3 
lll'otes • 
lllt!. ·3 .2823 
8 
185.85 
ll .76 '.63.27'3 
59 .95 
69 .24 ~ 33 .31S? 
1.34 
• ·U8U 
1.5 
• ·3 .5823 
4. 76 
' -2.8851 
3 !& 
4 'Jt1. 
PROCEDENCIA: MEDIO SIN ASA 
¡1i4.44 
1111'!. :'.34.7346 
8 8 
86.11 
1111'1. '.42 .1741 
li .85 
1-1.8512 
6.31 
+ 
·2.1176 
7 '/S'l. 
8 llt!. 
(1.4 3.4 
188'!. • • -28.(188 -1.91124 
8 8 
65.24 
1111'1. '.zum 
1 8 8 
1 ¡122.25 
¡ 111t1. ¡'.4'1.11945 
8 1 8 
167. 78 
1111'1. '.sum 
]6.98 
i+ 
1-1.4445 
8.14 • -1.i481 
i 
90 
91 
Clan 380496.6 
-- Plantas procedentes del medie C mod1f1cado con ASA. 
En las plantas del tratamiento 1 se observó formación de brotes a partir de cailo, 
el porcentaje de sobrevivencia disminuyó (un 15%) con respecto a las plantas del 
tratamiento 2, en donde se observó un porcenta¡e de 69.24% de PAM y disminución 
del peso y longitud de éstas plantas con respecto a las que no presentaron cambios 
en su morfología del mismo tratamiento (Cuadro 4.16). En ias plantas del tratamiento 
3 no se observó la formación de PAM, el porcentaje de sobrevivencia, el peso f la 
longitud se vieron reducidos con respecto a su testigo (Tratamiento 4), en donde 
tampoco hubo formación de PAM (Cuadro 4.16). 
- Plantas procedentes de medio C completo. 
En las plantas del tratamiento 5 se observó disminución del porcentaje de 
sobrevivencia con respecto a las del tratamiento 6, no así para el peso y la longitud 
de tallos, que se aumentaron en presencia del compuesto (Tratamiento 5). 
El porcentaje de sobrevivencia, peso y longitud de las plantas del tratamiento 8 
fueron mayores que los del tratamiento 7. En los tratamientos del 5 al 8 no hubo 
formación de PAM. (Cuadro 4.16) 
Clan 720133 
- Plantas procedentes de medio C modificado con ASA. 
La sobrevivencia de las plantas del tratamiento 1 se incrementó (el doble) y el 
peso y longitud disminuyeron con respecto a las plantas del tratamiento 2 (Cuadro 
4.17). En ambos tratamientos no hubo formación de PAM. En el tratamiento 3 se 
observó que el porcentaje de sobrevivencia, peso y longitud de los explantes 
tendieron a reducirse en comparación con las plantas cultivadas en ausencia del 
compuesto (Tratamiento 4). 
cu ADRO 4 .16 Portenta je de so breuive~ia , de plantas CDn alteraciones 11arlol og iC<s (Pfll'I) 
y sin dichas alteNc iones (tipícas) ; peso fresttJ y loD:iitud de plantas de 
Sola11111 tuberllSt» proce.lentes del Barco de fiel'llOplasaa in vitl'O de lle<iio 
arn y sin ASA subcu lt iUddas en preseoc ia y auseoc ia del sa lici lato er. 
fraSQlS COTI Tll y TP F ll dias. Clan 77.8133 . 
PROCEDE NCIA: MEDIO CON ASA 
TAPA METAL TAPA PLASTICO 
fS..CUJ Tw 1: x SolftYiY~i• X Ptso X Lol)g. Tri ¡ XSo~•i••n 
1 X Pf~o . X LQn9 , 
' •t•,:. ¡ Ttl•I T
1
.111us Tí pi cu TIPICU t•· 1 ' T1p1cu 1 hp1cu : T1p1cu 
1
. 
t <• -- MÍtn To 1--1 --¡ --
IW! tos ; ! NR (119) "" (CM) PAM tos l•I . "" 
1 
(119) "" (CM) "" 
1~ ·3 3.33 123 ,3. 27 
1811 ¡-1s.m1 l ~ m5a ¡ : 
1 
1!11'1. l ~ rn . 3859 ~2.3851 
\lSA ¡ ~ . 6 ! ! : 3 ¡Zb .ó • ! 
l
i i : ! - i • 1 
'97 .79 
HI! [ ~4ó .12aa 
IS/ASf!I 2 43.3 
: : 
PROCEDENCIA: 
33 .3 . i!i4 .o\4 
i . OOJ.O ¡111< l-34.734' 
! ASA : 
5 
ICIJWJn: 1 i 
11 ~ 1 i 
92.8 
m 
33 .3 '.su sll8 
i 
1 ¡ 
4.56 1 1248 
I+ 1 't 
i-2.5M ' ¡~ , i-72.SBllQ 
4 f ó6 .6¡ 
1 1 ! 
MEDIO SIN ASA 
14.36 1 i 126 11 
¡'.l.1994 1 ' ! IJ!t. 1
1
~46 . 1841 
1 1 7 jó6 .6¡ 
1 1 1 - -
4.3 
1'.2.1s21 
3.6 
1 
-1.99712 
1 . ¡'m 
1 " 
1 
1 1811 !·67 .1815 
8 1811 
1 : - i 
11 .26 
!'.1.5212 
:9 .96 
'+ 
1-2.4638 
: u 
•; 
-3 .1218 
CUADRO 4 .1 7 Porcentaje de sohreviuencia de plantas con alteraciones rrirfologicas !PMl 
y sin dichas alteraciones !tipicasl, peso rrero y longitud de plantas de s. 
tuberosun precedentes del Banco de Gerl!oplHaa in vitro de lletlio con 9 sin 
A&'! subcultivadas en presencia y auseii:ia del salicilato en rrascos con Tll 
y TP por 38 dias. Clan 7?.11125 
PROCEDENCIA: MEDIO CON ASA 
TAPA METAL TAPA PLASTICO 
Sub- Ira- Y. Sollrtvivrncia X Ptso X Long Y. Sohl'tvivrncia X Puo X Long 
cu!· ta- ti picas ti picas Ilpicas Tra Tipicas típicas Tip1cu 
tivo 11irn Total -- -- talk -- -- --
to PAM (119) PAM <c11l PAM aitn tal PAM (119) PAM (Cll) MI 
68.8 4.3 79.825 4.4 
75 + + 1811 + + 
-86.8111111 -1.5246 ·55.3'44 ·1.8421 
~ 1 66.6 3 83.3 
25 2 8.2 8 8 8 
'3.175 2.7 7.81 
1811 t + 1811 64.~29.11629 
t 
-18.6548 -1.7231 -1.1259 
SIASA z 66.6 4 1811 
e 8 a 8 8 8 
PROCEDEHC I A: MEDIO SIN ASA 
48.2 Z.1 222 .om 1.1 
1811 t + 1811 t t 
-58.6174 ·2.4585 -m.a491 -2.3894 
¡~ 5 83.3 1 1811 
¡ 1 - - - 8 8 8 
1 1 
1 144.4333 6.Z 219.6 9.8 
188 t • 1811 t • -166.87'93 -4.mZ -61.4485 -1.6338 
!~1 6 58 8 1811 
1 1 
1 1 - - - 1 8 8 B 
93 
94 
- Plantas procedentes de medio e completo. 
Las plantas del tratamiento 5 presentaron porcentajes de sobrevivencia menores 
con respecto a las del tratamiento 6; se observó formación de brotes a partir de 
callos. En el tratamiento 6 se observó un 33.3% de PAM; estas plantas presentaron 
promedios de peso más altos y longitud de tallos menores con respecto a las plantas 
que no presentaron alteraciones en su desarrollo del mismo tratamiento (Cuadro 
4.17). 
Los promedios de peso y longitud de las plantas del tratamiento 7 fueron menores 
a los de las plantas del tratamiento 8, en donde el porcentaje de sobrevivencia fue 
mayor. 
En este don sólo en el tratamiento 6 se observó formación de PAM. 
Clon 720025. 
- Plantas procedentes de medio C modificado con ASA 
En las plantas del tratamiento 1 se observó un 25% de PAM con promedios de 
peso y longitud menores que las que no presentaron alteraciones morfológicas. 
Estas últimas tendieron a aumentar sus promedios de peso y longitud de tallos con 
respecto a su testigo (Tratamiento 2). La sobrevivencia de los tratamientos 1 y 2 fue 
igual. En el tratamiento 3 el peso fue mayor con respecto al tratamiento 4 (Cuadro 
4.18). 
- Plantas procedentes de medio e completo 
En el tratamiento 5 se observaron plantas con promedios de sobrevivencia altos, 
peso y longitud menores con respecto a su testigo (Tratamiento 6). 
En los llatamlentos 7 y 8 la respuesta de las plantas fue similar sin cambios 
drásticos entre los dos lratamientos (Cuadro 4.18). 
cu A D:RO 4 .1 B Porcentaje de sobreuivencia de plantas con alteraciones 110rfol0tJicas IPMl 
y sin dichas alteraciones (típicas) peso fresco y longitud de plantas de 
Solalllll tuberosU11 cultiuadas en presencia y ausencia de ASA en frascos con 
TI! y PI! por ll 4ias. Clon 575842. 
TAPA METAL TAPA PLASTICO 
X Sobrevivencia X hso XLOHG Y. Sobrevivmial X Puo X Long 1 Proct- TipiCi.5 tipim !!picas típicas¡ Tipieas Ti picas 
dencia total -- -- Tohl --, --
PA" (119) PAM (CM) PAK P~M ' <111> PAH (CM) PAM 
153.6 2.175 ,2.34 2.936 
42.8 t + !.!! + + 
-56.lllKIS -1.3387 -54.9861 -e.6354 
ASA 
1 
56:i. ll 
57.2 138.5 2.18 8 8 8 + + 
-'6.1794 -1.8131 
717.3 1~·8333 511.6 3.785 
'IS + 188 + + 
-348.1329 -1.2457 -312.1m -8.8163 
SltlSA 72 B2 
581 .. 3 4.5775 
25 + + 8 e 8 -267.72 -2.1871 
95 
96 
Perclorato de Mercurio y Ethrel 
En las plantas del tratamiento con Ethrel no se observó la formación de PAM. El 
promedio de sobrevivencia y longitud de las plantas de este tratamiento fueron 
ligeramente menores que los del testigo (Cuadro 4.19). 
En las plantas del tratamiento con Perclorato de Mercurio no hubo formación de 
PAM, no así en el testigo, en donde hubo un 50% de dichas plantas. La 
sobrevivencia, peso fresco y longitud del tallo de las plantas cultivadas en presencia 
del compuesto fueron mayores con respecto a su testigo (Cuadro 4.19). 
Experimento 9 
Rendimiento de plantas en Invernadero previamente cultivadas in vítro en 
presencia de ASA 
Los resultados son el promedio de dos repeticiones 
No se encontró un patrón de respuesta definido en la sobrevivencia, peso y 
número de tubérculos en las 3 fases en los medios probados para ambas 
concentraciones de ASA (Cuadro 4.20) 
Por lo que no parece haber un efecto importante en el rendimiento de tubérculos 
de plantas que han sido tratadas con ASA. 
Experimento 1 O 
Brotacl6n de tubérculos de plantas de S. tuberosum previamente cultivadas in 
vítro en presencia de ASA 
En el cuadro 4.21 se observa que el porcentaje de tubérculos brotados aumentó 
notoriamente en los tratamientos de ASA 10~ y 10-5M con respecto al testigo en el 
medio MSm, en las plantas procedentes del cultivo directo en el compuesto (FASE 1). 
cu ADRO 4 .19 Porcentaje de sobreuiuencia, de plantas con alteraciones llOl'fologicas (J'MJ y sin 
dichas alteraciones füpicasl; peso fresco y lolljitud de plantas de Sola11111 tubel'OSUll 
1 
Tnta-
•itnlo 
: 
1 
1 
IPerclorato 
1 
de 
l'ercurio 
T 
cultivadas en presencia y ausencia de Perclorato de E'CUl'io y Ethrel en frascos con 
tapas de 11etal y plastico por ll dias. 
TAPA METAL TAPA PLASTICO 
x SobrHivtncia. X Ptso X Long X Sobrtvivencia. X Peso X Lont 
!tplcilS IipicilS Ti pi cu Tnta.· TipicilS Ti pi cu Iip1cu 
Total 1--m •itnto Tota.l --
(Mg) PA" <e•> "" "" (Mg) PAN (CM) PAN 
58.5 4.1165 57.6 4.2 
188'~ 
+ + 
~ 
+ + 
-14.114' -8.5171 Ethrel -16.3285 -8.5928 
6lt.< ~ 
e a e e e 8 
38.5 3.15 52.4 5.12 
511 + + lit< + + 
-11.11957 -1.5221 -15.1176 -1.5116 
~ T 1~ 
49.6 2.16 
511 + + e 8 8 -15,8592 -1.3312 
97 
98 
cu ADRO 4 • 2 lil Peso y 1111ero de tuberailos de S. tuberost111 obtenidos en invernadero y porcentaje de 
IA 
s 
Al 
1 
( a 
1 
1e-' 
1 
1 
llSll 
sobreviuercia de plantas previa.ente e11ltivadas in vitro en preseocia de ASA por 35 dias 
FAS E 1 l; subcultlvadas en lledio sin ASA por 35 días ( FAS E Z l; subcultivadas en 
lledio sin ASA por otros 35 días ( F A S E 3 l, Cada generacion se culti110 en invernadero por 
95 dias. 
FAS E 1 FAS E 2 FAS E 3 
' 1 
PG llSll 
1 
PG llSll PG 
- J_ 1 X r- I_ l ~ ·- J-
x Peso'x b 1 tx Peso\x b ' · 1x Peso¡x b 
l. 
xPeso xb 
l. 
x Peso xb 
l. 
x Peso xb 
l. 
(11gl Sob. 1 (11g) Sob. !11gl , Sob. (11g) Sob. (11g) Sob. (11g) Sob. 
Jl.11i5 4.15 :47 5 13.785 3.li 
55 
34.89 8.65 
68 
28.41 
8.315 5Z.3 
15.715 6.175 
5Z.5 
14.375 8.15 
&2.5 
~2.776 ~2.32 ¡ . ~1,53 ~8.59 ~5,&í3 ~Z.87 ~3,513 ~Z,648 ~Z.78 ~2,641 ~1,76 
1 ' 
1 i 
29.725 4.13 
1 3.'lli 39.95 7.46 Jl.66 
7 
23.~ 8.li 14.8'/S 6.3 65 112,785 35 47.5 1,295 57.5 55 55 
~1,1154 ~8.42 ~3,JIB ~1,22 ~3755 ~1.63 ~3 . ~ ~1,IBI ~3.35 ~3,124 ~2.ll 
27 .11 16 7l J18'"sl:t.li 5.58 147 5 18.68 3.41 72 5 32.75 8.84 
68 37.5 
28.455 8.755 
65 
9.62 7.55 
47.5 
1 !~1,834 ~8.41 1 . !~1,481 ~8.JI . ~322711~1,26 ~3,li91 1.82 ~1,875 ~Z.31 ~3,310 ~3.18 
i 1 
cu ADRO 4 • 2 1 Porcentaje de tuberculos "brotados de Sola11111 tuberosua 
FMIS 
T 
aroc111 
1 4.37 
2 45.8 
3 ll.2 
obtenidos en invernadero de plantas previuente 
cultiuadas in uitro en presencia de ~ por 35 dias 
( F A S E 1 l; subcultiuadas en lledio sin ~ por 35 
füs ( FAS E 2 l; subcultiuadas en lledio sin~ por 
35 dias ( F A S E 3 l. CaAa generai¡ion se cultivo en 
invernadero por 95 dias. 
MSM PG 
ir' 18"5 T ir' 19·5 
aroc111 aroc111 aroc111 aTOCIIXI aTOCllXI 
58 56.611 29.89 Z3.87 12.~ 
58.19 58 28.46 ll.81 ll.81 
31.21 19.79 14.81 12.5 2.88 
99 
100 
En la segunda fase no se observaron cambios drástico en el porcentaje de 
tubérculos brotados entre los tratamientos y el testigo en el mismo medio. Para la 
fase 3, los porcentajes de tubérculos brotados disminuyeron en forma homogénea en 
comparación con la fase anterior; en la concentración 1 o-5M el porcentaje disminuyó 
en comparación con el testigo. 
En el medio PG (FASE 1) la respuesta a la brotación de los tubérculos fue contraria 
a la observada en el medio MSm; se obsei:vó un efecto de dosis-respuesta ya que al 
aumentar la concentración de ASA se disminuyó el porcentaje de brotacíón. En la 
siguiente fase este porcentaje tendió a aumentar en 10-6 y 10-5M con respecto al 
testigo y a la fase anterior. En la fase 3 se detectaron los porcentajes de brotación 
más bajos en comparación con las fases anteriores. En los tratamientos con ASA se 
disminuyeron los porcentajes de brotación en relación al testigo, en 10-sM la 
disminución fue muy drástica (Cuadro 4.21 ). 
101 
V. DISCUSION 
En el experimento 1.0 se observó que las plantas que procedían de ASA 
subcultivadas a medio sin ASA tendieron a presentar mayor peso y longitud. con 
respecto al testigo; esto fue similar a lo encontrado por López-Delgado y Carrillo (en 
prensa), quienes observaron que plantas de S. cardiophyllum previamente tratadas 
en ASA, presentaron una respuesta compensatoria al estres del salicilato ya que se 
observó formación de brotes y una mayor actividad de enzimas fosfatasas al 
subcultivarlas en ausencia de ASA que aquellas que no fueron previamente cultivadas 
en presencia del compuesto. 
Este experimento se realizó para inducir brotación, sin embargo como no se tuvo 
respuesta, en el experimento 2 se probaron 8 medios diferentes, con el fin de 
observar si se lograba el desarrollo de brotes a partir de células que hubieran sido 
determinadas en la F1 (Experimento 1) y que no se desarrollaron en la Fii. 
En el experimento 2.0 se buscó probar diferentes estímulos para lograr el 
desarrollo de los brotes. El razonamiento anterior se aplica para los tres salicilatos 
(Experimentos 2 al 7) y se apoya en lo que observaron Christianson y Warnick 
(1988). en donde ellos detectaron 2 eventos sensibles a la inducción por ASA, por lo 
que esto podría explicar que algunos medios favorecieron la brotación y otros no. 
Aunque se emplee el mismo salicilato quizá los reguladores interactuando con el 
salicilato determinen si el proceso es inductor o inhibidor de la brotación, como lo 
observaren Christianson y Warnick (1988), quienes proponen que existen dos etapas 
sensibles a la inhibición. Cabe destacar que la brotaclón en papa con salicilato ocurre 
cuando se eliminó el salicilato (López-Delgado et al., 1990, Mora, 1991 y Marin, 1992) 
en forma semejante a lo encontrado por Oksman (1991), quien regeneró brotes de 
pera después de que eliminó las auxinas del medio, aunque el mecanismo de acción 
pudiera ser diferente. 
102 
Christianson (1987), encontró cultivando explantes de hoja de C. arvensís que el 
tejido se determina en el segundo medio ausente de hormonas. Después de la 
determinación, !es tejidos sufren diferenciación morfológica y el consiguiente 
desarrollo. Lo anterior comparándolo en el presente trabajo, pudo ser similar a lo 
ocurrido durante la Fase 1, debió haber competencia y determinación en algunas 
células (blanco) en presencia del compuesto, y en la Fase 11 (ausente del compuesto) 
ocurrió la diferenciación y el consiguiente desarrollo. 
Attfield y Evans (1991), al transferir de un medio inductor a un medio sin 
reguladores, mencionan que la competencia inicia al segundo día y la determinación 
a los 4 días de subcultivo. Sería interesante en trabajos Muros, determinar esta 
información utilizando ASA y comparar dichos períodos de tiempo de cada una de 
éstas etapas. 
Los estudios de microscopía de luz revelaron que parte de nuestros brotes se 
originaron del camblum vascular y de células de la corteza de explantes de talle. En 
otros trabajos de obtención de brotes, éstos se obtienen a partir de un sólo tipo de 
células, por ejemplo, puede derivar de la epidermis (Wright et al., 1986), de médula o 
del xilema (Handro et al., 1973). 
Es interesante destacar que en los resultados histológicos, se encontró aumento 
en la cantidad de cuerpos de almidón, lo cual coincide por lo encontrado por Nickell 
(1991), quien menciona que ASA incrementa el contenido de almidón reduciendo el 
contenido de azúcares en plantas asperjadas con el compuesto mientras que en este 
trabajo el ASA se empleó In vltro. 
En base a los resultados en este trabajo y a !os obtenidos en otros trabajes en 
este laboratorio {López-Delgado, 1990, 1991; Mora, 1991 y Marín, 1992), podemos 
decir que !a interacción del salicilato con ei medio de cultivo para Ja inducción de 
brotación va a depender del genotipo en cuestión. 
103 
Los resultados obtenidos en el experimento 8 (a) empleando TM las alteraciones 
en el desarrollo y morfología de las plantas pueden estar relacionadas a la 
descripción oue hicieron Hussey y Stacey (1981), quienes propagaron plantas de 
papa in vitro en frascos con tapa de rosca de poliestireno; observaron plantas 
anormales bajo condiciones in vitro a las cuales les llamaron "morfología tipo etileno". 
En este trabajo se tomó como modelo de estudio frascos (gerber) con tapa metálica 
(TM), asumiendo que el tipo de empaque (poliestireno) de la tapa empleada, podría 
favorecer las alteraciones en el desarrollo de las plantas causando un cierre 
hermético impidiendo el intercambio de gases, contribuyendo así a la generación y 
acumulación de etileno. 
Sin embargo no sólo en este trabajo encontramos el mismo tipo de alteraciones 
morfológicas a las encontradas por Hussey y Stacey (1981), sino que los estudios de 
microscopia óptica y de barrido nos revelaron otros tipos de alteraciones no 
mencionadas por estos autores; entre las alteraciones más importantes encontradas 
podemos mencionar la presencia de estructuras globulares emergiendo por los 
estomas, las cuales se encontró que son células hipertrofiadas Qncremento anormal 
de tamaño) del mesófilo. Esta alteración no parece estar reportada en plantas de 
papa cultivadas in vitro; una alteración similar es la que menciona Apelbaum y Burg 
(1971), quienes cultivaron Pisum sativum en presencia de etileno; observaron que 
células epidémicas y corticales incrementaron su tamaño y adoptaron formas 
globulares. También observaron alargamiento anticlinal anormal de células 
epidémicas de tallos y raíces y ápices curvados (epinastía, los cuales también fueron 
observados en esta investigación). 
Al igual que éstos últimos autores, ;se encontró que las células del tallo y hojas 
aumentan de tamaño, pero ei número de células no cambia, ya que se observó que 
células de la certeza aumentaron de tamaf\o hasta tres veces con respecto a !as 
células de plantas típicas. 
Además de la hipertrofia en mesófilo y corteza otras alteraciones relevantes 
fueron: depósitos de taninos en los haces vasculares que después evolucionaron 
como necrosis tanto en hoja como en tallo, reducción de la densidad de tricomas 
104 
glandulares y no glandulares en hojas de PAM, sin importar el genotipo. Mientras que 
Hussey y Stacey (1981), no estudiaron la pubescencia en sus plantas, en éste trabajo 
se encontró una proporción invertida de tricornes glandulares y no glandulares en el 
haz y envez con respecto a la proporción que presentan hojas de PAM. 
Es importante conocer las condiciones de cultivo y frascos de cultivo durante la 
micropropagación, principalmente cuando esta se realiza a nivel masivo, ya que en 
ocasiones dichas condiciones se descuidan con el fin de bajar costos, como podría 
ser el empleo de las tapas metálicas de los frascos gerber; estos factores se deben 
tomar en cuenta principalmente cuando se va a trabajar con diferentes genotipos, ya 
que cada uno va a presentar diferentes respuestas a las condiciones de cultivo; lo 
anterior se comprobó ya que algunos genotipos fueron más suceptibles a sufrir 
alteraciones que otros, dichas alteraciones repercutieron en mermar el potencial de 
micropropagación y el peso de tubérculos de acuerdo al clan. 
El experimento 8 (b) ASA, se realizó con fundamento en que existen evidencias de 
que ASA puede inhibir la producción de etileno en plantas de Pyrus communls (Leslie 
y Romani, 1986, 1988), por lo que el compuesto se probó con el fin de observar si 
ASA podía ayudar en la recuperación de PAM de plantas provenientes de 
micropropagación y de Banco; en este último caso, trabajos previos realizados en 
este laboratorio han mostrado que existe una mejor recuperación al subcultivar en 
ASA a una mayor concentración que en la que se cultive previamente 
(López-Delgado, 1990, 1991), como es el material que estaba almacenado en Banco 
ín vitro en presencia de dicho salicilato. 
Es importante destacar que ASA puede ayudar en la recuperación d~ plantas con 
alteraciones en su desarrollo dependiendo del genotipo. 
En base a los resultados se oestaca que ASA puede ayudar en la recuperación de 
plantas con alteraciones en su desarrollo dependiendo del genotipo y la procedencia 
de ias plantas, esto es :si han sido previamente subcu!tivadas en ASA, ya que 
105 
dependiendo del genotipo se observaron tendencias a una mayor sobrevivencia, 
peso y longitud principalmente bajo condiciones de estres como es la tapa metálica 
(TM) y el mismo compuesto. 
El experimento B(b) Perclorato de Mercurio y Ethrel, se realizó con el fin de 
confirmar que las alteraciones observadas podían estar asociadas a la presencia de 
etileno. 
El Ethrel como un reactivo que genera etileno (La Rue y Gamborg, 1971, Chi et al. , 
1991) podría favorecer la morfología de etileno de Hussey y Stacey (1981), al emplear 
tapas de plástico y el perclorato de mercurio podíra evitar la presencia de esas 
alteraciones. Los resultados nos hacen pensar que este razonamiento fue correcto ya 
que no se obtuvieron plantas con alteraciones al emplear perclorato de mercurio a 
pesar de utilizar tapas metálicas, sin embargo el tratamiento con ethrel no produjo 
plantas con alteraciones en TP debido probablemente a que las tapas de los frascos 
no se sellaron, lo cual permitió la salida de los gases. Un Muro trabajo se podrían 
realizar los ·mismos experimentos midiendo gases por cromatografía cuando el 
objetivo del trabajo sea cuantificar el etileno. 
El experimento 9 se realizó con el fin de evaluar algún efecto en la producción de 
tubérculos a través de los subcultivos ya que en trabajos previos de este laboratorio 
(Jimenéz. 1992) se ha observado que dependiendo del genotipo, puede haber 
aumento en el número de tubérculos producidos en plantas previamente tratadas con 
algún salicilato. No se encontró un patrón de respuesta definido en el rendimiento a 
través de las 3 fases en el clon trabajado. Tanto el peso y número de tubérculos. 
como la sobrevivencia de plantas tendieron a mantenerse con respecto al testigo. 
Nuevamente el genotipo es determinante en la producción de tubérculos en plantas 
previamente tratadas con ASA. Cabe destacar que las plantas procedentes del medio 
MSm, presentaron un ciclo más corto tanto en el cultivo in vitro como en invernadero 
en comparación con PG. 
105 
dependiendo del genotipo se observaron tendencias a una mayor sobrevivencia, 
peso y longitud principalmente bajo condiciones de estres como es la tapa metálica 
(TM) y el mismo compuesto. 
El experimento 8(b) Perclorato de Mercurio y Ethrel, se realizó con el fin de 
confirmar que las alteraciones observadas podían estar asociadas a la presencia de 
etileno. 
El Ethrel como un reactivo que genera etileno (La Rue y Gamborg, 1971, Chi et al., 
1991) podría favorecer la morfología de etileno de Hussey y Stacey (1981), al emplear 
tapas de plástico y el perclorato de mercurio podíra evitar la presencia de esas 
alteraciones. Los resultados nos hacen pensar que este razonamiento fue correcto ya 
que no se obtuvieron plantas con alteraciones al emplear perclorato de mercurio a 
pesar de utilizar tapas metálicas, sin embargo el tratamiento con ethrel no produjo 
plantas con alteraciones en TP debido probablemente a que las tapas de los frascos 
no se sellaron, lo cual permitió la salida de los gases. Un futuro trabajo se podrían 
realizar los mismos experimentos midiendo gases por cromatografía cuando el 
objetivo del trabajo sea cuantificar el etileno. 
El experimento 9 se realizó con el fin de evaluar algún efecto en la producción de 
tubérculos a través de los subcultivos ya que en trabajos previos de este laboratorio 
(Jimenéz, 1992) se ha observado que dependiendo del genotipo, puede haber 
aumento en el número de tubérculos producidos en plantas previamente tratadas con 
algún salicilato. No se encontró un patrón de respuesta definido en el rendimiento a 
través de las 3 fases en el clon trabajado. Tanto el peso y número de tubérculos, 
como la sobrevivencia de plantas tendieron a mantenerse con respecto al testigo. 
Nuevamente el genotipo es determinante en la producción de tubérculos en plantas 
previamente tratadas con ASA. Cabe destacar que las plantas procedentes del medio 
MSm, presentaron un ciclo más corto tanto en el cultivo in vitro como en invernadero 
en comparación con PG. 
106 
Del experimento 1 O podernos decir que la brotación de los tubérculos dependerá 
de la interacción de tres factores: medio de cultivo, concentración de ASA y tiempo 
posterior al subcultivo sin ASA. En el medio MSm (Fase 1), se observó que ambas 
concentraciones de ASA favorecieron la brotación de un mayor número de 
tubérculos que el testigo, ya que los superó con aproximadamente un 45% de 
tubérculos brotados; en las Fases siguientes, dicha respuesta tendió a desaparecer 
gradualmente, lo que indica que el efecto de ASA se va perdiendo en cada fase que 
se subcultive sin el compuesto. En el caso del medio PG se observó tendencia a 
bajar el porcentaje de tubérculos brotados en las Fases 1 y 3, en la Fase 2 tendió a 
aumentarlo con respecto al testigo. Lo anterior destaca la importancia de los tres 
factores antes mencionados sobre la brotación de tubérculos. En un esquema de 
producción de semilla dependiendo de la demanda del tubérculo brotado, se podría 
programar las siembras en invernadero, o subcultivar in vítro empleando esta 
metodología, para clones cuya respuesta al salicilato se haya estudiado previamente. 
107 
VI CONCLUSIONES 
Con base en los resultados obtenidos, las conclusiones principales de este 
trabajo fueron: 
1 : Los salicilatos probados pueden favorecer o inhibir los procesos de 
organogénesis de brotes en papa dependiendo de el balance hormonal del 
medio de cultivo y el genotipo. 
2: El ASA puede ayudar dependiendo el genotipo y la procedencia de la planta, a 
revertir la "morfología tipo etileno", principalmente cuando el cultivo se realiza 
bajo condiciones de estres. 
3: No se encontró efecto en el número y peso de tubérculos de plantas 
previamente cultivadas in vitro en ASA, sin embargo por las tendencias 
observadas, !a brotación del tubérculo puede ser alterada, dependiendo dei 
genotipo, concentración de ASA y medio de cultivo en el cual las plantas 
estuvieron cultivadas previamente. 
108 
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