UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO POSGRADO EN CIENCIAS BIOLÓGICAS INSTITUTO DE BIOLOGIA SISTEMÁTICA ESTRUCTURA Y COMPOSICIÓN DE LOS BIOMINERALES EN EL TALLO DE LA TRIBU CACTEAE (CACTACEAE) TESIS QUE PARA OPTAR POR EL GRADO DE: MAESTRO EN CIENCIAS BIOLÓGICAS PRESENTA: ALEJANDRO DE LA ROSA TILAPA TUTORA PRINCIPAL DE TESIS: DRA. TERESA MARGARITA TERRAZAS SALGADO INSTITUTO DE BIOLOGÍA, UNAM COMITÉ TUTOR: DR. SALVADOR ARIAS MONTES JARDIN BÓTANICO, INSTITUTO DE BIOLOGIA, UNAM COMITÉ TUTOR: DR. ABEL MORENO CÁRCAMO INSTITUTO DE QUÍMICA, UNAM Ciudad Universitaria, CD. MX., 2020 UNAM – Dirección General de Bibliotecas Tesis Digitales Restricciones de uso DERECHOS RESERVADOS © PROHIBIDA SU REPRODUCCIÓN TOTAL O PARCIAL Todo el material contenido en esta tesis esta protegido por la Ley Federal del Derecho de Autor (LFDA) de los Estados Unidos Mexicanos (México). El uso de imágenes, fragmentos de videos, y demás material que sea objeto de protección de los derechos de autor, será exclusivamente para fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el respectivo titular de los Derechos de Autor. POD: ERAN AO a Po ERÁDOA PJENCIA e BIOLÓGICAS * COORDINACIÓN DEL POSGRADO EN CIENCIAS BIOLÓGICAS INSTITUTO DE BIOLOGIA OFICIO CPCB/583/2020 ASUNTO: Oficio de Jurado M. en C. Ivonne Ramírez Wence Directora General de Administración Escolar, UNAM Presente Me permito informar a usted que en la reunión del Subcomité por Campo de Conocimiento de Ecología, Manejo Integral de Ecosistemas, Biología Evolutiva y Sistemática del Posgrado en Ciencias Biológicas, celebrada el día 23 de marzo de 2020, se aprobó el siguiente jurado para el examen de grado de MAESTRO EN CIENCIAS BIOLÓGICAS en el campo de conocimiento de SISTEMÁTICA del alumno DE LA ROSA TILAPA ALEJANDRO con número de cuenta 411090621 con la tesis titulada “Estructura y composición de los biominerales en el tallo de la tribu Cacteae (Cactaceae)”, realizada bajo la dirección de la DRA. TERESA MARGARITA TERRAZAS SALGADO, quedando integrado de la siguiente manera: Presidente: DRA. SILVIA AGUILAR RODRÍGUEZ Vocal: DRA. MONSERRAT VÁZQUEZ SÁNCHEZ Secretario: DR. ABEL MORENO CÁRCAMO Suplente: DR. MARCELO RODRIGO PACE Suplente: DRA. ESTELA SANDOVAL ZAPOTITLA Sin otro particular, me es grato enviarle un cordial saludo. ATENTAMENTE a “POR MI RAZA HABLARA EL ESPIRITU” Cd. Universitaria, Cd. Mx., a 17 de septiembre de 2020 COORDINADOR DEL PROGRAMA COORDINACIÓN DR. ADOLFO GERARDO NAVARRO SIGÚENZA COORDINACIÓN DEL POSGRADO EN CIENCIAS BIOLOGICAS UNIDAD DE POSGRADO Edificio D, 1” Piso. Circuito de Posgrados, Ciudad Universitaria Alcaldia Coyoacán. C. P. 04510 CDMX Tel. (+5255)5623 7002 http://pcbiol posgrado.unam.mx/ i ii Agradecimientos institucionales: Al Posgrado en Ciencias Biológicas de la Universidad Nacional Autónoma de México por permitirme realizar mis estudios. Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACyT) por el apoyo No. 703332 y al pueblo de México por el apoyo otorgado para esta investigación. Al Programa de Apoyo a Proyectos de Investigación e Innovación Tecnológica de la Universidad Nacional Autónoma de México (PAPIIT-UNAM) No. IN205419, por el proyecto “Los biominerales en Cacteae: Forma, distribución y evolución” A la Dra. Teresa Terrazas por el apoyo y sugerencias para la mejoría del proyecto y el tiempo invertido en la revisión de la tesis. A los miembros del comité tutor el Dr. Salvador Arias Montes del jardín botánico del Instituto de Biología por todos sus comentarios y al Dr. Abel Moreno Cárcamo del Instituto de Química por sus comentarios y las sugerencias para mejorar este proyecto. iii Agradecimientos a título personal: A la Dra. Teresa Terrazas por toda su paciencia y dedicación y por motivarme al estudio anatómico de las cactáceas mexicanas. A los miembros de mi jurado, Dra. Silvia Aguilar, Dra. Monserrat Vázquez, Dr. Abel Moreno, Dr. Marcelo Pace y Dra. Estela Sandoval por las observaciones y comentarios para este manuscrito. A la Dra. Alicia Rojas por su amistad, apoyo y consejos en el laboratorio de Botánica estructural. Al M. en C. Manuel Aguilar Franco y al Dr. Samuel Tehuacanero Cuapa por su apoyo en el laboratorio central de microscopia del Instituto de Física de la Universidad Nacional Autónoma de México. A la M. en C. María Berenit Mendoza Garfias por el apoyo para el montaje de muestras para microscopía electrónica de barrido. Gracias a Andrea, Arantza, Eunice, Daniel, Marysol y Paty por su apoyo en el cubículo durante el desarrollo de este proyecto. A mi familia, en especial a mis padres Roque y Balvina por todos los consejos, apoyo, cariño y comprensión. A Arturo Ramírez y Roselia Martínez por el apoyo que me han brindado. A mis roomies Diana Martínez y Emilio Petrone por las muchas horas de convivencia. A Jocelyn Odette Martinez por todo el apoyo, consejos, por ayudarme a mejorar cada día y sobre todo por tu amor y cariño. iv Dedicatoria: A mis padres Roque De la Rosa y Balvina Tilapa A todos los hombres y mujeres trabajadoras de este gran país. v ÍNDICE RESUMEN ................................................................................................... 1 1. INTRODUCCIÓN ........................................................................................ 3 2. JUSTIFICACIÓN ......................................................................................... 4 3. OBJETIVOS ............................................................................................... 5 3.1 Objetivos particulares ......................................................................... 5 4. ANTECEDENTES ........................................................................................ 5 4.1 Biominerales en plantas ..................................................................... 5 4.2 Sílice amorfa (SiO2·nH2O) ..................................................................... 6 4.3 Función de la sílice en plantas ............................................................. 6 4.4 Calcio .................................................................................................. 7 4.5 Oxalato de calcio (CaC2O4) ................................................................... 7 4.6 Función de los oxalatos de calcio ........................................................ 8 4.7 Carbonato de calcio (CaCO3) ................................................................ 9 4.8 Funciones de los carbonatos de calcio ................................................. 9 4.9 Cactaceae y la tribu Cacteae ................................................................ 9 4.10 Registros de los biominerales en la tribu Cacteae .............................. 10 5. MATERIAL Y MÉTODO .............................................................................. 13 5.1 Revisión del material ........................................................................... 13 5.2 Medición y cuantificación de los biominerales ..................................... 13 5.3 Microscopia electrónica de barrido (MEB) y espectroscopia de energía dispersiva de rayos X (EDS) ...................................................................... 15 5.4 Reconstrucción de estados de carácter ancestrales para la tribu Cacteae .................................................................................................... 16 6. RESULTADOS ........................................................................................... 17 6.1 Hábito de los biominerales .................................................................. 17 vi 6.2 Distribución de los biominerales en los diferentes tejidos .................... 25 6.3 Tamaño y densidad de los biominerales .............................................. 26 6.4 Composición de los biominerales ........................................................ 29 6.5 Reconstrucción de estados de carácter ancestrales .............................. 33 7. DISCUSIÓN ............................................................................................... 44 7.1 Estados de hidratación del oxalato de calcio ........................................ 49 7.2 Biominerales por género ..................................................................... 49 7.3 Reconstrucción de estados de carácter ancestrales .............................. 58 7.4 Composición de los biominerales en Cacteae ....................................... 61 7.5 Función de los biominerales epidérmicos e hipodérmicos .................... 62 7.6 Función de los biominerales corticales y medulares ............................. 63 8. CONCLUSIONES ........................................................................................ 64 9. LITERATURA CITADA ................................................................................ 65 10. APÉNDICES Apéndice 1. Especies estudiadas de la tribu Cacteae ................................... 73 Apéndice 2. Hábito de los biominerales por géneros estudiados ................. 78 Apéndice 3. Mediciones de los biominerales por tejido estudiado ............... 79 Apéndice 4. Caracteres y estados de carácter ............................................. 80 vii Lista de cuadros y figuras: Cuadro 1. Resumen de los trabajos realizados en la tribu Cacteae ................. 12 Cuadro 2. Número y porcentajes de especies estudiadas por género en la tribu Cacteae ................................................................................................. 15 Cuadro 3. Valores de la media, cuantiles mínimos, máximos y coeficiente de variación para el tamaño de los biominerales en Cacteae ....... 27 Cuadro 4. Estado de hidratación de los biominerales ..................................... 48 Figura 1. Composición que muestra los tejidos estudiados en los tallos de la tribu Cacteae. ........................................................................................... 14 Figura 2. Agregados cristalinos......................................................................... 19 Figura 3. Areniscas ............................................................................................ 20 Figura 4. Cuerpos de sílice ................................................................................ 21 Figura 5. Drusas ................................................................................................ 22 Figura 6. Esferulitos .......................................................................................... 23 Figura 7. Prismas y agregados de prismas ....................................................... 24 Figura 8. Histograma que muestra la presencia de biominerales en cada tejido de los tallos de la tribu Cacteae .................................................... 26 Figura 9. Longitud de los biominerales en el tejido hipodérmico, cortical y medular del tallo ........................................................................................... 28 Figura 10. Densidad de los biominerales corticales y medulares del tallo por milímetro cuadrado ................................................................................... 29 Figura 11. Mapa de calor con el porcentaje de composición elemental de los biominerales del tejido hipodérmico por especie ................................. 31 Figura 12. Mapa de calor con el porcentaje de composición elemental del tejido cortical por especie .......................................................................... 32 Figura 13. Carácter 1 y 2, reconstrucción de estados de carácter ancestrales por parsimonia para biominerales cristalinos y amorfos sobre la filogenia de Cacteae............................................................................ 34 Figura 14. Carácter 3, reconstrucción de estados carácter ancestrales por parsimonia del hábito de los biominerales hipodérmicos ......................... 35 viii Figura 15. Carácter 4 y 5, reconstrucción de estados carácter ancestrales por parsimonia del tamaño de los biominerales cristalinos y amorfos, ambos del tejido hipodérmico .......................................................... 36 Figura 16. Carácter 6 y 7, reconstrucción de estados carácter ancestrales por parsimonia de magnesio en los biominerales y porcentaje de magnesio, ambos del tejido hipodérmico ................................ 37 Figura 17. Carácter 8 y 9, reconstrucción de estados carácter ancestrales por parsimonia aluminio en los biominerales y porcentaje de aluminio, ambos del tejido hipodérmico .................................................... 38 Figura 18. Carácter 10 y 11, reconstrucción de estados carácter ancestrales por parsimonia de potasio en los biominerales y del porcentaje de potasio, ambos del tejido hipodérmico .................................... 39 Figura 19. Carácter 12 y 13, reconstrucción de estados carácter ancestrales por parsimonia de silicio en los biominerales y del porcentaje de silicio, ambos del tejido hipodérmico ....................................... 40 Figura 20. Carácter 14 y 15, reconstrucción de estados carácter ancestrales por parsimonia de calcio en los biominerales y del porcentaje de calcio, ambos del tejido hipodérmico ....................................... 41 Figura 21. Carácter 16 y 17, reconstrucción de estados carácter ancestrales por parsimonia de biominerales corticales y del hábito de los biominerales corticales ............................................................................... 42 Figura 22. Carácter 18 y 19, reconstrucción de estados carácter ancestrales por parsimonia de biominerales medulares y del hábito de los biominerales medulares.. ........................................................................... 43 1 RESUMEN Los biominerales son estructuras minerales que se precipitan debido a la acción biológica y se encuentran en diversos organismos. En plantas se han registrado principalmente los oxalatos de calcio, la sílice amorfa y los carbonatos de calcio a los que se les han atribuido diferentes papeles ecológicos y funcionales. En la familia Cactaceae los biominerales han sido descritos en numerosos taxa. Considero que los biominerales tienen valor en la taxonomía, por esta razón el objetivo del trabajo fue caracterizar aquellos que se acumulan en las células de los diversos tejidos que conforman el tallo en miembros de la tribu Cacteae. Se estudiaron 28 géneros y 149 especies y subespecies de Cacteae con la finalidad de describir los biominerales en las distintas regiones del tallo a través de la microscopia de luz y polarizada. Además, la composición de los biominerales se analizó por medio de MEB a través de energía dispersiva de rayos X en 34 especies de Cacteae. Se realizó la reconstrucción de estados de carácter ancestrales con 19 caracteres definidos en este trabajo. Los resultados mostraron que un género y seis especies presentaron biominerales extracelulares, 16 géneros y 91 especies presentan biominerales intracelulares en la región hipodérmica, 28 géneros y 141 especies en la región cortical y 94 especies en la región medular. Se midieron los biominerales de 103 especies encontrando diferencias significativas en los biominerales hipodérmicos principalmente. En los tallos de Cacteae predominan los oxalatos de calcio. Las especies de Echinocactus y Ferocactus se distinguen por tener cuerpos de sílice en la hipodermis. Se identificaron otros elementos como el magnesio, manganeso, aluminio, potasio, hierro, titanio, cloro, sodio, níquel y estroncio. Las estructuras más comunes son los esferulitos y los prismas, seguido por los cuerpos de sílice, las drusas, los agregados cristalinos y menos frecuentes son las areniscas. En los linajes tempranamente divergentes de Cacteae las estructuras que se forman en la hipodermis como esferulitos y prismas se presentan en varios eventos independientes o en algunos géneros los biominerales hipodérmicos se han perdido. Los cuerpos de sílice se han adquirido en dos eventos independientes en Echinocactus y Ferocactus. La presencia de biominerales en el córtex y la médula es plesiomórfica en la tribu. Hay una dominancia para formar estructuras de dihidrato de oxalato de calcio en Cacteae. Se concluye que la presencia, la estructura y el tamaño de los biominerales aportan caracteres potencialmente informativos a nivel genérico en la tribu. 2 Abstract Biominerals are mineral structures that precipitate due to biological action and are found in various organisms. In plants, mainly calcium oxalates, amorphous silica and calcium carbonates have been registered displaying different ecological roles and functions. In the Cactaceae family, biominerals belong to numerous genera and species. Biominerals are important in systematics as it has been demonstrated in recent contributions. This is the reason why the aim of this study focused on characterizing the accumulation biominerals in various tissues of the stem of the genera in the Cacteae tribe. Twenty-eight genera and 149 species as well as subspecies of the Cacteae tribe were studied in order to describe the biominerals from different regions of the stem using light and polarized microscopy. In addition, the composition of the biominerals was analyzed by SEM and X-ray dispersive energy in 34 species representing the clades of Cacteae. The reconstruction of ancestral character states was carried out with 19 characters defined in this work. The results showed that one genus and six species have extracellular biominerals, 16 genera and 91 species present intracellular biominerals in the hypodermis, 28 genera and 141 species in the cortex and 94 species in the pith. Biominerals of 103 species were measured showing significant differences among genera mostly in the biominerals found in the hypodermis. In the Cacteae stems, calcium oxalates were the most predominant biominerals. The species of Echinocactus and Ferocactus showed silica bodies in the hypodermis. Other elements such as magnesium, manganese, aluminum, potassium, iron, titanium, chlorine, sodium, nickel and strontium were also identified. The most common structures are spherulites, prisms followed by silica bodies, druses, crystalline aggregates, and less frequent are sandy ones. In the early divergent lineages of Cacteae, spherulites and prisms in the hypodermis appear in several independent events whilst in other genera the hypodermic biominerals have been lost. Silica bodies appear independently in two events in Echinocactus and in Ferocactus. The occurrence of biominerals in the cortex and pith is plesiomorphic for the tribe. The calcium oxalate dihydrate predominates in the tribe. In conclusion, the occurrence, structure and size of the biominerals provide valuable information for the systematic at the generic level in the Cacteae. 3 1. INTRODUCCIÓN Un biomineral es un sólido cristalino o amorfo, producto de la actividad bioquímica de un organismo y de la acumulación local de elementos disponibles en el ambiente (Lowenstam, 1981; Skinner, 2005). En el proceso de biomineralización, los minerales se depositan en las células de manera intracelular o extracelular (Horner y Wagner, 1995; Lowenstam, 1981; Skinner, 2005; Skinner y Jahren, 2007). Este proceso se ha descrito en diversos grupos como arqueas, bacterias, diatomeas, algas, hongos, líquenes, invertebrados, vertebrados y plantas (Dutton y Evans, 1996; Franceschi y Nakata, 2005; Pentecost, 1980; Skinner, 2005; Skinner y Jahren, 2007) En las plantas los biominerales más comunes son la sílice amorfa, las sales de oxalato de calcio y carbonato de calcio (Arnott, 1982, 1966; Bauer et al., 2011; Franceschi y Nakata, 2005; McNair, 1932; Monje y Baran, 2004). En el caso del oxalato de calcio se han reconocido diversos hábitos cristalinos 1 de biominerales en plantas, los más conocidos son drusas, prismas, estiloides, rafidios y areniscas (Carlquist, 2001; Metcalfe y Chalk, 1950) En la familia Cactaceae se han reportado biominerales, en su mayoría como cristales de oxalato de calcio (Anderson, 1986; Anderson y Skillman, 1984; Arias y Terrazas, 2006; Bárcenas-Argüello et al., 2015, 2010; Boke, 1961a, 1961b; Boke y Anderson, 1970; Cheavin, 1938; Conde, 1975; Gibson y Horak, 1978; Hartl et al., 2007, 2003; Loza-Cornejo y Terrazas, 2003; Mauseth et al., 1998; Metcalfe y Chalk, 1950; Terrazas y Arias, 2002) y otros denominados cuerpos de sílice (Gibson y Horak, 1978; Loza-Cornejo y Terrazas, 2003; Terrazas et al., 2005). 1 Diversos nombres son utilizados para describir el arreglo de los biominerales que se forman en las plantas, considero que el término correcto es hábito cristalino. Diferenciándolo del término morfología que se aplica a la ciencia que estudia las partes que conforman un organismo. El término estructura se refiere cuando existe una caracterización de los parámetros de la celda unidad y los ángulos que le componen, ésta hace referencia a lo que en el área de la cristalografía se conoce como estructura cristalina, que integra el arreglo periódico de las moléculas en un biomineral y usualmente se emplean rayos-X para determinarla. Sin embargo, se prefiere usar el término hábito cristalino, que es la forma cristalina que adquiere un mineral, sin que necesariamente cambie su composición y la forma que adquiere muestra las vicisitudes que pasó el mineral en su crecimiento. 4 Hartl et al. (2007) documentaron la diversidad de estructuras en los cristales de oxalato de calcio en los tallos de 245 especies de Cactaceae y consideran que la clasificación tradicional de prismas y drusas puede verse afectada debido a que el oxalato de calcio se deposita en dos estados de hidratación en plantas. Es decir en las estructuras cristalinas los arreglos a nivel molecular son distintos entre el monohidrato de oxalato de calcio y el dihidrato de oxalato de calcio y en ambas estructuras se forman prismas y drusas. Además los autores consideran que debido a que diferentes taxa pueden presentar ambos estados de hidratación, los oxalatos de calcio no tienen valor taxonómico. Sin embargo, en otros estudios se ha demostrado que las estructuras de los cristales de oxalato de calcio son específicos para cada tejido en los tallos de Cactaceae (Arias et al., 2003; De la Rosa-Tilapa et al., 2020, 2019; Loza-Cornejo y Terrazas, 2003; Vázquez-Sánchez et al., 2019) y contribuyen al reconocimiento de géneros. Bárcenas-Argüello et al. (2015) identificaron la composición mineralógica y el hábito cristalino de los oxalatos de calcio e indican que el dihidrato de oxalato de calcio que conforma los cristales se presenta en todo el tallo de tres especies de Cephalocereus. Por esta situación consideró que el estado de hidratación se conserva dentro de las células del tallo de las cactáceas. Además, Bárcenas-Argüello et al. (2015) encontraron hasta ocho elementos minerales diferentes al carbono, oxígeno y calcio dentro de los cristales que determinan modificaciones en su estructura típica y sugieren que dichas diferencias podrían ser útiles como caracteres taxonómicos a nivel de especie. Este tipo de información, codificada para cada tejido, puede aportar información que permita entender el patrón de evolución de los biominerales en los géneros de la tribu Cacteae. 2. JUSTIFICACIÓN El conocimiento de los biominerales ha sido descrito para numerosas especies de Cacteae y en algunos de los casos son ignorados al considerarse como sustancias de deshecho, pero se ha demostrado que los biominerales se depositan en tejidos específicos. Por esta razón en Cacteae será relevante identificar en que tejido del tallo se depositan y probar su valor como un carácter potencialmente informativo a nivel genérico. 5 3. OBJETIVO Interpretar la diversidad estructural de los biominerales en diferentes géneros de Cacteae. 3.1 Objetivos particulares: 1. Caracterizar el hábito y la distribución de los biominerales en los tejidos del tallo. 2. Identificar la composición elemental de los biominerales. 3. Definir caracteres y estados de carácter para evaluar su valor taxonómico en la tribu. 4. Hacer una interpretación evolutiva de los biominerales en la tribu Cacteae. 4. ANTECEDENTES 4.1 Biominerales en plantas Los primeros registros de biominerales los describe Leeuwenhoek al observar la presencia de rafidios en Arum (1675; citado en Arnott y Pautard, 1970). Los biominerales han sido descritos en numerosas revisiones de plantas (Arnott, 1982; Arnott y Pautard, 1970; Franceschi y Horner, 1980; Franceschi y Nakata, 2005; McNair, 1932; Pentecost, 1980). La mayoría de estos trabajos coinciden en la presencia de biominerales en tejidos específicos en las plantas, por lo que se ha sugerido que los procesos de biomineralización no son aleatorios. Bauer et al. (2011) consideran que la biomineralización en plantas se da a través de dos elementos principalmente: el calcio y el silicio. Estos elementos unidos junto con el carbono, el oxígeno y el hidrógeno producen una gran cantidad de formas particulares de biomineralización, los más estudiados son la sílice amorfa (SiO2·nH2O), el oxalato de calcio (CaC2O4) y el carbonato de calcio (CaCO3) que a continuación se describen. 6 4.2 Sílice amorfa (SiO2·nH2O) El silicio, después del oxígeno, es el elemento más abundante en la Tierra, constituyendo aproximadamente el 28 % de la corteza terrestre (Wedepohl, 1995). Cuando el silicio se une con el oxígeno forma dióxido de silicio (SiO2), una de las formas más comunes en las rocas, arena y los suelos (Frondel, 1960, citado en Skinner y Jahren 2007). Cuando se forman arreglos estructurales de unidades de SiO2, agua y polimorfos cristalinos de cuarzo se le denomina ópalo o sílice amorfa (SiO2·nH2O; Skinner y Jahren, 2007). La forma en que ingresa el silicio a una planta es como ácido silícico y es acarreado hacía los diferentes órganos por el flujo de agua, a través del sistema vascular, depositándose en raíz, tallo, hoja, flores y frutos (Nawaz et al., 2019). La sílice amorfa se puede depositar en la pared celular, el lumen celular, en los espacios intercelulares o bien, extracelularmente en la cutícula (Nawaz et al., 2019; Sangster et al., 2001). La presencia de silicio se ha reportado en distintos grupos de plantas, incluyendo briofitas, pteridofitas, gimnospermas, monocotiledóneas y eudicotiledóneas (Ma y Takahashi, 2002; Sharma et al., 2019). Sin embargo, la diferencia entre los grupos radica en cuanto sílice se puede acumular (Ma y Takahashi, 2002). En revisiones acerca de la función del silicio en plantas (Nawaz et al., 2019; Sahebi et al., 2015) consideran que los mecanismos de acumulación de sílice amorfo, se encuentran fijados genéticamente y la formación se da en órganos y tejidos específicos en las plantas. 4.3 Función de la sílice en plantas La sílice en las plantas puede ser un mecanismo de protección contra hongos, insectos y herbívoros (Cheng, 1982; Hunt et al., 2008; Sangster et al., 2001). Cuando se deposita en la epidermis, en específico en una estructura denominada la doble capa de cutícula-sílice puede ayudar a reducir la tasa de transpiración en hojas, incrementado la eficiencia del agua en el arroz (Yoshida et al., 1962). También se conoce que la presencia de cuerpos de sílice en las hojas de Okra (Abelmoschus esculentus (L.) Moench), puede prevenir el daño causado por la radiación UV y de esta manera evitar la fotoinhibición (Pierantoni et al., 2017). 7 4.4 Calcio El calcio es un nutriente esencial que tiene un papel crucial en diversos procesos en las células vegetales, como la señalización y transducción de señales. Por esta razón el calcio intracelular debe ser regulado, para mantener la homeostasis celular (Sanders et al., 2002). El exceso de calcio generalmente se mueve hacia la vacuola celular o el retículo endoplásmico y puede ser depositado como oxalato de calcio cristalino o como carbonato de calcio amorfo (Arnott y Pautard, 1970; Franceschi y Nakata, 2005; Pentecost, 1980). 4.5 Oxalato de calcio (CaC2O4) El oxalato de calcio es una sal que se deposita en una amplia diversidad de seres vivos (Skinner y Jahren, 2007). En plantas se han demostrado tres rutas para la formación de ácido oxálico (precursor del oxalato), la del glioxilato / glicolato, la del oxaloacetato y la del ascorbato (Kumar et al., 2019), cuando reacciona con los iones calcio se deposita en forma de sal cristalina principalmente en la vacuola o extracelularmente (Horner y Wagner, 1995). Los estudios de difracción de rayos X y espectroscopia por infrarrojo han revelado que el oxalato de calcio puede presentarse en tres estados de hidratación: monohidrato (whewellita), dihidrato (wedellita) y trihidrato (caoxita) siendo los primeros dos más comunes en las plantas (Arnott, 1982; Frey-Wyssling, 1981; Jáuregui Zúñiga, 2005; Thomas, 2009). McNair (1932) realizó la primera revisión en búsqueda de otras sustancias además del oxalato presente en plantas e indirectamente mostró los patrones de formas de cristales de oxalato de calcio agrupados en ocho categorías y dos estados de hidratación, considerando la clasificación de su época un total de 295 familias de angiospermas y gimnospermas, donde el 73.9 % produce oxalato y 218 familias lo depositan como oxalato de calcio en alguna de sus células. Las células que producen oxalatos de calcio se les denomina idioblastos o idioblastos de cristal y las revisiones acerca de la formación y desarrollo estas células que producen oxalato de calcio se pueden consultar en Arnott y Pautard (1970), Francheschi y Horner (1980), Arnott (1982) y Franceschi y Nakata (2005). Estos trabajos concluyen que la formación de los oxalatos de calcio en plantas ha evolucionado de diferentes maneras en cada familia, pero consideran que hay especificidad en los tejidos y las formas de los cristales de oxalato de calcio, debido a que los mecanismos se encuentran fijados genéticamente. Estos mecanismos para la formación de cristales de oxalato de calcio 8 dentro de las células requieren un proceso complejo, como son un incremento de tamaño celular, modificar la posición de los orgánulos celulares (retículo endoplásmico rugoso, núcleo y vacuola) y dentro de la vacuola producir una o numerosas cámaras de cristal. Además, la interacción de las moléculas de ácido oxálico y los iones calcio, junto con moléculas orgánicas que modificarían la disposición final de los cristales (Arnott, 1982; Franceschi y Nakata, 2005; Horner y Wagner, 1995; Ilarslan, 2001; Jáuregui, 2005; Thomas, 2009; Webb, 1999). Algunas estructuras han sido descritas como, drusas, esferocristales, estiloides, rafidios y prismas (Carlquist, 2001; Franceschi y Horner, 1980; Franceschi y Nakata, 2005). 4.6 Función de los oxalatos de calcio Walter y Khanna (1972) mencionaron que los rafidios de oxalato de calcio pueden fungir como una defensa mecánica contra la herbivoría en tres especies de Dieffenbachia. Franceschi (1989) encontró en Lemna que la concentración de calcio en el medio disponible permite la formación de cristales de oxalato de calcio. Al suministrar a las plantas un medio acuoso sin calcio, los cristales de oxalato de calcio disminuyen en tamaño o desaparecen, al incrementar los niveles de calcio en el medio acuoso nuevamente se precipitan, por lo que considera el autor que la formación de cristales de oxalato de calcio es un proceso reversible. Volk et al. (2002) demostraron que la concentración de calcio es indispensable para la formación de cristales de oxalato de calcio en las hojas de Pistia stratiotes L. y en ausencia de calcio se recurre a una enzima llamada oxalato oxidasa que degradada las drusas, por esta razón son consideradas como almacenes de calcio. Tooulakou et al. (2016) consideran que los oxalatos de calcio además de ser un reservorio de calcio, pueden fungir como reservorios de carbono para los periodos de mayor sequía para Amaranthus hybridus L., Dianthus chinensis L., Portulacaria afra Jacq. y Pelargonium peltatum (L.) L'Hér. Sus experimentos con estas plantas en estrés hídrico producen el cierre de estomas y al no haber difusión de CO2 al interior de la planta producen un periodo de “inanición” en las plantas, las cuales para obtener el carbono necesario utilizan la oxalato oxidasa que degrada las drusas de oxalato de calcio y toma el carbón de las moléculas de oxalato necesarias en un proceso que denominaron “fotosíntesis de alarma”. 9 4.7 Carbonato de calcio (CaCO3) En algunas plantas se deposita el carbonato de calcio amorfo (Carlquist, 2001), el cual se conoce como cistolito que se deposita en el idioblasto conocido como litocisto, aunque también se puede depositar en la vacuola o extracelularmente en forma cristalina denominada calcita (Arnott y Pautard, 1970). El carbonato de calcio es un biomineral raro en eudicotiledóneas, se limita a unos pocos géneros de las familias Acanthaceae, Moraceae, Hernandiaceae, Opiliaceae, Ulmaceae y Urticaceae (Carlquist, 2001). Los carbonatos de calcio que no tienen estructura definida (amorfos) se depositan en la epidermis de las hojas Acanthus, Cannabis, Ficus, Morus y Pilea (Arnott y Pautard, 1970; Gal et al., 2012b, 2012a; Setoguchi et al., 1989) y en ocasiones se deposita en una forma cristalina denominada calcita en los cotiledones de Urtica, en las hojas de Lathraea y en el duramen de angiospermas como Chrysophyllum, Morus y Salix, sobre las hojas de Bryum e Hypnum y en los vasos y epidermis de Polypodium y Aspidium (Arnott y Pautard, 1970). 4.8 Funciones de los carbonatos de calcio Se ha propuesto que los carbonatos de calcio sirven en la planta como reservorios de calcio (Setoguchi et al., 1989), aunque no hay evidencia reciente que confirme esta función. Gal et al. (2012a) demostraron que el carbonato de calcio en las hojas de algunas especies de Ficus elastica Roxb. ex Hornem. y F. microcarpa L.f. puede prevenir el fotodaño debido a que la presencia del carbonato de calcio en las células epidérmicas tiene un efecto en la dispersión de la luz que incide hacia la región clorenquimática. 4.9 Cactaceae y la tribu Cacteae La familia Cactaceae está restringida naturalmente al continente americano, su distribución abarca desde las regiones de la Columbia Británica en Canadá, hasta la Patagonia en Argentina. Es una familia con 124 géneros y cerca de 1427 especies (Hunt et al., 2006). Dentro de la familia Cactaceae se han reconocido 4 subfamilias: Pereskioideae, Maihuenioideae, Opuntioideae y Cactoideae. Esta última subfamilia es la que tiene la más alta diversidad de especies con 1222 (Hunt et al., 2006). Dentro de Cactoideae, siete tribus han sido reconocidas para esta subfamilia entre ellas se encuentra Cacteae (Bárcenas et al., 2011). La tribu Cacteae se ha reconocido como un grupo monofilético (Butterworth et al., 2002; Hernandez-Hernandez et al., 2011; Vázquez-Sánchez et al., 2013) y comprende a representantes con formas de crecimiento de tallos globosos, globosos deprimidos y 10 cilíndricos (Vázquez-Sánchez et al., 2012). Vázquez-Sánchez et al. (2013) reconocen con base en su filogenia a 18 géneros como monofiléticos, para el resto de los géneros no se tiene una delimitación clara. Por esta razón la búsqueda de nuevas evidencias como la presencia de biominerales que aporte información para delimitar los géneros de Cacteae. 4.10 Registros de biominerales en la tribu Cacteae Para la tribu Cacteae se tienen el registro de la presencia de biominerales en numerosas especies (Cuadro 1). Aunque el número de especies estudiado es alto, la mayor parte de los trabajos describen principalmente la epidermis e hipodermis sin explorar los tejidos del tejido cortical, vascular y medular del tallo. Los primeros registros formales en la descripción de los biominerales para Cacteae fueron aportados por Lauterbach (1889), su estudio describe algunos biominerales en Astrophytum myriostigma Lem., Ariocarpus fissuratus (Engelm.) K.Schum., Coryphantha octacantha (DC.) Britton & Rose, C. macromeris (Engelm.) Britton & Rose, Leuchtenbergia principis Hook, Pelecyphora aselliformis Ehrenb. y Stenocactus crispatus (DC.) A. Berger ex A.W. Hill. Metcalfe y Chalk (1950) reportan la presencia de células cristalíferas y mucilaginosas para especies de Ariocarpus, Astrophytum, Coryphantha, Echinocactus, Mammillaria y Pelecyphora. Sin embargo, no se describen más detalles de las especies estudiadas. Boke (1961a, 1961b, 1960, 1959) estudio diversas especies de Cacteae y aunque sus descripciones anatómicas de cada región del tallo son detalladas, en solo seis especies se hace mención al oxalato de calcio. Anderson y Boke (1969) notaron la presencia de cristales corticales distintos a las drusas típicamente conocidas, que cuando se les observaba con luz polarizada generaban una cruz de extinción similar a la que se produce en los granos de almidón. Boke y Anderson (1970) detectaron drusas en las células del tejido cortical de Lophophora. Gibson (1973) describe la presencia de cristales de oxalato de calcio en Aztekium ritteri (Boed.) Boed. y en Ferocactus acanthodes (Lem.) Britton & Rose en los radios no lignificados. Anderson y Skillman (1984) hacen una comparación entre Aztekium ritteri y Strombocactus disciformis (DC.) Britton & Rose debido a que las dos especies se encuentran en hábitats similares y comparten características de la semillas. Los biominerales reportados para ambas especies son esféricos, sin dar más detalles al respecto de su composición. Jones y Bryant (1992) hacen un estudio de las plantas que se encuentran 11 en la región de Texas desde el punto de vista arqueobotánico en busca de “fitolitos” de plantas. Describen la presencia de cristales de oxalato de calcio en los tejidos de Ariocarpus fissuratus (Engelm.) K.Schum., Mammillaria heyderi Muehlenpf., M. lasiacantha Engelm. y la presencia de cuerpos de sílice y oxalatos de calcio en Echinocactus horizonthalonius Lem. Lüthy (1995) estudia Mammillaria y describe características anatómicas de las especies del género de la epidermis e hipodermis; en las especies de Cochemiea describió drusas y cristales cuticulares en la serie Supertextae. Loza-Cornejo y Terrazas (2003) describen las secciones epidérmicas e hipodérmicas de varias especies de Cactaceae, encuentran drusas en la hipodermis de Turbinicarpus valdezianus (Møller) Glass & R.A. Foster y T. schmiedickeanus (Boed.) Buxb. & Backeb., esferocristales en Astrophytum capricorne (A.Dietr.) Britton & Rose, A. myriostigma, Coryphantha pallida Britton & Rose y C. retusa (Pfeiff) Britton & Rose y pequeños cristales depositados en la pared periclinal de Mammillaria karwinskiana Mart. y M. voburnensis subsp. collinsii (Britton & Rose) U. Guzmán. Hartl et al. (2007) caracterizan el estado de hidratación de los oxalatos de calcio de los oxalatos de calcio con difracción de rayos X en el tallo de un total de 37 especies de Cacteae. Vázquez-Sánchez (2012) estudia la forma de crecimiento de las cactáceas en la tribu Cacteae, en su matriz de datos incorpora la información de biominerales de 50 especies para la región hipodérmica agrupándolos en 4 categorías: cuerpos de sílice, cristales conglomerados, esferocristales de tipo “A” y esferocristales con anillos concéntricos. Frausto-Reyes et al. (2014) estudian los biominerales de Ferocactus latispinus (Haw.) Britton & Rose y Coryphantha clavata (Scheidw.) Backeb con microscopia electrónica de barrido y espectroscopia Raman. Grego-Valencia et al. (2014) estudian la anatomía de la epidermis para apoyar la sistemática de Ferocactus y describen en la hipodermis la presencia de cuerpos de sílice en el 90 % de las especies estudiadas. Kalashnyk et al. (2016) estudian la anatomía de los tallos en plántulas y describen biominerales en el tejido hipodérmico de Astrophytum myriostigma y en el tejido cortical de Mammillaria columbiana Salm-Dyck. De la Rosa-Tilapa et al. (2019) estudian 31 especies de Turbinicarpus s.l., en donde consideran que los prismas que se depositan en la hipodermis de las especies que conforman Turbinicarpus s.s. son distintos a las drusas concéntricas del tejido hipodérmico de Rapicactus, lo que apoya junto con características de la testa de la semilla, la segregación del género. 12 Cuadro 1. Resumen de los trabajos realizados en la tribu Cacteae en los que se describe algún tipo de biomineral. Región donde se hallaron biominerales: E=Epidermis, H=Hipodermis, C=Córtex, CV=Cilindro vascular; técnica A=anatomía, MEB=microscopía electrónica de barrido, DX=difracción de rayos X, EI,= Espectrometría infrarroja por Transformadas de Fourier (FTIR), ER=espectroscopia Raman, NE=No especifica. Publicación No. de géneros No. de especies Región del tallo Técnica Lauterbach, 1889 6 7 H, C A Metcalfe y Chalk, 1950 6 NE H, C A Boke, 1959 2 3 H, C A Boke, 1960 1 1 C, M A Boke, 1961a 1 1 H A Boke, 1961b 1 1 H, C A Gibson, 1973 2 2 C A Gibson y Horak, 1978 1 1 C A Anderson y Skillman, 1984 2 2 H, C MEB Jones y Bryant, 1992 3 4 H, C A Lüthy, 1995 1 17 E, H A Porembski, 1996 1 1 H MEB Loza-Cornejo y Terrazas, 2003 4 8 H A Hartl et al., 2007 23 37 E, H, C A, MEB, DX Vázquez-Sánchez, 2012 12 50 E, H A Frausto-Reyes et al., 2014 2 2 C MEB, ER Grego-Valencia et al., 2014 1 26 H A, MEB Kalashnyk et al., 2016 2 2 H, C A Loza-Cornejo et al., 2017 1 1 C A, MEB López-Macías et al., 2019 1 1 C, M A, EI De la Rosa-Tilapa et al., 2019 1 31 H, C, M A De la Rosa-Tilapa et al., 2020 4 5 H, C, M A, EI 13 5. MATERIAL Y MÉTODO 5.1 Revisión de material Las preparaciones permanentes del Laboratorio de Botánica Estructural (Departamento de Botánica, Instituto de Biología, UNAM) contiene los géneros y especies de Cacteae (Cuadro 2); estas preparaciones fueron previamente elaboradas bajo el procedimiento descrito en Loza-Cornejo y Terrazas (1996). Las especies estudiadas en este trabajo se listan en el apéndice 1. Los tejidos del tallo para cada una de las especies fueron analizados con ayuda del microscopio BX 51 (Olympus, Tokio Japón) con y sin polarización, en cada tejido epidérmico (epidermis), fundamental (hipodermis, córtex y médula) y vascular del tallo (Fig. 1) se registró la presencia o ausencia intra o extracelular de los biominerales, así como su hábito, su tamaño y abundancia. 5.2 Medición y cuantificación de los biominerales Se midió la longitud máxima de los biominerales en 103 individuos de la tribu Cacteae del tejido hipodérmico, cortical y medular del tallo, para la cuantificación de los biominerales se seleccionaron en al menos 10 campos aleatorios en cada tejido. Se calculó el número de cristales por milímetro cuadrado para la región cortical y medular del tallo. Para evaluar la longitud máxima se midieron 25 biominerales por individuo por tejido mediante el software Image Pro Plus v. 7.1 (Media Cybernetics). En Echinomastus y Ortegocactus solo se consideró la presencia de biominerales pero no se midieron los biominerales debido a que solo se obtuvieron imágenes de microscopia electrónica de barrido. Los diagramas de cajas se realizaron en PAST (Hammer et al., 2001) y con los valores de la media por individuo por región del tallo se realizó un análisis de varianza de una vía seguido de un análisis de comparación de medias de Tukey (P < 0.05) para identificar diferencias significativas entre los géneros. El análisis se realizó con SAS® software v. 9.4 (SAS Institute, 2004) 14 Fi gu ra 1 . C o m p o si ci ó n q u e m u es tr a lo s te jid o s es tu d ia d o s e n lo s ta llo s d e la t ri b u C ac te ae . 15 Cuadro 2. Número y porcentajes de especies estudiadas por género en la tribu Cacteae. Las especies reconocidas se sintetizan de Hunt et al. (2006), con modificaciones y géneros reconocidos de Vázquez- Sánchez et al. (2013) y las propuestas a nivel genérico para Turbinicarpus de Vázquez-Sánchez et al. (2019). 5.3 Microscopia electrónica de barrido (MEB) y espectroscopia de energía dispersiva de rayos X (EDS) El análisis de las preparaciones permanentes permitió identificar a las especies y géneros con biominerales. Con base en estos resultados se realizó un muestreo de representantes de cada género grupos de la tribu Cacteae de acuerdo a la filogenia de Vázquez-Sánchez et al. (2013). De 34 especies se tomaron secciones del tallo, tubérculos o costillas, que fueron removidas tanto del material preservado en glicerina-alcohol como de la colección de plantas vivas del Jardín Botánico del Instituto de Biología (IB-UNAM). La muestra de Género No. especies estudiadas /No. total de especies Porcentaje de especies estudiadas Género No. especies estudiadas /No. total de especies Porcentaje de especies estudiadas Acharagma 2/2 100 Leuchtenbergia 1/1 100 Ariocarpus 5/7 71 Lophophora 2/3 67 Astrophytum 5/6 83 Mammillaria 19/166 11 Aztekium 1/2 50 Neolloydia 2/2 100 Cochemiea 3/3 100 Obregonia 1/1 100 Coryphantha 11 /43 25 Ortegocactus 1/1 100 Cumarinia 1/1 100 Pediocactus 0/7 0 Echinocactus 5/6 83 Pelecyphora 2/2 100 Echinomastus 2/5 40 Rapicactus 4/6 66 Epithelantha 1/2 50 Sclerocactus 1/20 5 Escobaria 3/18 17 Stenocactus 5/8 63 Ferocactus 25/28 89 Strombocactus 2/2 100 Geohintonia 1/1 100 Thelocactus 6/12 50 Glandulicactus 2/2 100 Turbinicarpus 12/14 85 Kadenicarpus 2/2 100 16 tubérculo o tallo de cada especie fue de cerca de 1 cm2 incluyendo epidermis, hipodermis y la región cortical. Todas las muestras se deshidrataron en una serie de alcoholes del 50 % al 100 % y fueron llevadas a punto crítico. En seguida las muestras se montaron en un portamuestras de aluminio con cinta conductiva a base de carbón, fueron recubiertas con una capa de oro y se visualizaron en el microscopio electrónico de barrido de emisión de campo de ultra-alta resolución (FESEM-JEOL JSM-7800F) y la energía dispersiva de rayos X (EDS; Oxford instruments) y el software Aztec 2.2 con los parámetros de EDS ajustados a 20 kV y probe current de 13 que se encuentra en el Laboratorio Central de Microscopia en el Instituto de Física de la UNAM. Para cada muestra analizada, se realizaron más de 5000 conteos (counts), para determinar que los valores de porcentajes fueran significativos. Con los datos se elaboraron mapas de calor para los biominerales hipodérmicos y corticales en RStudio (R studio Team, 2015) con la función “Heatmap”. 5.4 Reconstrucción de estados de carácter ancestrales para la tribu Cacteae Los caracteres a evaluar son los biominerales y su composición elemental para comprender la evolución de estos biominerales en la tribu (Apéndice 4). Se añadieron los datos observados en trabajos anatómicos de los biominerales de Pereskia lychnidiflora (Mauseth y Landrum, 1997), Opuntia auberi (Mauseth, 2005, 1980), O. decumbens (Fuentes-Pérez et al., 2009), Blossfeldia liliputana (Mauseth, 2006) y Cochemiea (Vázquez- Sánchez, 2012) sobre la filogenia de 5 marcadores de cloroplasto de Vázquez-Sánchez et al. (2013). Los caracteres numéricos, fueron tratados como caracteres continuos. En total se codificaron 19 caracteres, 12 categóricos y 7 continuos (ver Apéndice 4). La reconstrucción ancestral de caracteres se llevó a cabo sobre la filogenia de Vázquez-Sánchez et al. (2013), en Mesquite v.3.61 (Maddison y Maddison, 2019) por el método de reconstrucción de parsimonia. 17 6. RESULTADOS Se estudiaron 198 individuos, corresponden a 149 especies y subespecies (Apéndice 1), de ellos dos individuos, uno de Mammillaria sp. y otro de M. heyderi, no contienen ningún biomineral en todo el tallo. El resto de las especies depositan biominerales en al menos un tejido. 6.1 Hábito de los biominerales Se encontraron 6 tipos de biominerales. I) Los agregados cristalinos, II) las areniscas, III) los cuerpos de sílice, IV) las drusas, V) los esferulitos y VI) los prismas y agregados de prismas que a continuación se describen: I) Los agregados cristalinos (AGC) tienen birrefringencia en luz polarizada. Únicamente se observaron en el tejido cortical y en pocas ocasiones en el tejido medular. En microscopia de luz se observan figuras irregulares, con terminaciones agudas (Fig. 2A) o agregados cuadrangulares o trapezoidales (Fig. 2B). En MEB se observan como agregados de cristales con terminaciones muy agudas (Fig. 2C) o sin ellas (Fig. 2D). Su tamaño en las especies estudiadas en promedio es de 129 µm en las células corticales. II) Las areniscas extracelulares (ARE; Fig. 3 A-G) y las intracelulares (AR; Fig. 3 H-I), se encuentran en la región epidérmica, cortical y medular, tienen birrefrigencia con luz polarizada. En secciones transversales se observan como rombos o paralelogramos y generalmente son menores a 5 µm en su cara de mayor longitud. En MEB se observan como estructuras romboédricas (Fig. 3 E, I). III) Los cuerpos de sílice (CS) solo se encuentran en el tejido hipodérmico, en secciones transversales son ovalados y en ocasiones redondos, el tamaño promedio es de 11 µm, son exclusivos del tejido hipodérmico (Fig. 4A-D). Distintivamente no tienen birrefringencia con luz polarizada. En MEB se aprecian como estructuras agregadas, de pequeñas unidades esféricas (Fig. 4E-H). De acuerdo al código internacional de nomenclatura de fitolitos (Neumann et al., 2019) son estructuras esferoides ornamentadas (Fig. 4 E-G) o esferoides equinadas (Fig. 4 H). IV) Las drusas (DR) son redondas u ovaladas, compuestas de un núcleo de areniscas rodeadas de cristales con terminaciones agudas (Fig. 5A-D). En la región cortical el promedio 18 ronda los 65 µm y en la región medular el promedio los 64 µm. En MEB se observan constituidas de subunidades de romboedros (Fig. 5C-D). V) Los esferulitos (ES) en secciones transversales son redondos (Fig. 6A, B) u ovalados (Fig. 6C, D) en ocasiones con bandas concéntricas (Fig. 6C), compuestos de un núcleo pequeño circular o elíptico de “areniscas” (Fig. 6A-B), con subunidades de cristales perpendiculares al núcleo. Cada subunidad tiene formas trapezoidales o rectangulares, muy juntas entre sí o con pequeños espacios entre ellas. La región distal de cada subunidad termina en forma plana o en forma de punta. Los esferulitos tienen el menor tamaño en la hipodermis con 30 µm en promedio, son de mayor tamaño en el tejido cortical con 146 µm y ligeramente menor en el tejido de medular con 141 µm. En MEB los esferulitos son estructuras esféricas (Fig. 6E, G, H) o esferoides (Fig. 6F), constituidas de subunidades prismáticas con terminaciones piramidales (Fig. 6 E, F, H) o poliedros irregulares (Fig. 6G). VI) Los prismas y agregados de prismas (PR) en secciones trasversales tienen formas hexagonales (Fig. 7A) o cuadrangulares (rombos, paralelogramos o rectangulares; Fig. 7B- F). Comúnmente hay un prisma por célula pero pueden observarse varios prismas por célula (Fig. 7C). En la hipodermis el promedio ronda los 36 µm, pero son más grandes en las células corticales, donde el promedio aumenta a los 132 µm y en las células de la médula ligeramente mayor con 141 µm. En ocasiones, estas estructuras se agregan de otras subunidades de cristales cuadrangulares, algunos de ellos con aparentes bandas concéntricas (Fig. 7E). En MEB se aprecian como prismas hexagonales (Fig. 7G), romboedros (Fig. 7H), cuadrangulares con terminaciones bipiramidales (Fig. 7I-L) o prismas rectangulares (Fig. 7J, K). También se pueden encontrar varios prismas dentro de una misma célula, con prismas rectangulares y se diferencian de las areniscas porque el tamaño es superior a los 10 µm (Fig.7I). 19 Figura 2. Agregados cristalinos A-B) Luz polarizada, C-D) MEB. A, C) Lophophora williamsii, córtex (SA1849). B) Glandulicactus uncinatus, médula (SA1899). D) G. uncinatus, córtex (SA1899). Barra es 50 µm en A; 300 µm en B; 100 µm en C; 10 µm en D. 20 Figura 3. Areniscas en diferentes especies de Mammillaria. A, C, F) Campo claro; B, D, G, H) Luz polarizada. E, I) MEB. A-D, H) Secciones transversales. F, G) Secciones paradermales. A, B) M. geminispina, epidermis e hipodermis (SA1703); C, D) M. tegelbergiana, epidermis e hipodermis (SA1641); F, G) M. tegelbergiana, epidermis (SA1641); E) M. albilanata¸ epidermis e hipodermis (TT816); H, I) M. candida (TT885). e: epidermis; h: hipodermis. Barra es 20 µm en A-D, H; 100 µm en E; 50 µm en F, G; 10 µm en I. 21 Figura 4. Cuerpos de sílice en hipodermis. A, C) Campo claro. B, D, E- H) MEB. A) Echinocactus horizonthalonius (SA1691). B) E. platyacanthus (TT880). C) Ferocactus histrix (SA1671). D) F. rectispinus SA1822). E) E.platyacanthus (880). F) F. macrodiscus (SA1798) G) F. rectispinus (1822). H) F. gracilis (SA1810), e: epidermis; h: hipodermis; cs: cámara subestomática, pe: parénquima en empalizada, fechas blancas y negras: ubicación de algunos cuerpos de sílice. Barra es 50 µm en A, C; 100 µm en B, D; 5 µm en E; 10 µm en F; 1 µm en G, H. 22 Figura 5. Drusas. A-B) Luz polarizada. C-D) MEB. A) Turbinicarpus valdezianus, cortical (SA1853); B) Echinocactus grusonii, córtex (Ortega s.n.); C) T. alonsoi, córtex (AGL24); D) E. grusonii, córtex (Ortega s.n.). Barra es 20 µm en A-B; 10 µm en C-D. 23 Figura 6. Esferulitos. A-D) Luz polarizada. E-H) MEB. A) Astrophytum myriostigma, médula (SA1730); B) Echinocactus texensis, médula (TT851); C) Ferocactus glaucescens, médula (1701); D) Mammillaria candida, médula (TT885). E) M. formosa subsp. formosa, córtex (TT878); F) Leuchtenbergia principis, córtex (HSM3826); G)Thelocactus heterochromus, córtex (SA2037); H) F. histrix, córtex (JB-IBUNAM). Barra es 50 µm en A-D; 10 µm en E, F; 100 µm en G, H. 24 Figura 7. Prismas y agregados de prismas. A-F) Luz polarizada. G-L) MEB. A) Coryphantha clavata, hipodermis (SA1705); B) Turbinicarpus schmiedickeanus subsp. klinkerianus, hipodermis (HSM3621); C) Mammillaria candida, médula (TT885); D) M. polythele, córtex (SA1760); E) Stenocactus pentacanthus, córtex (TT858). F) Ferocactus pilosus, córtex (TT890); G) C. erecta, hipodermis (SA1684); H) T. alonsoi, hipodermis (AGL24); I) Epithelantha micromeris, córtex (TT898); J) S. pentacanthus, córtex (TT817). K) F. echidne; córtex (SA1694); L) Echinocactus platyacanthus, córtex (TT880). Barra es 20 µm en A-C, E; 50 µm en D, F; 10 µm en G, H, I, J, K, L. 25 6.2 Distribución de los biominerales en los diferentes tejidos Los biominerales se encontraron intracelular y extracelularmente. Los cuerpos de sílice son intracelulares; así como los biominerales cristalinos que se presentaron en todos los géneros estudiados, en el tejido hipodérmico o en tejido fundamental del tallo. Los biominerales extracelulares se observaron en la pared periclinal de las células epidérmicas y entre la cutícula o rodeando a la célula epidérmica en algunas especies de Mammillaria. Se encontraron biominerales en tres tejidos analizados excepto en el tejido vascular. Del total de especies estudiadas (149), 91 especies presentaron biominerales hipodérmicos (61.07 %), 141 en la región cortical (94.6 %) y 94 en la región medular (63.94 %; Fig. 8). El apéndice 2 sintetiza la información de los géneros y especies con biominerales. En la epidermis se encuentran areniscas extracelulares en especies de Mammillaria, como M. albilanata Backeb., M. tegelbergiana H.E. Gates ex G.E. Linds., Mammillaria voburnensis subsp. collinsii, M. compressa DC., M. karwinskiana Mart. y M. polythele Mart. Los géneros que presentan biominerales en la región hipodérmica son Astrophytum, Aztekium, Cochemiea, Coryphantha (excepto C. macromeris), Echinocactus (excepto E. grusonii), Echinomastus (sólo E. unguispinus (Engelm.) Britton & Rose), Ferocactus (excepto F. alamosanus, F. flavovirens (Scheidw.) Britton & Rose, F. glaucescens, F. hamatacanthus, F. haematacanthus y F. robustus), Leuchtenbergia, Kadenicarpus, Neolloydia, Obregonia, Pelecyphora, Rapicactus, Stenocactus, Strombocactus y Turbinicarpus y cuyas estructuras pueden ser prismas o agregados de prismas, esferulitos o cuerpos de sílice (exclusivos de este tejido). Todos los géneros estudiados presentan biominerales en la región cortical y se pueden hallar como esferulitos, prismas, areniscas, agregados cristalinos o drusas. Incluso más de dos estructuras como esferulitos y prismas, o areniscas y esferulitos, agregados cristalinos o varios prismas dentro de una misma célula. La región medular presenta hábitos como esferulitos, prismas, drusas y en menor cantidad especies con agregados cristalinos o areniscas. Especies de Ariocarpus, Geohintonia, Glandulicactus, Lophophora, Turbinicarpus y algunas especies de Coryphantha, Ferocactus y Mammillaria carecen de biominerales medulares. 26 Figura 8. Histograma que muestra la presencia de biominerales en cada tejido de los tallos de Cacteae. AR: Areniscas; ARE: Areniscas extracelulares; CS: Cuerpos de sílice; DR: Drusas; ES: Esferulitos; PR: prismas y agregados de prismas. AC: Agregados cristalinos. 6.3 Tamaño y densidad de los biominerales Los análisis de varianza mostraron diferencias significativas entre algunos géneros para los biominerales en cada una de las tres tejidos evaluados (hipodermis, córtex y médula; Fig. 9, Apéndice 3). Los biominerales de menor tamaño se encuentran en la hipodermis, pero son los que tienen mayor coeficiente de variación. Los más grandes se encuentran en la médula y el córtex (Cuadro 3). 27 Cuadro 3. Valores de la media, cuartiles mínimos, máximos y coeficiente de variación para el tamaño de los biominerales en Cacteae. Estadísticos Hipodermis Córtex Médula Media (µm) ± desviación estándar 25.04 ± 16.83 120.63 ± 66.20 134 ± 68.85 Mediana (µm) 18.53 108.06 123.96 Valores del primero y tercer cuartil (µm) 11.66-36.23 74.91-153.93 82.84-171.21 Coeficiente de variación 67.18 54.88 51.15 Mínimo-máximo (µm) 2.60 - 137 13 - 468 17.54 - 473.52 Se encontraron diferencias significativas entre algunos géneros para longitud máxima de los biominerales en la hipodermis (F=940.49, g.l.=15, P<0.0001), el córtex (F=59.00, g.l.=26, P<0.0001) y la médula (F=38.88, g.l.=18, P<0.0001) (Fig. 9). Los biominerales en la hipodermis de mayor tamaño los tiene Aztekium (62 µm) y los más pequeños (< 15 µm), Echinocactus y Ferocactus, excepto F. echidne quien tiene biominerales de tamaño superior a (50 µm) como los de Neolloydia, Strombocactus y Pelecyphora. Los biominerales en la región cortical tienen valores extremos (Fig. 9B), el valor promedio mínimo se presentan para algunas especies de Kadenicarpus (32 µm) y el valor promedio más alto en Epithelantha (208 µm) seguido de Strombocactus (189 µm). Para la región medular los biominerales con el valor promedio más bajo también es para Kadenicarpus (31 µm) y el más alto corresponde a Astrophytum (212 µm, Fig. 9C). En la región cortical los biominerales (Fig. 10A) pueden ser abundantes como sucede en Kadenicarpus pseudomacrochele subsp. minimus con 22 biominerales/mm2, los valores más bajos de densidad los presentan Acharagma y Leuchtenbergia con 1 y 2 biominerales/mm2 respectivamente . En cuanto los biominerales de la región medular (Fig. 10B) no fueron cuantificados en Aztekium, Echinomastus, Leuchtenbergia, Turbinicarpus, Sclerocactus y Stenocactus porque eran muy escasos. En Escobaria, Echinocactus y Rapicactus son más abundantes con un promedio entre los 6 y los 6.5 biominerales/mm2. Los menos abundantes son los de Cochemiea, Mammillaria y Thelocactus, los cuales se reducen en promedio hasta 1 biomineral/mm2. 28 A C Figura 9. Longitud máxima de los biominerales en el tejido A) hipodérmico, B) cortical y C) medular del tallo. Ach: Acharagma; Ari: Ariocarpus; Ast: Astrophytum; Azt: Aztekium; Coc: Cochemiea; Cor; Coryphantha; Cum: Cumarinia; Ech: Echinocactus; Epi: Epithelantha; Esc: Escobaria; Fer: Ferocactus con prismas de oxalato de calcio; Fcs: Ferocactus con cuerpos de sílice y oxalato de calcio; Geo: Geohintonia; Gla: Glandulicactus; Kad: Kadenicarpus; Leu: Leuchtenbergia; Lop: Lophophora; Mam: Mammillaria; Neo: Neolloydia; Obr: Obregonia; Pel; Pelecyphora; Rap: Rapicactus; Scl: Sclerocactus; Ste: Stenocactus; Str: Strombocactus; The: Thelocactus; Tur: Turbinicarpus. Los valores extremos fueron omitidos. Las letras distintas indican diferencias significativas (P<0.05, Tukey). B 29 6.4 Composición de los biominerales De las 34 especies analizadas con EDS, una presento biominerales en la región epidérmica, 22 presentaron biominerales en la hipodermis y 31 especies en el tejido cortical, los del tejido medular fueron excluidos debido a la poca diferencia estructural entre este tejido y el cortical. Los biominerales extracelulares de Mammillaria albilanata se componían de los siguientes elementos, carbono (19-21 %), oxígeno (60-63 %) y calcio (15-19 %), trazas de aluminio (0.1 %) y magnesio (0.24-0.54 %). En los biominerales cristalinos de la hipodermis (Fig. 11) se registró la presencia de carbono (4–54 %), oxígeno (9-65 %) y calcio (11-83 %). Las proporciones de calcio son superiores al 60 % en Aztekium ritteri, Kadenicarpus horripilus y Ferocactus echidne. Los A B Figura 10. Densidad de los biominerales A) corticales y B) medulares del tallo por milímetro cuadrado. Ac: Acharagma; Ari: Ariocarpus; Ast: Astrophytum; Azt: Aztekium; Coc: Cochemiea; Cor: Coryphantha; Ech: Echinocactus; Esc: Escobaria; Fer: Ferocactus; Gla: Glandulicactus; Kad: Kadenicarpus; Leu: Leuchtenbergia; Lop: Lophophora; Mam: Mammillaria; Neo: Neolloydia; Obr: Obregonia; Pel; Pelecyphora; Rap: Rapicactus; Scl: Sclerocactus; Ste: Stenocactus. The: Thelocactus; Tur: Turbinicarpus; Las barras indican la desviación estándar. 30 elementos traza encontrados son aluminio (0.02-8.4 %), magnesio (0.04–0.88 %), sodio (0.06-1.11 %), cloro (0.01–0.38 %), potasio (0.05–0.75 %) y níquel (0.62-0.9 %). En los biominerales amorfos que corresponden a los cuerpos de sílice de Echinocactus platyacanthus, Ferocactus gracilis, F. cylindraceus var. tortulispinus , F. macrodiscus, F. resctispinus (Fig. 11) se encontró carbono (11.75– 35 %), oxígeno (32–61 %), silicio (15-29 %) y calcio (0.31-6 %); así como trazas de aluminio (0.06–0.2 %), magnesio (0.04–0.5 %), sodio (0.06-1.11 %) y potasio (0.09-0.75 %). Los biominerales del tejido cortical (Fig. 12) contienen carbono (7–25 %), oxígeno (23-69 %) y calcio (5-68 %). Las especies que registran más alto contenido en calcio (> 45 %) son Echinocactus platyacanthus, Escobaria dasyacantha, Stenocactus pentacanthus y Astrophytum ornatum. Las especies con menor proporción de calcio (< 15 %) son Ferocactus cylindraceus var. tortulispinus, Epithelantha micromeris y Ortegocactus macdougallii. En algunas especies se identificaron otros elementos traza como aluminio (0.05-3 %), silicio (0.06-2.02 %), magnesio (0.02-0.29 %), potasio (0.06-0.6 %), titanio (0.05-1.23 %), hierro (0.05-1 %), manganeso (0.06-0.37 %), sodio (0.05–0.39 %) y estroncio (0.81-0.94 %). 31 Figura 11. Mapa de calor con el porcentaje de composición elemental de los biominerales del tejido hipodérmico por especie. El color azul indica porcentajes altos, el blanco indica porcentajes bajos y el gris indica que no se detectó el elemento. 32 Figura 12. Mapa de calor con el porcentaje de composición elemental del tejido cortical por especie. El color azul indica porcentajes altos, el blanco indica porcentajes bajos y el gris indica que no se detectó el elemento 33 6.5 Reconstrucción de estados de carácter ancestrales Sobre el árbol de consenso estricto de la filogenia de cinco marcadores moleculares para la tribu Cacteae de Vázquez-Sánchez et al. (2013) se presenta la reconstrucción de estados ancestrales de los 19 caracteres (Figs. 13-22). 34 Figura 13. Reconstrucción de estados de carácter ancestrales por parsimonia de biominerales A) cristalinos y B) amorfos ambos del tejido hipodérmico. B A 35 Figura 14. A) Reconstrucción de estados de carácter ancestrales por parsimonia del hábito de los biominerales del tejido hipodérmico. A 36 Figura 15. Reconstrucción de estados de carácter ancestrales por parsimonia del A) tamaño de los biominerales cristalinos y B) amorfos, ambos del tejido hipodérmico. A B 37 Figura 16. Reconstrucción de estados de carácter ancestrales por parsimonia de A) magnesio en los biominerales y del B) porcentaje de magnesio, ambos del tejido hipodérmico. A B 38 Figura 17. Reconstrucción de estados de carácter ancestrales por parsimonia de A) aluminio en los biominerales y del B) porcentaje de aluminio, ambos del tejido hipodérmico. A B A B 39 Figura 18. Reconstrucción de estados de carácter ancestrales por parsimonia de A) potasio en los biominerales y del B) porcentaje de potasio, ambos del tejido hipodérmico. B A 40 Figura 19. Reconstrucción de estados de carácter ancestrales por parsimonia de A) silicio en los biominerales y del B) porcentaje de silicio, ambos del tejido hipodérmico. B A 41 Figura 20. Reconstrucción de estados de carácter ancestrales por parsimonia de A) calcio en los biominerales y B) del porcentaje de calcio ambos del tejido hipodérmico. A B 42 Figura 21. Reconstrucción de estados de carácter ancestrales por parsimonia de A) biominerales corticales y B) del hábito de los biominerales corticales. B A Poe Opuntia: Opuntia: saco mbens Blostelolalliputana ES Ech oda ORSAI Echinocactusplatyacanihus Echinocactuspary! Echinocactustexensis Astrophytumcapulmedusae Astrophytummyriostiama Astrophytumcapricorna Rapicactusveguini; Rapicactuszaragozan Rapicacitusbooleanus Rapicactussubterraneus Obregomadensgri Lophophoradiftusa Lophaphorawlllamsi Neolloydiamatehualensis Mammiltanazephyranthoides Mammiltariaalbilegelbergiana Mammillariacolumbiana Mammillarisheyder Mammillañamammillaris Mammiltoriawinterae Mammiltanascrippsiana Mámmillariauncinata Mammiltarizelongata Mammiltariacancida Mammillarialenta Mammilianasenilis Coryphanthamacromerls cl CS Escobanadasyacantha onto Escobarnalaredo atlanta] Pelecyphoraaselbfonmis DLE Anocarpusagavoides Anocarpusfissuratus Anacarpusscaphirostris Arñocarpuskotschoubeyanus us Turomcarpusachiinteran us pus > lA Turbimicarpusschmieñaviflorus Turbinicarpussauen Turbinicarpussavenysabelas ne Turbinicarpusjavenigl Turbimicarpusyaldezianus Turbimcarpusnieblae Turbimcarpusrioverdensis Turbimcarpusschnvedickeanus Turbimcarpusroseflorus Turbinicarpusschmieangersoni Strombacactuscorregidorae Strombocactusdisciformis Leucntenbergiapnincipis Lola road E Ferocactusohrysgrandiiorus Ferocactustownsendianus Forocactusgracils Ferocactuspeninsulas Ferocactusteciispinue A a Thelocactustulens! Thelocactuscon: othelos Thelocactusmacdowelli Stenocaciuscoptonogonus Slenocaciuspentacanihus Stenocactusdichroacanthus Stenocactusheteracanthus Stenocactusphyllacanthus Ferocactushaematacanthus Ferocactusglaucescens Ferocactuenistrix Selerocactusscheerl cial italia Echinomastusmanposensis Echinomastusunguispinus El Ausencia MM presencia 55 Dato foltante y Oj Opuntiadecumbens O Geohintoniamexicans Aztekumniteri coa Kieforala Ecninocactusplatyaca: Echinocactusparry! Echinocactustexensis Astrophytumcaputmedusas Asrophytummyriosigma ONO Astrophytuma: epa Atnaragmaaguirreana Acnaragmaraseana Rapicactusmandragora Rapicactusbeguini Obregoniadeneg! adiftusa Lophophorawilliamsti E Rapicactusboolsanus Rapicactussublerranaus lp: £ a Cumanniaodorata Cochemieapondi Coryphanthapotosiana Coryphanthacomifera Nealloydlamatehualensis Memmillariazephyranthoides S Mamnmillariacolum! Memmllariaheyden 7 Memmillariamammillaris. Ecninomastusintertextus Escobarladasyacantha Escobariamissouriensis. Escodarialaredoi Escobariacnihuahuensis Arlocarpusfissuratus Ariocarpuskotschouoeyanus Arlocarpusietusus Sr O Turoncapusgaltetans O Turbmcampussenmieninienanus Turbinicarpusalonsol Turbimicarpusschrmelaviflorus Turbinicarpusschmieanderacmir Suombocactusdisciformes Kadenicarpushornpilus Kadenicapuspssudominimus Ferocactsalamosanus Ferocactusherra: Poet lrnorndd a Ferocactuswislizenii Farocactuschrysgrandifiorus Neira ala Acs 2 Feral tc oem dera + ¿ 9 Ferocactushamalacanthus Fertactusecridne Ferocactuspilosus Ferocatiusrobustus Thelocactushastiler Thelocactusbicolor Thelocactusheterochromus Thelocactusloucacanthus Thelocactushexasdiopharus Thelocactusrinconensishintonii Thelocactusma Thelocactussetispinus LO Ferocaciusreppenhagen: Ferocactusemory! Ferocactusfordil IS Ferocactusvindesce! pins Stenocactuspentacanthus Stenocactusanfracluosus Stenocactuscrispatus Stenocactusmulticostatus Stenocactusphyllacantnus Ferocactushaematacanthus Ferocaciusnistix Solerocactusscheeri = Ausencia Agreg crstalino Rlesteraitos Morse: Pusmas <= Dalo tallante Echinomasiusmanposensis Ecninomastusunguispinus A o > E 43 Figura 22. Reconstrucción de estados de carácter ancestrales por parsimonia de A) biominerales medulares y B) del hábito de los biominerales medulares. B A 44 7. DISCUSION Un biomineral es cualquier mineral que se precipita por medio de la acción biológica, sea intracelular o extracelular (Lowenstam, 1981; Skinner, 2005; Skinner y Jahren, 2007). De acuerdo a Lowenstam (1981) debe considerarse la biomineralización biológicamente inducida a las precipitaciones intracelulares que involucra la precipitación adventicia de minerales inorgánicos por reacciones de iones extraños con productos metabólicos extruidos a lo largo o en las paredes celulares. Los productos obtenidos están adheridos a la pared celular y son cristaloquímicamente heterogéneos, como sucede en estromatolitos. Por otro lado, la biomineralización biológicamente controlada involucra el depósito especializado de minerales y estos, en conjunto con biomoléculas, presentan propiedades cristaloquímicas especie-específica tales como sucede en vertebrados para formar huesos, cascarones y dientes. En plantas y en específico, los biominerales de la tribu Cacteae los productos de biomineralización son biológicamente controlados, debido a que se producen en células y tejidos específicos dentro de los distintos géneros y especies de Cacteae. En cuanto a la terminología Metcalfe y Chalk (1950) y Carlquist (2001) han nombrado a los biominerales como contenidos o inclusiones minerales; sin embargo, considero que nombrarlos así no es adecuado, debido que no solo se depositan en la vacuola celular (intracelulares), también pueden depositarse en las pared celulares (extracelulares) como en las hojas de la conífera del género Tsuga (Horner y Wagner, 1995) y como se observó para algunas especies de Mammillaria, por esta razón contenido o inclusión no sería un término correctamente utilizado, biomineral es un término ampliamente utilizado para la precipitación de cualquier mineral intra o extracelularmente mediante la acción biológica. En este trabajo se reconocieron seis categorías, para agrupar a los biominerales con respecto a lo observado en microscopia de luz, microscopia electrónica de barrido y EDS. Los agregados cristalinos se componen de tres elementos principalmente, el carbono, oxígeno y calcio, con birrefringencia en luz polarizada, por lo tanto estarían formadas por estructuras de oxalato de calcio. En los biominerales corticales de Lophophora williamsii (Lem. ex Salm-Dyck) J.M. Coult., también se detectó la presencia de silicio y hierro, lo que pudiera modificar el hábito y estructura molecular del biomineral. Sin embargo, en otra especie que presenta estos agregados cristalinos no presentan otros elementos distintos a 45 los ya reconocidos para el oxalato de calcio. El estado de hidratación que describen Hartl et al. (2007) para L. williamsii es dihidrato de oxalato de calcio. Las areniscas se componen de carbono, oxígeno, calcio y trazas de magnesio para los biominerales extracelulares de Mammillaria albilanata y para los biominerales intracelulares de M. candida trazas de sodio y aluminio. En ambas especies los biominerales con luz polarizada presentan birrefringencia. Los registros conocidos de areniscas intracelulares para Cactaceae, son los de Hartl et al. (2007), quienes mencionan cristales de monohidrato de oxalato de calcio en la región cortical de M. candida y M. geminispina y para la región cortical de Oreocereus celsianus (Lem. ex Salm-Dyck) Riccob. por Kalashnyk et al. (2016). La formación de estos cristales no ha sido documentada en Cactaceae; sin embargo, estudios en Beta vulgaris de microscopia electrónica de transmisión (Franceschi, 1984) consideran que las areniscas se precipitan en la vacuola celular en numerosas cámaras cristalinas. Estas cámaras cristalinas también han sido observadas en los rafidios de Eichhornia crassipes (Mart.) Solms (Arnott y Pautard, 1970). En el caso de las areniscas extracelulares habían sido descritas previamente para algunas especies de Mammillaria como cristales cuticulares (Hunt et al., 2006; Lüthy, 1995). Las observaciones en MEB, me permitieron reconocer que las areniscas se depositan entre la pared celular y la cutícula y en ocasiones, no solo se depositan en las paredes periclinales sino también en las paredes anticlinales (Fig. 3). Por esta razón, considero que se les nombre como areniscas extracelulares. Franceschi y Horner (1980) consideraban que la formación de cristales extracelulares se produce dentro de la célula y durante el desarrollo de ésta, los cristales se desplazan del protoplasma celular hacia la pared celular. Sin embargo, no hay estudios que avalen este proceso, así que podría en un futuro estudiarse la formación de los biominerales extracelulares en Mammillaria y en específico la serie Supertextae donde son comunes. En la literatura botánica y en específico en los trabajos anatómicos se utiliza comúnmente el termino genérico “cuerpo de sílice” (Carlquist, 2001; Metcalfe and Chalk, 1950) para los sólidos amorfos (no cristalinos) que no producen birrefringencia en luz polarizada y que están compuestos principalmente dióxido de silicio (Bauer et al., 2011). Aunque, en estudios arqueológicos y de ciencias de la tierra se prefiere utilizar el término “fitolito”. El número de cuerpos de sílice o fitolitos, como lo mencionan Neumann et al. 46 (2019) asciende a 19 morfotipos por lo que proponen un código que permite diferenciar estos cuerpos de sílice en las diferentes familias de plantas. En Echinocactus y Ferocactus se pueden determinar cómo esferoidales equinados a esferoidales ornados. La revisión de este carácter a profundidad pudiera ayudar a resolver diferencias estructurales entre los fitolitos de los géneros antes mencionados. En cuanto a su composición presentan carbón, oxígeno y silicio, además de trazas de calcio. La presencia de carbón, calcio y silicio también ha sido detectada en otros cuerpos de sílice registrados en Morus alba (Tsutsui et al., 2016). Es interesante mencionar que estas estructuras pudieran ser la unión de dos biominerales como el ópalo y el oxalato de calcio. La unión de dos biominerales en plantas se ha descrito en los cistolitos de Ficus microcarpa, donde se deposita primero silicio y magnesio y la región externa de carbonato de calcio amorfo (Gal et al., 2012b). Cabe destacar que los cuerpos de sílice no son exclusivos de la tribu Cacteae, han sido descritos para la tribu Echinocereeae en la epidermis e hipodermis de 25 especies de Stenocereus (Gibson y Horak, 1978; Loza-Cornejo y Terrazas, 2003; Terrazas et al., 2005) y Echinocereus pensilis (Loza- Cornejo y Terrazas, 2003); así como en Wigginsia tephracantha, tribu Notocacteae, en una forma cristalina denominada alfa-cuarzo (Monje y Baran, 2000). El término esferulito podría definirse como un agregado policristalino con subunidades cristalinas perpendiculares al núcleo, se caracteriza por tener bandas concéntricas y en luz polarizada se identifica la cruz de extinción (Shtukenberg et al., 2012). En el caso de los esferulitos de oxalato de calcio han sido descritos con el nombre de esferocristales (Möbius, 1885; Loza-Cornejo y Terrazas, 2003; Vázquez-Sánchez, 2012) o de drusas concéntricas (De la Rosa-Tilapa et al., 2019). Su composición es carbono, oxígeno y calcio, las modificaciones a su estructura de los cristalitos podría darse por los diferentes elementos que llegan a encontrarse en las distintas especies estudiadas, como el aluminio o el magnesio. La mayoría de las especies que presentan esferulitos y comparando las especies con los datos reportados por Hartl et al. (2007) se corresponderían estructuralmente a cristales con moléculas de dihidrato de oxalato de calcio (ver Cuadro 4). Las drusas son estructuras con un núcleo de areniscas y a diferencia de los esferulitos, las proyecciones de sus cristalitos tienen terminaciones muy agudas. Las especies analizadas con EDS, muestran la dominancia de carbono, oxígeno y calcio y de la 47 birrefringencia en luz polarizada seria atribuible al oxalato de calcio. En estas estructuras presentes en Echinocactus grusonii Hildm. y Turbinicarpus alonsoi se encontraron en común elementos como el sodio y en esta última especie además trazas de silicio, aluminio, magnesio y potasio. Algunos autores las nombraron como “star crystals” (Metcalfe y Chalk, 1950); en Cactaceae Bailey (1961) las nombró como “druse conspicuosly stellate” para Pereskia. Hartl et al. (2007; ver cuadro 4) encontraron monohidrato de oxalato de calcio con trazas de dihidrato de oxalato de calcio en E. grusonii y T. valdezianus. En T. gielsdorfianus (Werderm.) John & Riha, T. schmiedickeanus subsp. flaviflorus (G. Frank & A.B. Lau) Glass & R.A. Foster, T. schmiedickeanus subsp. schwarzii (Shurly) N.P. Taylor y Kadenicarpus pseudomacrochele, estas estructuras se conforman de monohidrato de oxalato de calcio, por lo tanto la evidencia apunta a que las drusas estructuralmente se conforman principalmente de este estado de hidratación, como también se ha reportado para las drusas de especies de Cylindropuntia, Grusonia, Maihueniopsis, Opuntia, Pereskia, Pereskiopsis, Tacinga, Tephrocactus y Quiabentia (Hartl et al., 2007; Monje y Baran, 2002, 1997). Los prismas y agregados de prismas de las especies analizadas con EDS, muestran la presencia de carbono, oxígeno y calcio y la birrefringencia en luz polarizada sería atribuible al oxalato de calcio. Los biominerales de estructuras cuadrangulares o rectangulares pueden estar conformadas de dihidrato de oxalato de calcio (Hartl et al., 2007; ver Cuadro 4) como se observan en algunas especies de Coryphantha, Epithelantha Ferocactus y Stenocactus. Las estructuras hexagonales, rombos y paralelogramos serían más afines a la estructura del monohidrato de oxalato de calcio (Hartl et al., 2007; ver Cuadro 4), como las que se encuentran en especies de Coryphantha, Kadenicarpus y Turbinicarpus. 48 Cuadro 4. Estado de hidratación (eh) de los biominerales [(1) Hartl et al. (2007), (2) Frausto-Reyes et al. (2014), (3) López-Macías et al. (2019) y (4) De la Rosa-Tilapa et al., 2020] y la estructura registrada en los tallos (epid.= epidermis, hipo.=hipodermis, córt=córtex, med.=médula). DOC=dihidrato de oxalato de calcio doc=trazas de dihidrato de oxalato de calcio, MOC= monohidrato de oxalato de calcio, moc= trazas de monohidrato de oxalato de calcio. AR: Areniscas, AGC: Agregados cristalinos, DR: Drusas, ES: Esferulitos, PR= prismas y agregados de prismas. Especie 1 2 3 4 Este trabajo eh eh eh eh Epid. Hipo . Córt. Méd. Acharagma roseanum DOC - - ES ES Ariocarpus retusus DOC - - ES - A. retusus subsp. trigonus DOC - - PR, ES ES Astrophytum asterias DOC - PR ES ES A. myriostigma DOC - PR ES ES Aztekium ritteri DOC + MOC - ES ES ES Coryphanta calipensis DOC - ES AGC - C. clavata DOC - PR ES ES Echinocactus grusonii MOC + doc - - DR DR E. plathyacanthus DOC - CS ES ES E. texensis DOC - CS ES ES Epithelantha micromeris MOC + DOC - - PR, ES PR Ferocactus cylindraceus DOC - CS PR PR F. latispinus DOC - CS ES ES F. robustus DOC - - PR PR Geohintonia mexicana DOC - - ES - Kadenicarpus pseudomacrochele MOC - PR - - Leuchtenbergia principis DOC - ES PR, ES PR, ES Lophophora williamsii DOC - - AGC - Mammillaria candida MOC + doc - - AR AR, ES M. geminispina MOC + doc AR - ES - M. uncinata DOC - - PR PR Neolloydia conoidea MOC - ES ES ES Obregonia denegrii DOC - ES ES ES Ortegocactus macdougalli DOC + moc - - ES - Pelecyphora aselliformis DOC - ES ES ES Stenocactus crispatus DOC - PR PR - Strombocactus disciformis doc - ES ES ES Turbinicarpus gielsdorfianus MOC + doc - PR - - T. schmiedickeanus subsp. flaviflorus MOC - PR DR - T. schmiedickeanus subsp. schwarzii MOC - PR DR DR T. valdezianus MOC + doc - PR DR DR 49 7.1 Estados de hidratación del oxalato de calcio Si las estructuras se correlacionan con los estados de hidratación entonces de acuerdo a Hartl et al. (2007; Cuadro 4) los biominerales más dominantes son los esferulitos y los prismas cuadrangulares y rectangulares, estos últimos de acuerdo a las especies estudiadas por Hartl et al. (2007), parecen estar más relacionados con el dihidrato de oxalato de calcio. Las especies de Turbinicarpus, Kadenicarpus y Echinocactus grusonii tienen las formas de monohidrato de oxalato de calcio como sucede en los linajes tempranamente divergentes como Cylindropuntia, Grusonia, Maihueniopsis, Opuntia, Pereskia, Pereskiopsis, Tacinga, Tephrocactus y Quiabentia (Hartl et al., 2007; Monje y Baran, 2002). Como mencionan Hartl et al. (2003, 2007), la presencia de varias estructuras de cristales dentro de los tallo de una misma especie; por ejemplo, prismas cuadrangulares y esferulitos podría estar relacionados con la “maduración” del cristal, en la región cortical se pueden producir estructuras solitarias y después como maclas (agrupación simétrica de cristales idénticos) y posteriormente agregados esféricos por lo que pudiéramos estar observando estados transicionales en un cristal del mismo estado de hidratación del oxalato de calcio, aunque la pregunta relevante sería ¿Por qué en algunos tejidos se limita el crecimiento de los cristales? 7.2 Biominerales por género. Acharagma Las especies de Acharagma carecen de biominerales en la región epidérmica e hipodérmica. Se encontraron en la región cortical biominerales cristalinos con estructuras de esferulitos y prismas en A. aguirreanum (Glass & R.A.Foster) Glass y A. roseanum (Boed.) E. F. Anderson. No hay registros previos para algún tipo de biomineral, excepto el estudio Hartl et al. (2007), donde se reporta en A. roseanum estructuras de dihidrato de oxalato de calcio. Ariocarpus Las especies de Ariocarpus carecen de biominerales en la región epidérmica e hipodérmica, pero están presentes en córtex y médula. Jones y Bryant (1992) mencionan que en la sección epidérmica-hipodérmica de A. fissuratus presentaba algún tipo de 50 biomineral. En este trabajo no se observó ningún biomineral en dichas secciones anatómicas. Para la región cortical y medular de la misma especie, estos autores describieron masas ovales de cristales con terminaciones de pequeños cristales cuadrados, estos biominerales corresponde a los esferulitos que observé en la región cortical y medular del tallo de las 5 especies de Ariocarpus. Hartl et al. (2007) caracterizan estructuras de dihidrato de oxalato de calcio en A. retusus. De la Rosa-Tilapa et al. (2020) detectaron la presencia de esferulitos de dihidrato de oxalato de calcio en tejidos del tallo y solo en la región medular se detectó carbonato de calcio en A. retusus subsp. trigonus. Astrophytum Las especies de Astrophytum carecen de biominerales epidérmicos, no así en la hipodermis donde son abundantes los prismas. En este género los cristales hipodérmicos habían sido descritos por Loza-Cornejo y Terrazas (2003) como esferocristales, mientras que Kalashnyk et al. (2016), los describen con prismas y drusas en plántulas de A. myriostigma. Vázquez-Sánchez (2012), considera que las especies de Astrophytum tienen esferocristales de tipo A. Nuestras observaciones confirman que únicamente se encuentran prismas en la hipodermis. Además en la región cortical y medular abundan los esferulitos, siendo en la región medular de los biominerales de mayor talla para la tribu. Hartl et al. (2007) describen cristales de dihidrato de oxalato de calcio para A. myriostigma, lo que probablemente corresponda a los esferulitos corticales o medulares por lo abundantes que son. De la Rosa- Tilapa et al. (2020) encontraron que el dihidrato de oxalato de calcio estaba presente en los biominerales de los tejidos hipodérmico, cortical y medular del tallo. Sin embargo, notaron que la presencia de silicio y aluminio podría estar relacionada con la presencia de biominerales con aluminosilicatos u óxidos de aluminio. Cabe señalar que el aluminio también se encontró en los biominerales de A. ornatum. La forma prismática que adquieren los biominerales en la hipodermis es muy característica por lo que sugiero se revise a profundidad. Aztekium No se observaron biominerales en la epidermis pero si en las otras regiones estudiadas y en todas se distinguen por tener la misma estructura, esferulitos. Gibson (1973) describe drusas con cruz de extinción en la hipodermis de A. ritteri. Considero que son similares a los 51 esferulitos hallados en este trabajo. Los esferulitos hipodérmicos distinguen a Aztekium de todos los otros géneros por su tamaño (62 µm), excepto con Ferocactus echidne con quien comparte el tamaño (57 µm). Por su parte, Anderson y Skillman (1984) y Porembsky (1996), reportaron para A. ritteri cristales esféricos similares a las imágenes obtenidas en para este estudio. Coryphantha El género Coryphantha no presenta biominerales en la región epidérmica. En la región hipodérmica están presentes como prismas o esferulitos, excepto en C. macromeris donde están ausentes. C. macromeris en la filogenia de Vázquez-Sánchez et al. (2013) se agrupa con Echinomastus intertextus y tres especies de Escobaria que tampoco tienen cristales hipodérmicos. De acuerdo a Vázquez-Benítez et al. (2016), C. macromeris se separa del resto de las especies de Coryphantha por presentar surcos incompletos en los tubérculos y tépalos fimbriados. La evidencia de ambos trabajos apoyaría la hipótesis de que Coryphantha no tiene un ancestro en común. En otras especies de Coryphantha se han registrado cristales hipodérmicos como los registros aportados por Lauterbach (1889) quien reporta la presencia de cristales debajo de la región epidérmica de C. octacantha. Boke (1961b) describe drusas y prismas en C. erecta y C. octacantha y en este trabajo se corroboran las formas prismáticas en la región hipodérmica en C. erecta, añadiendo que los biominerales hipodérmicos son prismas hexagonales y algunos agregados de prismas. Loza- Cornejo y Terrazas (2003) describieron con el nombre de esferocristales a los biominerales en C. pallida y C. retusa. Consideramos que el término hace referencia a los esferulitos hipodérmicos hallados en Coryphantha sp., C. glanduligera y C. radians. En la región cortical, Lauterbach (1889) describe cristales como drusas en C. macromeris y posteriormente los registros de Metcalfe y Chalk (1950) consideran que las especies de Coryphantha (sin especificar las especies) tienen células cristalíferas y esferocristales. Frausto-Reyes et al. (2014) mencionan que C. clavata tiene agregados cristalinos de dihidrato de oxalato de calcio. En este trabajo se observaron en la región cortical y medular de Coryphantha sp. y C. bumamma agregados cristalinos y en C. clavata, C. georgii, C. glanduligera, C. macromeris y C. radians esferulitos, mientras que los prismas son frecuentes en C. erecta y C. potosiana. Este género muestra una alta diversidad de 52 estructuras, por lo que estudiar las especies restantes podría contribuir a apoyar la delimitación de sus especies. Cumarinia Cumarinia odorata no presenta biominerales en la región epidérmica e hipodérmica. En la región cortical y medular presenta esferulitos. No hay registros previos de biominerales en esta especie. Echinocactus La epidermis de las especies de Echinocactus carece de biominerales. De las cinco especies cuatro de ellas presentan cuerpo de sílice en la región hipodérmica. Jones y Bryant (1992) describieron para la región epidermis-hipodermis pequeños fitolitos (cuerpos de sílice) en E. horizonthalonius, los cuales consideran que tienen formas irregulares o como masas redondeadas. De acuerdo a sus observaciones, mencionan que estaban compuestos de sílice sin realizar ningún tipo de análisis. Los resultados tanto con luz polarizada como con EDS confirman que los biominerales son cuerpos de sílice que se presentan exclusivamente en la región hipodérmica de 4 de las 5 especies de Echinocactus. La excepción es E. grusonii que no presenta ningún tipo de biomineral en la hipodermis. Cabe resaltar que E. grusonii no pertenece a Echinocactus como evidencian las filogenias moleculares más recientes ( Vázquez-Sánchez et al., 2013; Vargas-Luna et al., 2018). Jones y Bryant (1992) describieron biominerales en la región cortical, drusas de terminaciones cuadradas y débilmente agudas en E. horizonthalonius. Los esferulitos son comunes en las regiones cortical y medular del tallo de las especies de Echinocactus. En E. texensis y E. horizonthalonius la estructura cristalina es de dihidrato de oxalato de calcio (Hartl et al., 2007; De la Rosa-Tilapa et al., 2020), los esferulitos no contienen terminaciones agudas en los cristalitos como sucede en las drusas. La región cortical y medular de E. grusonii presenta drusas y difiere del resto de los Echinocactus. Hartl et al. (2007) también identificaron diferencias de E. grusonii con el resto de los Echinocactus, en sus drusas domina el monohidrato de oxalato de calcio. Los resultados apoyan la exclusión de E. grusonii de Echinocactus por carecer de cuerpos de sílice en la región hipodérmica y esferulitos en córtex y médula. 53 Echinomastus Las especies que conforman a Echinomastus no presentan biominerales epidérmicos. Solo E. unguispinus presenta esferulitos hipodérmicos, E. intertextus carece de biominerales. En la región cortical E. unguispinus presenta esferulitos mientras E. intertextus presenta drusas. La región medular de E. intertextus también presenta drusas. La filogenia de Vázquez-Sánchez et al. (2013) sugiere que Echinomastus no es monofilético, debido a que E. warnockii, E. mariposensis y E. unguispinus se encuentran más relacionados con Sclerocactus scheeri y E. intertextus se encuentra más relacionado con Escobaria dasycantha y Coryphantha macromeris. No hay registros publicados previos de biominerales para este género. El estudio de otras especies asignadas a la fecha en Echinomastus permitirá apoyar una nueva circunscripción de este género. Epithelantha Epithelantha micromeris no presenta ningún tipo de biomineral en la región epidérmica, ni hipodérmica del tallo. En la región cortical presenta numerosos prismas por célula y en otras células de la misma región del tallo esferulitos. En la médula solo presenta varios prismas en cada una de sus células. En las muestras de biominerales estudiadas con EDS presentan silicio y titanio, una característica hasta ahora única en Epithelantha con respecto a otros géneros de Cacteae. Hartl et al. (2007) consideran que ambos estados de hidratación están presentes en los tallos de E. micromeris y podrían corresponder a los dos tipos encontrados. Por lo que sugiero el uso de la microespectroscopia Raman que sería útil para identificar biominerales debido a que se puede realizar análisis en muestras muy pequeñas hasta de un micrómetro (Horiba, 2020). Escobaria Las especies de estudiadas de Escobaria no presentaron ningún tipo de biomineral en la región epidérmica e hipodérmica. En la región cortical y medular son comunes los esferulitos en E. dasyacantha y E. laredoi mientras que en E. missouriensis los esferulitos y prismas. No hay registros previos de biominerales para este género. 54 Ferocactus En la región epidérmica ninguna especie de Ferocactus tiene biominerales. En la región hipodérmica de F. flavovirens, F. glaucescens, F. haematacanthus, F. hamatacanthus y F. robustus, no se observaron biominerales. F. echidne presenta prismas en la región hipodérmica y el resto de las especies y subespecies estudiadas cuerpos de sílice. Grego- Valencia et al. (2014) reportaron cuerpos de sílice en la hipodermis del 90 % de las especies estudiadas de Ferocactus, lo cual se corrobora en este estudio. Gibson (1973) registro cristales poliédricos en la región cortical de F. cylindraceus (Engelm.) Orcutt y Frausto-Reyes et al. (2014) describen prismas en F. latispinus. Las observaciones realizadas en 25 especies de Ferocactus para la región cortical y medular muestran que los prismas y agregados de prismas son comunes; aunque en algunas especies se pueden encontrar ambas estructuras como esferulitos y prismas, pero con una dominancia de los últimos. Hartl et al. (2007) describen dihidratos de oxalato de calcio en F. cylindraceus y F. robustus. Frausto-Reyes et al. (2014) detectaron prismas y agregados de prismas de dihidrato de oxalato de calcio en la región cortical de F. latispinus. Geohintonia No presenta biominerales epidérmicos, ni hipodérmicos. Los esferulitos se encuentran únicamente en la región cortical del tallo. No hay biominerales en la región medular. No se tienen registros previos de la estructura de biominerales para el género. Hartl et al. (2007) caracterizan dihidratos de oxalato de calcio en los biominerales de G. mexicana. Kadenicarpus Las especies de Kadenicarpus no presentan biominerales en la región epidérmica. En la región hipodérmica se encuentran prismas y se confirman los registros de De la Rosa-Tilapa et al. (2019), quienes describieron cristales prismáticos en K. horripilus y K. pseudomacrochele. La presencia cercana al 6 % de aluminio en los biominerales de la hipodermis de K. horripilus sería una posible carácter que pudiera diferenciar a Kadenicarpus con respecto a las especies de Turbinicarpus, aunque se requieren estudios en un mayor número de especies para apoyar esta hipótesis. Las regiones cortical y medular 55 no presentan drusas. Hartl et al. (2007) describen monohidratos de oxalato de calcio en K. pseudomacrochele (Backeb.) Doweld. Leuchtenbergia Leuchtenbergia principis no contiene ningún biomineral en las células epidérmicas, pero en la región hipodérmica contiene esferulitos como ya había sido descrito por Lauterbach (1889) como esferocristales en L. principis, Vázquez-Sánchez (2012) también reportó esferocristales en la hipodermis. En la región cortical y medular se presentan esferulitos en esta especie. Hartl et al. (2007) caracterizan dihidrato de oxalato de calcio en L. principis. Lophophora Las especies de Lophophora no presentan ningún tipo de biomineral en la región epidérmica e hipodérmica. Boke y Anderson (1970) registraron células corticales con drusas. Sin embargo, en este estudio fue difícil establecer el hábito en los biominerales observados, los considere como agregados cristalinos y se presentan en la región cortical del tallo de ambas especies de Lophophora. Hartl et al. (2007) describen dihidrato de oxalato de calcio en los biominerales de L. williamsii. Mammillaria Mammillaria no tiene biominerales intracelulares en los tejidos epidérmicos, ni hipodérmicos. Se presentan cristales extracelulares en algunas especies. Este carácter había sido descrito previamente por Lüthy (1995) en M. geminispina como cristales cuticulares. Considero que cristales extracelulares sería el término más adecuado como lo describen Loza-Cornejo y Terrazas (2003), debido a que los biominerales se depositan en las paredes periclinales de las células epidérmicas y la cutícula y, en algunos casos, en las paredes anticlinales, como sucede en M. tegelbergiana y en esta última especie extracelularmente en la hipodermis. Boke (1961a) describe agregados cristalinos como drusas para M. longimamma y para M. sphaerica. Jones y Bryant (1992) describen para M. lasiacantha Engelm. y M. heyderi masas de cristales con terminaciones cuadradas y masas alargadas de cristales con terminaciones cuadradas. Kalashnyk et al. (2016) reportaron para plántulas de M. columbiana prismas y drusas en la región cortical. Las descripciones anteriores coinciden 56 con los prismas encontrados en la región cortical, cabe señalar que en las especies estudiadas no se encontraron drusas, pero sí esferulitos. Hartl et al. (2007) describen areniscas en el córtex de M. geminispina, pero la muestra estudiada aquí de M. geminispina solo tenía esferulitos en la región cortical. En M. albilanata, M. tegelbergiana y M. elongata se presentan varios prismas en cada una de las células del tejido medular. Mammillaria tiene el mayor número de especies y deberán estudiarse un mayor número para confirmar la presencia de cristales extracelulares, así como prismas y esferulitos en las regiones cortical y medular. M. candida en el tejido cortical presenta células con areniscas y esferulitos. Las areniscas ya habían sido previamente reportadas por Hartl et al. (2007) pero no los esferulitos. En la región medular se presentan prismas de uno o más por célula, areniscas y esferulitos. Hartl et al. (2007) detectaron que en M. elegans, M. geminispina y M. candida se presentan areniscas cristalinas de monohidrato de oxalato de calcio; en M. moelleriana y M. magnimamma solo se hace mención al estado de hidratación, monohidrato y trazas de dihidrato de oxalato de calcio para la primera y dihidrato de oxalato de calcio para la segunda especie antes mencionada. López-Macías et al. (2019) detectaron cristales de dihidrato de oxalato de calcio en los tallos de M. uncinata. De la Rosa-Tilapa et al. (2020) detectaron también la presencia de cristales de dihidrato de oxalato de calcio en M. melanocentra subsp. rubrograndis (Repp. & A.B. Lau) D.R. Hunt y M. sphaerica A. Dietr. Además abren la posibilidad de estudiar la presencia de silicatos debido a que fueron identificados en el tejido hipodérmico, cortical, del cilindro vascular y medular del tallo de las especies antes mencionadas. Neolloydia Las especies de Neolloydia carecen de biominerales en la epidermis. Los biominerales se pueden encontrar o no en la región hipodérmica. Cabe destacar que de los cuatro individuos estudiados de N. conoidea, dos no presentan biominerales en la hipodermis, los otros dos de N. conoidea y N. matehualensis si los presentan. En la región cortical se presentan esferulitos. La región medular de las especies estudiadas son escasos los esferulitos. Hartl et al. (2007) identificaron monohidratos de oxalato de calcio en N. conoidea y dihidrato de oxalato de calcio en N. conoidea var. grandiflora. 57 Obregonia Obregonia denegrii no presenta biominerales en la región epidérmica. En la región hipodérmica presenta esferulitos. En la región cortical y medular también se presentan los esferulitos. No hay registros previos de biominerales. Ortegocactus No se presentan biominerales en la región epidérmica, hipodérmica y medular de Ortegocactus macdougallii, pero si hay esferulitos presentes en la región cortical. No hay registros previos de biominerales. Pelecyphora Las especies de Pelecyphora no presentan biominerales en la región epidérmica, pero en la región hipodérmica presentan esferulitos, como los describió Boke (1959) utilizando el término “drusas esféricas” en P. aselliformis y P. strobiliformis. En la región cortical y medular en ambas especies se presentan esferulitos. Hartl et al. (2007) registraron dihidrato de oxalato de calcio en P. aselliformis. Rapicactus Las especies de Rapicactus no presentan biominerales en el tejido epidérmico. En la región hipodérmica son abundantes los esferulitos. Los biominerales habían sido descritos previamente por De la Rosa-Tilapa et al. (2019) como drusas concéntricas. Los esferulitos también abundan en el tejido cortical y medular de algunas especies. Sclerocactus Sclerocactus scheeri no presenta biominerales en el tejido epidérmico ni en el hipodérmico. El tejido cortical y medular presenta abundantes esferulitos y prismas. No hay registros previos de la presencia de biominerales en este género. Stenocactus En las especies de Stenocactus no se observaron biominerales en las células epidérmicas. En el tejido hipodérmico abundan los prismas. Los prismas también son abundantes en el tejido cortical y medular. En S. pentacanthus se presentan esferulitos y prismas. No hay 58 registros previos de la estructura de los biominerales para el género. Hartl et al. (2007) describen dihidrato de oxalato de calcio en S. crispatus. Strombocactus Las especies de Strombocactus no contienen biominerales en el tejido epidérmico. El tejido hipodérmico contiene esferulitos. Anderson y Skillman (1984) ya habían registrado biominerales en la hipodermis de S. disciformis, a los cuales nombraron como cristales esféricos. El tejido cortical contiene esferulitos en ambas especies. S. disciformis presenta esferulitos en el tejido medular, pero S. corregidorae carece de ellos. Hartl et al. (2007) describen dihidrato de oxalato de calcio en S. disciformis. Thelocactus Las especies estudiadas de Thelocactus no presentan ningún tipo de biomineral en los tejidos epidérmico e hipodérmico. En el tejido cortical y medular del tallo se observaron esferulitos. En T. conothelos y T. leucanthus se encuentran esferulitos y prismas. Mosco y Zanovello (2000) mencionan que en los tallos de Thelocactus hay cristales de oxalato sin especificar la estructura ni el tejido. Turbinicarpus Las especies de Turbinicarpus no presentan biominerales en los tejidos epidérmicos. Los prismas se presentan en el teijdo hipodérmico. Boke (1959) y Loza-Cornejo y Terrazas (2003) observaron prismas en la hipodermis de T. valdezianus y T. schmiedickeanus, respectivamente. De la Rosa-Tilapa et al. (2019) consideraron que los prismas son característicos del tejido hipodérmico de Turbinicarpus y en la región cortical y medular se observaron drusas, como se confirma en este trabajo. Hartl et al. (2007) obtienen lecturas en los biominerales con monohidrato de oxalato de calcio en T. gielsdorfianus, T. schmiedickeanus subsp. flaviflorus y T. schmiedickeanus subsp. schwarzii y T. valdezianus. 7.3 Reconstrucción de estados de carácter ancestrales El ancestro común de las especies de Cactaceae de acuerdo a la filogenia de Vázquez- Sánchez et al. (2013) parece haber tenido drusas en la región hipodérmica (Fig. 14). Carácter 3) como los linajes tempranamente divergentes de Cactaceae como Pereskia y el 64 % de las especies Opuntioideae (Mauseth, 2005; Mauseth y Landrum, 1997). Hartl et al. 59 (2007) consideran que en su mayoría los biominerales hipodérmicos de Opuntioideae son de monohidrato de oxalato de calcio. En Blossfeldia liliputana, el grupo hermano de Cactaceae (Bárcenas et al., 2011), ha perdido los biominerales hipodérmicos (Mauseth, 2006) y los ancestros de Cacteae parece también perdieron los biominerales hipodérmicos. Dentro de Cacteae los linajes tempranamente divergentes como Geohintonia carecen de biominerales hipodérmicos. En Aztekium se adquirió la presencia de los biominerales hipodérmicos y cabe destacar que en A. ritteri se presentan como esferulitos, siendo los de mayor tamaño y con la proporción más alta de calcio detectada en la tribu. En Astrophytum los prismas cristalinos se caracterizan por tener proporciones bajas de magnesio, aluminio, potasio y silicio y proporción mediana de calcio. En su grupo hermano Echinocactus surgen como una novedad los cuerpos de sílice amorfo de tamaños medianos, con proporciones bajas de aluminio, magnesio, potasio, calcio y de una alta proporción de sílice (ver Figs. 9, 11, 13, 14, 16, 17, 19). Los biominerales hipodérmicos amorfos son un carácter que en Cacteae que se han adquirido en dos eventos independientes en Echinocactus y en algunos taxa del clado Ferocactus como F. cylindraceus, F. emoryi, F. fordii, F. gracilis, F. herrerae, F. latispinus, F. macrodiscus, F. pilosus, F. peninsulae, F. townsendianus, F. recurvus, F. viridescens y F. wislizenii. En estas especies, los biominerales amorfos varían en su tamaño y en cuanto a la composición tienen proporciones bajas de aluminio, magnesio, bajas y medianas de calcio, medianas a altas de potasio y altas de sílice. Los cuerpos de sílice amorfos no se reconocen como sinapormorfia para Ferocactus, con base en el análisis de evolución de caracteres realizado, porque hay 6 especies de Ferocactus (F. alamosanus, F. hamatacanthus, F. haematacanthus, F. glaucescens, F. robustus y F. flavovirens) que no los presentan. Los taxa que se encuentran más cercanamente emparentados con Ferocactus como Echinocactus grusonii, Leuchtenbergia, Glandulicactus, Thelocactus y Stenocactus no tienen estos biominerales. Es importante resaltar que F. echidne es la única especie que presenta prismas cristalinos de gran tamaño en la región hipodérmica; sin embargo, los estudios de EDS muestran que contienen silicio en trazas como el resto de los Ferocactus con cuerpos de sílice amorfo. Leuchtenbergia tiene esferulitos cristalinos de tamaño promedio en la región hipodérmica, con proporciones 60 bajas de aluminio y magnesio y medianas de calcio. Stenocactus presenta prismas cristalinos de tamaño mediano a alto, los análisis de EDS indican bajas proporciones de aluminio y potasio, calcio de baja a mediana intensidad y en S. coptogonus únicamente presenta magnesio en alta proporción. Glandulicactus y Thelocactus carecen de biominerales hipodérmicos y Echinomastus unguispinus presenta esferulitos con proporciones bajas de magnesio, aluminio, potasio, y silicio. El tamaño de los biominerales hipodérmicos se reduce en los clados más derivados como Cochemiea, Coryphantha, Kadenicarpus, Obregonia, Turbinicarpus y Rapicactus; sin embargo, en otros géneros como Neolloydia, Pelecyphora y Strombocactus los esferulitos tienen mayor diámetro. Las proporciones de aluminio en los esferulitos de Rapicactus y Neolloydia, los esferulitos y prismas de Coryphantha y los prismas de Turbinicarpus son bajas, mientras que en los prismas de Kadenicarpus se presentan con mayor intensidad. Los esferulitos de Obregonia y Neolloydia tienen valores bajos de potasio, medianos en Kadenicarpus y altos en Coryphantha. Turbinicarpus y Kadenicarpus poseen valores bajos de silicio y medianos de magnesio. Cabe destacar que en Ariocarpus, Epithelantha, Escobaria, Mammillaria, Lophophora, Ortegocactus y Sclerocactus los biominerales hipodérmicos se han perdido. El ancestro común de las especies de Cactaceae de acuerdo a la filogenia de Vázquez- Sánchez et al. (2013) parece haber tenido drusas en la región cortical y medular. Estas drusas son un carácter plesiomórfico en la familia Cactaceae, como ocurren en Pereskia y Opuntiodeae (Mauseth, 2005; Mauseth y Landrum, 1997). Hartl et al. (2007) encontraron que en el tallo de Pereskioideae, Maihuenioideae y Opuntioideae hay un patrón a depositar en mayor proporción los monohidratos de oxalato de calcio y en trazas estructuras de dihidrato de oxalato de calcio. Blossfeldia, taxón hermano de Cacteae, carece de biominerales corticales y medulares (Mauseth, 2006). Cabe destacar que en Cacteae las drusas no son dominantes en la región cortical, se presentan cuatro veces en forma independiente en Echinocactus grusonii, Echinomastus intertextus, Kadenicarpus y Turbinicarpus. Los esferulitos son la forma más común dentro de la tribu y se presentan Geohintonia y Aztekium, taxa tempranamente diversificados en la tribu. Es decir, los esferulitos es la forma ancestral de biominerales cristalinos de la tribu Cacteae. De acuerdo 61 a Hartl et al. (2007) se depositan los esferulitos con la estructura de dihidrato de oxalato de calcio. Los prismas y agregados de prismas aparecen cuatro veces en forma independiente, siendo comunes en algunas especies de Coryphantha, en Ferocactus, Mammillaria y Stenocactus. La evidencia apunta a que se depositen como prismas de dihidrato de oxalato de calcio (Hartl et al., 2007). Los agregados cristalinos se presentan exclusivamente en la región cortical en Lophophora, Glandulicactus y algunas especies de Coryphantha y Mammillaria. 7.4 Composición de los biominerales en Cacteae Con base en las observaciones en microscopia de luz, el oxalato de calcio se encuentra en la mayoría de los individuos de la tribu Cacteae. La presencia de otros elementos distintos al carbono, oxígeno y calcio, como el aluminio, el estroncio, el níquel, el magnesio, el manganeso, el hierro y el potasio pudiera ser explicado por la propiedad que tiene la molécula de oxalato para unirse con una gran variedad de iones metálicos (Piro y Baran, 2018). Al-Rais et al. (1971) demostraron en sus experimentos con Beta vulgaris que la molécula de oxalato se puede unir a otros metales alcalinotérreos como el bario, el estroncio y el magnesio. Así se forman sales de oxalato de estroncio, oxalato de magnesio u oxalato de bario, probablemente con el fin de eliminar el ácido oxálico y el exceso de metales, los cuales serían tóxicos para las células vegetales (Al-Rais et al., 1971). Las especies de la tribu Cacteae requieren ser evaluadas con difracción de rayos X, para conocer la estructura cristalográfica de los biominerales tanto del tejido hipodérmico como del tejido cortical; un caso específico sería Kadenicarpus horripilus. En esta especie, los porcentajes de aluminio se elevan hasta el 6 % en promedio en la composición, por lo que es relevante ya que tiene una capacidad distinta (con respecto del resto de las especies estudiadas) de almacenar este elemento en sus biominerales hipodérmicos. En el ámbito de la cristalografía sería más preciso determinar la estructura cristalina de estos biominerales para conocer si se deposita como un oxido de aluminio o como un oxalato de aluminio. Ma y Takahashi (2002) caracterizando el contenido de silicio en distintas especies que crecían dentro de jardines botánicos notaron que había plantas acumuladoras de este elemento, plantas con menos acumulación o las que simplemente no lo acumulaban y 62 consideraron que el caso del silicio no dependía del suelo donde crecieran sino de la capacidad de las plantas para retener ese elemento. Se ha demostrado que las plantas acumulan ácido silícico del agua del suelo a través de proteínas transmembrana con poros selectivos, que pertenecen a una subfamilia específica de plantas de las acuaporinas llamadas proteínas intrínsecas de membrana similares a la nodulina 26 (NIPs; Grégoire et al., 2012; Trembath-Reichert et al., 2015). El ácido silícico se mueve a través del xilema y se deposita en diferentes órganos vegetales, en linajes tempranamente divergentes de plantas como Selaginellaceae, Equisetaceae, Marattiacaeae, y Osmundaceae, coníferas, monocotiledóneas y en menor medida en Eudicotiledóneas, en forma de cuerpos de sílice. La presencia de silicio es una característica que ha perdurado por al menos 400 millones de años y se ha desarrollado en eventos independientes (Trembath-Reichert et al., 2015). En el caso de las especies de Echinocactus y Ferocactus la acumulación de cuerpos de sílice pudiera ser explicada porque ambos géneros tienen alguna de estas acuaporinas, que permitieran la entrada de ácido silícico y posterior acumulación de cuerpos de sílice en la hipodermis. Se requieren más estudios para evaluar los procesos de acumulación de sílice en las especies de Echinocactus y Ferocactus. 7.5 Función de los biominerales epidérmicos e hipodérmicos Los biominerales que se encuentran en la epidermis e hipodermis de Cacteae pudieran tener una relación entre la forma en como incide la radiación solar en los tallos de las especies, debido a la gran abundancia. Las especies de Mammillaria que tienen biominerales extracelulares pudieran acumularlos para reflejar la luz. Porembski (1996) consideró que los cristales de oxalato de calcio que presenta Aztekium ritteri, tienen funciones como regulación de la temperatura y protegen los tejidos fotosintéticos de la radiación solar que incide en tallos, aunque esta característica no ha sido demostrada experimentalmente. Kuo-Huang et al. (2007) encontraron que la posición de las drusas en las células se altera en respuesta al crecimiento de Peperomia bajo distintas condiciones de luz. De acuerdo a estos autores, las drusas actúan como estructuras que dispersan la radiación en bajas condiciones de luz y cuando la luz es alta, las drusas dentro de las células se mueven para proteger de fotodaño al parénquima en empalizada. Gal et al. (2012a) encontraron que los oxalatos de calcio presentes en las células epidérmicas pueden 63 funcionar como dispersores de luz hacia el tejido fotosintético e igual que el estudio anterior proteger a los tejidos fotosintéticos de daño por el calor excesivo y la radiación solar. Korth et al. (2006) muestran micrografías electrónicas de las piezas bucales de la larva de Spodoptera exigua que indican que los cristales prismáticos de las hojas de Medicago truncatula actúan como abrasivos físicos durante la alimentación. Los prismas y agregados prismas de los géneros en Cacteae podrían servir también como una defensa mecánica contra la herbivoría, sin embargo no hay estudios que avalen esta hipótesis. En el caso de los cuerpos de sílice y debido a su abundancia en las especies estudiadas pudieran ser estructuras que prevengan el daño causado por la radiación UV y de esta manera evitar la fotoinhibición como lo demostraron (Pierantoni et al., 2017) para las hojas de Okra (Abelmoschus esculentus). En Cactaceae los cuerpos de sílice fueron propuestos como un mecanismo de defensa contra larvas de insectos (Gibson y Nobel, 1986). En ambos casos no se han probado estas hipótesis. Si los biominerales actúan como un mecanismo para dispersar la luz, la explicación que se le atribuiría a la pérdida de biominerales sería la presencia de otros mecanismos para evitar la radiación solar, como la presencia de una cutícula gruesa (225 µm) como ocurre en Ariocarpus fissuratus (Loza-Cornejo y Terrazas, 2003) o las de 30 µm de grosor de F. flavovirens, F. hamatacanthus (Grego-Valencia et al., 2014) en comparación con las cutículas de Turbinicarpus miden 3-5 µm en promedio en espesor (Loza-Cornejo y Terrazas, 2003) y todas las especies del género presentan biominerales hipodérmicos (De la Rosa- Tilapa et al., 2019). Otro mecanismo puede ser la acumulación de pectina en forma de papilas como sucede en las especies de Lophophora (Boke y Anderson, 1970; Loza-Cornejo y Terrazas, 2003) o la presencia de paredes primarias periclinales y anticlinales muy engrosadas tanto en la región epidérmica e hipodérmica en algunas especies de Mammillaria (observación personal). 7.6 Función de los biominerales corticales y medulares La presencia de biominerales en ambos tejidos pudiera ser producto de la acumulación y el deshecho celular en las vacuolas producto del metabolismo (Franceschi y Horner, 1980) debido a su abundancia en las regiones más maduras de las plantas en las especies de Cacteae. Otra hipótesis de la presencia de abundantes biominerales en ambas regiones, 64 sería la acumulación de calcio y carbono para los periodos de “inanición de las células” por ausencia de difusión de CO2 debido al estrés hídrico en Cacteae, como fue propuesto por Tooulakou et al. (2016), sin embargo se requieren estudios que corroboren esta explicación. La dominancia de estructuras de dihidrato de oxalato de calcio en la tribu Cacteae (Hartl et al., 2007) se podría deber a que esta estructura permite el flujo de moléculas de agua a través de los “canales zeoliticos” (Petit et al., 2018), es decir en la estructura cristalina habría moléculas de agua almacenada, que en conjunto al agua ya almacenada en la vacuola sería un reservorio extra de agua en los tejidos para los periodos de mayor sequía. 8. CONCLUSIONES Los biominerales en la tribu Cacteae son abundantes, pero hay especificidad entre biominerales y las células que los acumulan, de acuerdo con los registros de biominerales previos y los generados en este trabajo. Se considera que el desarrollo de los biominerales no es un evento aleatorio, existe suficiente evidencia en la literatura acerca de que su formación está regulada genéticamente, por lo que no dudo que en las especies de Cacteae suceda el mismo evento ya que la estructura cristalina y el hábito se conserva en la mayoría de las especies de algunos géneros como en Kadenicarpus, Leuchtenbergia, Pelecyphora, Rapicactus, Stenocactus, Strombocactus y Turbinicarpus y en otros géneros como Coryphantha aunque faltan especies por muestrear para verificarla presencia de estos biominerales. Por esta razón considero que los biominerales tienen valor en la sistemática dependiendo del tejido donde se depositen. En cuanto a la composición, los biominerales dominantes son los oxalatos de calcio, seguidos de los cuerpos de sílice. Los hábitos cristalinos dominantes en el oxalato de calcio son los esferulitos, los prismas y los agregados de prismas, siendo los menos dominantes las drusas, los agregados cristalinos, las areniscas extracelulares y las areniscas intracelulares. La condición ancestral dentro de los biominerales hipodérmicos en Cactaceae parece haber sido las drusas de monohidrato de oxalato de calcio. De acuerdo con los datos de trabajos previamente publicados y la estructura de los biominerales observados en este trabajo, el dihidrato de oxalato de calcio es dominante en la mayoría de los géneros de Cacteae. La condición ancestral dentro de Cacteae son esferulitos de dihidrato de oxalato de calcio, la más derivada seria la disminución del tamaño de los biominerales o su pérdida en el tejido hipodérmico. 65 LITERATURA CITADA Al-Rais, A.H., Myers, A., Watson, L., 1971. The isolation and properties of oxalate crystals from plants. Ann. Bot. 35, 1213–1218. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.aob.a084555 Anderson, E.F., 1986. A revision of the genus Neolloydia B.& R. (Cactaceae). Bradleya 4, 1–28. https://doi.org/10.25223/brad.n4.1986.a1 Anderson, E.F., Boke, N.H., 1969. The genus Pelecyphora (Cactaceae): resolution of a controversy. Am. J. Bot. 56, 314–326. https://doi.org/10.1002/j.1537-2197.1969.tb07538.x Anderson, E.F., Skillman, S.M., 1984. A Comparison of Aztekium and Strombocactus (Cactaceae). Syst. Bot. 9, 42. https://doi.org/10.2307/2418405 Arias, S., Terrazas, T., 2006. Análisis cladístico del género Pachycereus (Cactaceae) con caracteres morfológicos. Brittonia 58, 197–216. https://doi.org/10.1663/0007- 196X(2006)58[197:ACDGPC]2.0.CO;2 Arias, S., Terrazas, T., Cameron, K., 2003. Phylogenetic analysis of Pachycereus (Cactaceae, Pachycereeae) based on chloroplast and nuclear DNA sequences. Syst. Bot. 28, 547–557. https://doi.org/10.1043/02-17.1 Arnott, H.J., 1982. Three systems of biomineralization in plants with comments on the associated organic matrix, en: Biological Mineralization and Demineralization. Springer Berlin Heidelberg, Berlin, Heidelberg, pp. 199–218. https://doi.org/10.1007/978-3-642-68574-3_10 Arnott, H.J., 1966. Studies of calcification in plants, en: Fleisch, H., Blackwood, H.J.J., Owen, M. (Eds.), Calcified Tissues 1965: Proceedings of the Third European Symposium on Calcified Tissues. Springer Berlin Heidelberg: Germany, Berlin Heidelberg, pp. 152–157. https://doi.org/10.1007/978-3-642-49802-2_29 Arnott, H.J., Pautard, F.G.E., 1970. Calcification in plants, en: Biological Calcification: Cellular and Molecular Aspects. Springer US, Boston, MA, pp. 375–446. https://doi.org/10.1007/978-1- 4684-8485-4_8 Bailey, I.W., 1961. Comparative anatomy of the leaf-bearing Cactaceae III. Form and distribution of crystals in Pereskia, Pereskiopsis, and Quiabentia. J. Arnold Arbor. 42, 334–340. Bárcenas-Argüello, M.L., del Carmen Gutiérrez-Castorena, M., Terrazas, T., López-Mata, L., 2010. Rock-soil preferences of three Cephalocereus (Cactaceae) species of tropical dry forests. Soil Sci. Soc. Am. J. 74, 1374–1382. https://doi.org/10.2136/sssaj2009.0310 Bárcenas-Argüello, M.L., Gutiérrez-Castorena, M.C. de. C., Terrazas, T., 2015. The polymorphic weddellite crystals in three species of Cephalocereus (Cactaceae). Micron 77, 1–8. https://doi.org/10.1016/j.micron.2015.05.014 Bárcenas, R.T., Yesson, C., Hawkins, J.A., 2011. Molecular systematics of the Cactaceae. Cladistics 27, 470–489. https://doi.org/10.1111/j.1096-0031.2011.00350.x Bauer, P., Elbaum, R., Weiss, I.M., 2011. Calcium and silicon mineralization in land plants: Transport, structure and function. Plant Sci. 180, 746–756. https://doi.org/10.1016/j.plantsci.2011.01.019 66 Boke, N.H., 1961a. Structure and development of the shoot in Dolicothele. Am. J. Bot. 48, 316–321. https://doi.org/10.1002/j.1537-2197.1961.tb11644.x Boke, N.H., 1961b. Areole dimorphism in Coryphantha. Am. J. Bot. 48, 593–603. https://doi.org/10.1002/j.1537-2197.1961.tb11686.x Boke, N.H., 1960. Anatomy and development in Solisia. Am. J. Bot. 47, 59–65. https://doi.org/10.1002/j.1537-2197.1960.tb07095.x Boke, N.H., 1959. Endomorphic and ectomorphic characters in Pelecyphora and Encephalocarpus. Am. J. Bot. 46, 197–209. https://doi.org/10.1002/j.1537-2197.1959.tb07004.x Boke, N.H., Anderson, E.F., 1970. Structure, Development, and Taxonomy in the Genus Lophophora. Am. J. Bot. 57, 569. https://doi.org/10.2307/2441055 Butterworth, C.A., Cota-Sanchez, J.H., Wallace, R.S., 2002. Molecular systematics of tribe cacteae (Cactaceae: Cactoideae): A phylogeny based on rpl16 intron sequence variation. Syst. Bot. 27, 257–270. https://doi.org/10.1043/0363-6445-27.2.257 Carlquist, S., 2001. Comparative Wood Anatomy, Springer Series in Wood Science. Springer Berlin Heidelberg, Berlin, Heidelberg. https://doi.org/10.1007/978-3-662-04578-7 Cheavin, W.H.S., 1938. The crystals and cystolites found in plant cells. Part 1: crystals. Microscope 2, 155–158. Cheng, B.T., 1982. Some significant functions of silicon to higher plants. J. Plant Nutr. 5, 1345– 1353. https://doi.org/10.1080/01904168209363068 Conde, L.F., 1975. Anatomical comparisons of five species of Opuntia ( Cactaceae ). Ann. Missouri Bot. Gard. 62, 425–473. De la Rosa-Tilapa, A., Maceda, A., Terrazas, T., 2020. Characterization of Biominerals in Cacteae Species by FTIR. Crystals 10, 432. https://doi.org/10.3390/cryst10060432 De la Rosa-Tilapa, A., Vázquez-Sánchez, M., Terrazas, T., 2019. Stem anatomy of Turbinicarpus s.l. (Cacteae, Cactaceae) and its contribution to systematics. Plant Biosyst. - An Int. J. Deal. with all Asp. Plant Biol. 153, 600–609. https://doi.org/10.1080/11263504.2018.1527791 Dutton, M. V., Evans, C.S., 1996. Oxalate production by fungi: its role in pathogenicity and ecology in the soil environment. Can. J. Microbiol. 42, 881–895. https://doi.org/10.1139/m96-114 Franceschi, V.R., 1989. Calcium oxalate formation is a rapid and reversible process in Lemna minor L. Protoplasma 148, 130–137. https://doi.org/10.1007/BF02079332 Franceschi, V.R., 1984. Developmental features of calcium oxalate crystal sand deposition in Beta vulgaris L. leaves. Protoplasma 120, 216–223. https://doi.org/10.1007/BF01282602 Franceschi, V.R., Horner, H.T., 1980. Calcium oxalate crystals in plants. Bot. Rev. 46, 361–427. https://doi.org/10.1007/BF02860532 Franceschi, V.R., Nakata, P.A., 2005. Calcium oxalate in plants: Formation and Function. Annu. Rev. Plant Biol. 56, 41–71. https://doi.org/10.1146/annurev.arplant.56.032604.144106 Frausto-Reyes, C., Loza-Cornejo, S., Terrazas, T., de la Luz Miranda-Beltrán, M., Aparicio- Fernández, X., López-Macías, B.M., Morales-Martínez, S.E., Ortiz-Morales, M., 2014. Raman 67 spectroscopy study of calcium oxalate extracted from cacti stems. Appl. Spectrosc. 68, 1260– 1265. https://doi.org/10.1366/14-07485 Frey-Wyssling, A., 1981. Crystallography of the two hydrates of crystalline calcium oxalate in plants. Am. J. Bot. 68, 130. https://doi.org/10.2307/2443000 Fuentes-Pérez, M., Terrazas, T., Arias, S., 2009. Anatomía floral de cinco especies de Opuntia (Opuntioideae, Cactaceae) de México. Polibotánica 89–102. Gal, A., Brumfeld, V., Weiner, S., Addadi, L., Oron, D., 2012a. Certain biominerals in leaves function as light scatterers. Adv. Mater. 24, OP77–OP83. https://doi.org/10.1002/adma.201104548 Gal, A., Hirsch, A., Siegel, S., Li, C., Aichmayer, B., Politi, Y., Fratzl, P., Weiner, S., Addadi, L., 2012b. Plant cystoliths: A complex functional biocomposite of four distinct silica and amorphous calcium carbonate phases. Chem. - A Eur. J. 18, 10262–10270. https://doi.org/10.1002/chem.201201111 Gibson, A.C., 1973. Comparative anatomy of secondary xylem in cactoideae (Cactaceae). Biotropica 5, 29. https://doi.org/10.2307/2989678 Gibson, A.C., Horak, K.E., 1978. Systematic anatomy and phylogeny of Mexican columnar cacti. Ann. Missouri Bot. Gard. 65, 999. https://doi.org/10.2307/2398781 Gibson, A.C., Nobel, P.S., 1986. The Cactus Primer. Harvard University Press. Grego-Valencia, D., Terrazas, T., Vázquez-Sánchez, M., Arias, S., 2014. Ferocactus (Cactaceae) epidermis: its systematic value. J. Torrey Bot. Soc. 141, 313–325. https://doi.org/10.3159/TORREY-D-1-00023.1 Grégoire, C., Rémus-Borel, W., Vivancos, J., Labbé, C., Belzile, F., Bélanger, R.R., 2012. Discovery of a multigene family of aquaporin silicon transporters in the primitive plant Equisetum arvense. Plant J. 72, 320–330. https://doi.org/10.1111/j.1365-313X.2012.05082.x Hammer, Ø., Harper, D.A.T., Ryan, P.D., 2001. PAST: Paleontological Statistics Software Package for Education and Data Analysis Palaeontologia Electronica. Palaeontol. Electron. 4, 1–9. Hartl, W.P., Barbier, B., Klapper, H.M., Barthlott, W., 2003. Dimorphism of calcium oxalate crystals in stem tissues of Rhipsalideae (Cactaceae) - a contribution to the systematics and taxonomy of the tribe. Bot. Jahrbücher für Syst. Pflanzengeschichte und Pflanzengeographie 124, 287– 302. https://doi.org/10.1127/0006-8152/2003/0124-0287 Hartl, W.P., Klapper, H., Barbier, B., Ensikat, H.J., Dronskowski, R., Müller, P., Ostendorp, G., Tye, A., Bauer, R., Barthlott, W., 2007. Diversity of calcium oxalate crystals in Cactaceae. Can. J. Bot. 85, 501–517. https://doi.org/10.1139/B07-046 Hernandez-Hernandez, T., Hernandez, H.M., De-Nova, J.A., Puente, R., Eguiarte, L.E., Magallon, S., 2011. Phylogenetic relationships and evolution of growth form in Cactaceae (Caryophyllales, Eudicotyledoneae). Am. J. Bot. 98, 44–61. https://doi.org/10.3732/ajb.1000129 Horiba, 2020. Raman is used for microscopic analysis [WWW Document]. What is Raman Spectrosc. URL https://www.horiba.com/en_en/raman-imaging-and-spectroscopy/ (acceso 9.11.20). Horner, H.T.J., Wagner, B.L., 1995. Calcium oxalate formation in higher plants, en: Khan, S.R. (Ed.), 68 Calcium Oxalate in Biological Systems. CRC Press, Boca Ratón, FLA, pp. 53–72. Hunt, D.R., Taylor, N.P., Charles, G., 2006. The New Cactus Lexicon. DH Books, UK. Hunt, J.W., Dean, A.P., Webster, R.E., Johnson, G.N., Ennos, A.R., 2008. A novel mechanism by which silica defends grasses against herbivory. Ann. Bot. 102, 653–656. https://doi.org/10.1093/aob/mcn130 Ilarslan, H., 2001. Calcium oxalate crystals in developing seeds of soybean. Ann. Bot. 88, 243–257. https://doi.org/10.1006/anbo.2001.1453 Jáuregui Zúñiga, D., 2005. Estudios de las biomineralización del oxalato de calcio en plantas superiores. Tesis Doctoral. Universidad Nacional Autónoma de México. Ciudad de México. Jones, J.G., Bryant, V.M., 1992. Phytolith taxonomy in selected species of texas cacti, en: Phytolith Systematics. Springer US, Boston, MA, pp. 215–238. https://doi.org/10.1007/978-1-4899- 1155-1_11 Kalashnyk, H., Nuzhyna, N., Gaidarzhy, M., 2016. Anatomical and morphological features of seedlings of some Cactoideae Eaton (Cactaceae Juss.) species. Acta Agrobot. 69. https://doi.org/10.5586/aa.1697 Korth, K.L., Doege, S.J., Park, S.-H., Goggin, F.L., Wang, Q., Gomez, S.K., Liu, G., Jia, L., Nakata, P.A., 2006. Medicago truncatula mutants demonstrate the role of plant calcium oxalate crystals as an effective defense against chewing insects. Plant Physiol. 141, 188–195. https://doi.org/10.1104/pp.106.076737 Kumar, V., Irfan, M., Datta, A., 2019. Manipulation of oxalate metabolism in plants for improving food quality and productivity. Phytochemistry 158, 103–109. https://doi.org/10.1016/j.phytochem.2018.10.029 Kuo-Huang, L.-L., Ku, M., Franceschi, V., 2007. Correlations between calcium oxalate crystals and photosynthetic activities in palisade cells of shade-adapted Peperomia glabella. Bot. Stud. 48, 155–164. Lauterbach, C., 1889. Untersuchungen über bau und entwicklung der sekretbehälter bei den cacteen, unter berücksichtigung der allgemeinen anatomischen verhältnisse der letzteren. Druck v. Gebr. Gotthelft. López-Macías, B.M., Morales-Martínez, S.E., Loza-Cornejo, S., Reyes, C.F., Terrazas, T., Patakfalvi, R.J., Ortiz-Morales, M., Miranda-Beltrán, M. de la L., 2019. Variability and composition of calcium oxalate crystals in embryos-seedlings-adult plants of the globose cacti Mammillaria uncinata. Micron 125, 102731. https://doi.org/10.1016/j.micron.2019.102731 Lowenstam, H., 1981. Minerals formed by organisms. Science (80-. ). 211, 1126–1131. https://doi.org/10.1126/science.7008198 Loza-Cornejo, S., Aparicio-Fernández, X., Patakfalvi, R.J., Rosas-Saito, G.H., 2017. Caracteres anatómicos y fitoquímicos del tallo y raíz de Mammillaria uncinata (Cactaceae). Acta Bot. Mex. 21–38. https://doi.org/10.21829/abm120.2017.1159 Loza-Cornejo, S., Terrazas, T., 2003. Epidermal and hypodermal characteristics in North American Cactoideae (Cactaceae). J. Plant Res. 116, 27–35. https://doi.org/10.1007/s10265-002-0066- 2 69 Loza-Cornejo, S., Terrazas, T., 1996. Stem and root anatomy of two species of Wilcoxia Britton & Rose (Cactaceae) of northeast Mexico. Bot. Sci. 59, 13–23. https://doi.org/10.17129/botsci.1502 Lüthy, J.M., 1995. Taxonomische untersuchung der gattung Mammillaria Haw. Universität Bern. Bern, Suiza. Ma, J.F., Takahashi, E., 2002. Silicon-accumulating plants in the plant kingdom, en: Soil, Fertilizer, and Plant Silicon Research in Japan. Elsevier, pp. 63–71. https://doi.org/10.1016/B978- 044451166-9/50005-1 Maddison, W.P., Maddison, D.R., 2019. Mesquite: a modular system for evolutionary analysis. Version 3.61. Mauseth, J.D., 2006. Blossfeldia lacks cortical bundles and persistent epidermis; is it basal within Cactoideae?. Bradleya 24, 73–82. https://doi.org/10.25223/brad.n24.2006.a7 Mauseth, J.D., 2005. Anatomical features, other than wood, in subfamily opuntioideae (cactaceae). Haseltonia 2005, 113–125. https://doi.org/10.2985/1070- 0048(2005)11[113:AFOTWI]2.0.CO;2 Mauseth, J.D., 1980. Release of whole cells of Nopalea (Cactaceae) into secretory canals. Bot. Gaz. 141, 15–18. https://doi.org/10.1086/337116 Mauseth, J.D., Landrum, J. V., 1997. Relictual vegetative anatomical characters in Cactaceae: the genus Pereskia. J. Plant Res. 110, 55–64. https://doi.org/10.1007/BF02506843 Mauseth, J.D., Terrazas, T., Loza-Cornejo, S., 1998. Anatomy of relictual members of Subfamily Cactoideae, IOS Group 1a (Cactaceae). Bradleya 16, 31–43. https://doi.org/10.25223/brad.n16.1998.a5 McNair, J.B., 1932. The interrelation between substances in plants: essential oils and resins, cyanogen and oxalate. Am. J. Bot. 19, 255–272. https://doi.org/10.1002/j.1537- 2197.1932.tb09649.x Metcalfe, C.R., Chalk, L., 1950. Anatomy of the dicotyledons: leaves, stem, and wood in relation to taxonomy, with notes on economic uses. Oxford: Clarendon Press. Möbius, M., 1885. Sphärokrystalle von kalkoxalat bei cacteen. Ber. Dtsch. Bot. Ges. 3, 178–182. https://doi.org/10.1111/j.1438-8677.1885.tb04247.x Monje, P. V., Baran, E.J., 2004. Complex biomineralization pattern in cactaceae. J. Plant Physiol. 161, 121–123. https://doi.org/10.1078/0176-1617-01049 Monje, P. V., Baran, E.J., 2002. Characterization of calcium oxalates generated as biominerals in cacti. Plant Physiol. 128, 707–713. https://doi.org/10.1104/pp.010630 Monje, P. V., Baran, E.J., 2000. First evidences of the bioaccumulation of α-quartz in cactaceae. J. Plant Physiol. 157, 457–460. https://doi.org/10.1016/S0176-1617(00)80032-2 Monje, P. V., Baran, E.J., 1997. On the formation of whewellite in the cactaceae species Opuntia microdasys. Zeitschrift fur Naturforsch. Sect. C - J. Biosci. 52, 267–269. https://doi.org/10.1515/znc-1997-3-421 Mosco, A., Zanovello, C., 2000. A phenetic analysis of the genus Thelocactus. Bradleya 18, 45–70. 70 https://doi.org/10.25223/brad.n18.2000.a6 Nawaz, M.A., Zakharenko, A.M., Zemchenko, I.V., Haider, M.S., Ali, M.A., Imtiaz, M., Chung, G., Tsatsakis, A., Sun, S., Golokhvast, K.S., 2019. Phytolith formation in plants: from soil to cell. Plants 8, 249. https://doi.org/10.3390/plants8080249 Neumann, K., Strömberg, C.A.E., Ball, T., Albert, R.M., Vrydaghs, L., Cummings, L.S., 2019. International code for phytolith nomenclature (ICPN) 2.0. Ann. Bot. 124, 189–199. https://doi.org/10.1093/aob/mcz064 Pentecost, A., 1980. Calcification in plants, en: Bourne, G.H., Danielli, J.F. (Eds.), International Review of Cytology. Academic Press, pp. 1–27. https://doi.org/10.1016/S0074- 7696(08)61897-5 Petit, I., Belletti, G.D., Debroise, T., Llansola-Portoles, M.J., Lucas, I.T., Leroy, C., Bonhomme, C., Bonhomme-Coury, L., Bazin, D., Daudon, M., Letavernier, E., Haymann, J.P., Frochot, V., Babonneau, F., Quaino, P., Tielens, F., 2018. Vibrational signatures of calcium oxalate polyhydrates. ChemistrySelect 3, 8801–8812. https://doi.org/10.1002/slct.201801611 Pierantoni, M., Tenne, R., Brumfeld, V., Kiss, V., Oron, D., Addadi, L., Weiner, S., 2017. Plants and light manipulation: the integrated mineral system in okra leaves. Adv. Sci. 4, 1600416. https://doi.org/10.1002/advs.201600416 Piro, O.E., Baran, E.J., 2018. Crystal chemistry of organic minerals – salts of organic acids: the synthetic approach. Crystallogr. Rev. 24, 149–175. https://doi.org/10.1080/0889311X.2018.1445239 Porembski, S., 1996. Functional morphology of Aztekium ritteri (Cactaceae). Bot. Acta 109, 167– 171. https://doi.org/10.1111/j.1438-8677.1996.tb00557.x R studio Team, 2015. RStudio: Integrated Development for R. RStudio, Inc. Sahebi, M., Hanafi, M.M., Siti Nor Akmar, A., Rafii, M.Y., Azizi, P., Tengoua, F.F., Nurul Mayzaitul Azwa, J., Shabanimofrad, M., 2015. Importance of silicon and mechanisms of biosilica Formation in Plants. Biomed Res. Int. 2015, 1–16. https://doi.org/10.1155/2015/396010 Sanders, D., Pelloux, J., Brownlee, C., Harper, J.F., 2002. Calcium at the crossroads of signaling. Plant Cell 14, S401–S417. https://doi.org/10.1105/tpc.002899 Sangster, A.G., Hodson, M.J., Tubb, H.J., 2001. Chapter 5 Silicon deposition in higher plants. pp. 85–113. https://doi.org/10.1016/S0928-3420(01)80009-4 SAS Institute, 2004. SAS user’s guide: statistics. Setoguchi, H., Okazaki, M., Suga, S., 1989. Calcification in higher plants with special reference to cystoliths, en: Origin, Evolution, and Modern Aspects of Biomineralization in Plants and Animals. Springer US, Boston, MA, pp. 409–418. https://doi.org/10.1007/978-1-4757-6114- 6_32 Sharma, R., Kumar, V., Kumar, R., 2019. Distribution of phytoliths in plants: a review. Geol. Ecol. Landscapes 3, 123–148. https://doi.org/10.1080/24749508.2018.1522838 Shtukenberg, A.G., Punin, Y.O., Gunn, E., Kahr, B., 2012. Spherulites. Chem. Rev. 112, 1805–1838. https://doi.org/10.1021/cr200297f 71 Skinner, H.C.W., 2005. Biominerals. Mineral. Mag. 69, 621–641. https://doi.org/10.1180/0026461056950275 Skinner, H.C.W., Jahren, A.H., 2007. Biomineralization, en: Holland, H.D., Turekian, K.K.B.T.-T. on G. (Eds.), Treatise on Geochemistry. Elsevier, Pergamon: Netherlands, pp. 1–69. https://doi.org/10.1016/B0-08-043751-6/08128-7 Terrazas, T., Arias, S., 2002. Comparative stem anatomy in the subfamily Cactoideae. Bot. Rev. 68, 444–473. https://doi.org/10.1663/0006-8101(2002)068[0444:CSAITS]2.0.CO;2 Terrazas, T., Loza-Cornejo, S., Arreola-Nava, H.J., 2005. Anatomía caulinar de las especies del género Stenocereus (Cactaceae). Acta Botánica Venez. 28, 321–336. Thomas, A., 2009. Biomimetic growth and morphology control of calcium oxalates. Technischen Universität Dresden. Tooulakou, G., Giannopoulos, A., Nikolopoulos, D., Bresta, P., Dotsika, E., Orkoula, M.G., Kontoyiannis, C.G., Fasseas, C., Liakopoulos, G., Klapa, M.I., Karabourniotis, G., 2016. “Alarm photosynthesis”: calcium oxalate crystals as an internal CO2 source in plants. Plant Physiol. pp.00111.2016. https://doi.org/10.1104/pp.16.00111 Trembath-Reichert, E., Wilson, J.P., McGlynn, S.E., Fischer, W.W., 2015. Four hundred million years of silica biomineralization in land plants. Proc. Natl. Acad. Sci. 112, 5449–5454. https://doi.org/10.1073/pnas.1500289112 Tsutsui, O., Sakamoto, R., Obayashi, M., Yamakawa, S., Handa, T., Nishio-Hamane, D., Matsuda, I., 2016. Light and SEM observation of opal phytoliths in the mulberry leaf. Flora - Morphol. Distrib. Funct. Ecol. Plants 218, 44–50. https://doi.org/10.1016/j.flora.2015.11.006 Vargas-Luna, M.D., Hernández-Ledesma, P., Majure, L.C., Puente-Martínez, R., Hernández Macías, H.M., Bárcenas Luna, R.T., 2018. Splitting Echinocactus: morphological and molecular evidence support the recognition of Homalocephala as a distinct genus in the Cacteae. PhytoKeys 111, 31–59. Vázquez-Benítez, B., Arias, S., Cervantes-Sandoval, A., 2016. Variación morfológica de Coryphantha (Cactaceae): un enfoque multivariado. Acta botánica Mex. 116, 21–47. Vázquez-Sánchez, M., 2012. Evolución del xilema secundario y de la forma de crecimiento en Cacteae (Cactaceae). Tesis doctoral. Universidad Nacional Autónoma de México, Ciudad de México. Vázquez-Sánchez, M., Sánchez, D., Terrazas, T., De La Rosa-Tilapa, A., Arias, S., 2019. Polyphyly of the iconic cactus genus Turbinicarpus (Cactaceae) and its generic circumscription. Bot. J. Linn. Soc. 190, 405–420. https://doi.org/10.1093/botlinnean/boz027 Vázquez-Sánchez, M., Terrazas, T., Arias, S., 2012. El hábito y la forma de crecimiento en la tribu Cacteae (Cactaceae, Cactoideae). Bot. Sci. 90, 97. https://doi.org/10.17129/botsci.477 Vázquez-Sánchez, M., Terrazas, T., Arias, S., Ochoterena, H., 2013. Molecular phylogeny, origin and taxonomic implications of the tribe Cacteae (Cactaceae). Syst. Biodivers. 11, 103–116. https://doi.org/10.1080/14772000.2013.775191 Volk, G.M., Lynch-Holm, V.J., Kostman, T.A., Goss, L.J., Franceschi, V.R., 2002. The role of druse and raphide calcium oxalate crystals in tissue calcium regulation in Pistia stratiotes leaves. Plant 72 Biol. 4, 34–45. https://doi.org/10.1055/s-2002-20434 Walter, W.G., Khanna, P.N., 1972. Chemistry of the aroids I. Dieffenbachia seguine, amoena and picta. Econ. Bot. 26, 364–372. https://doi.org/10.1007/BF02860707 Webb, M.A., 1999. Cell-mediated crystallization of calcium oxalate in plants. Plant Cell 11, 751– 761. https://doi.org/10.1105/tpc.11.4.751 Wedepohl, H.K., 1995. The composition of the continental crust. Geochim. Cosmochim. Acta 59, 1217–1232. https://doi.org/10.1016/0016-7037(95)00038-2 Yoshida, S., Ohnishi, Y., Kitagishi, K., 1962. Histochemistry of silicon in rice plant. Soil Sci. Plant Nutr. 8, 1–5. https://doi.org/10.1080/00380768.1962.10430982 73 Apéndice 1. Especies estudiadas de la tribu Cacteae. CG = Charles Glass, TT = Teresa Terrazas, SA = Salvador Arias, UG = Ulises Guzmán, JE = Jerónimo Reyes, OZ= Omar Zorzano, HSM = Hernando Sánchez Mejorada, HJ = Hilda Julieta Arreola-Nava, JMC= Jean Marc Chalet, SL = Sofía Loza-Cornejo, JB-UNAM: Muestra del jardín botánico del instituto de biología. ; ES: Esferulitos; AGC: Agregados cristalinos; CS: Cuerpos de sílice; PR: Prismas y agregados de prismas; - : Sin biominerales. N COLECTA Genero Especie Epidermis Hipodermis Córtex Médula TT902 Acharagma Acharagma aguirreanum (Glass & R.A.Foster) Glass - - PR-ES PR-ES CG6443 Acharagma roseanum (Boed.) E. F. Anderson - - PR-ES PR-ES TT857, TT879, TT836 Ariocarpus Ariocarpus fissuratus (Engelm.) K.Schum. - - ES - SA1704 Ariocarpus kotschoubeyanus (Lem.) K.Schum. - - ES - SA1976, TT847 Ariocarpus retusus Scheidw. - - PR-ES PR-ES SA1867 Ariocarpus scaphirostris Boed. - - ES - SA1993 Ariocarpus retusus subsp. trigonus (F.A.C.Weber) E.F.Anderson & W.A.Fitz Maur. - - PR-ES ES TT825, TT852, TT846 Astrophytum Astrophytum asterias (Zucc.) Lem. - PR ES - TT892 Astrophytum capricorne (A.Dietr.) Britton & Rose - PR ES ES SA1862 Astrophytum caput-medusae D.R.Hunt - PR PR - SA1730 Astrophytum myriostigma Lem. - PR ES ES SA1699 Astrophytum ornatum (DC.) Britton & Rose - PR PR-ES PR-ES TT915 Astrophytum sp. - PR ES ES SA1868 Aztekium Aztekium ritteri (Boed.) Boed. - ES ES ES SA1287 Cochemia Cochemiea halei (Brandegee) Walton - ES ES - SA1862 Cochemiea pondii Walton - ES ES - SA1824 Cochemiea poselgeri Britton & Rose - ES ES ES SL01, TT801 Coryphantha Coryphantha bumamma (Ehrenb.) Britton & Rose - PR AGC AGC JB-UNAM Coryphantha calipensis Bravo ex Arias, U.Guzmán & S.Gama ES AGC - SA1705, SA1690 Coryphantha clavata (Scheidw.) Backeb. - PR ES ES SL04 Coryphantha cornifera (DC.) Lem. - PR - - SA1684 Coryphantha erecta (Lem. ex Pfeiff.) Lem. - PR PR PR TT886 Coryphantha georgii Boed. - PR ES ES TT834, TT824 Coryphantha glanduligera (Otto & A.Dietr.) Lem. - ES ES - SA1775, SA1788 Coryphantha macromeris (Engelm.) Britton & Rose - - ES ES UG2771 Coryphantha potosiana (Jacobi) Glass & R.A.Foster ex Rowley - PR PR PR TT877, TT841B, TT819 Coryphantha radians Kuntze - ES ES - TT891 Coryphantha sp. - ES AGC AGC JE5940 Cumarinia Cumarinia odorata (Boed.) Buxb. - - ES ES JZ Ortega s.n. Echinocactus Echinocactus grusonii Hildm. - - DR DR SA1691, SA1872, TT859 Echinocactus horizonthalonius Lem. - CS PR - ES PR - ES SA1791 Echinocactus parryi Engelm. - CS PR - ES PR-ES SA1679, SA1973, TT880 Echinocactus platyacanthus Link & Otto - CS ES ES SA1866, TT851 Echinocactus texensis Hopffer - CS ES - 74 SA2032 Echinomastus Echinomastus intertextus (Engelm.) Britton & Rose - - DR DR TT905 Echinomastus mariposensis Hester - - ES - SA1902 Echinomastus unguispinus (Engelm.) Britton & Rose - ES ES - SA2089 Echinomastus warnockii (Benson) Glass & R.A.Foster - - ES - TT896, TT898 Epithelantha Epithelantha micromeris (Engelm.) F.A.C.Weber ex Britton & Rose - - ES, PR PR, - SA1955 Escobaria Escobaria dasyacantha (Engelm.) Britton & Rose - - ES ES SA1951 Escobaria laredoi (Glass & R.A.Foster) N.P.Taylor - - ES ES SA1945 Escobaria missouriensis (Sweet) D.R.Hunt - - PR-ES PR-ES SA1846 Ferocactus Ferocactus alamosanus (Britton & Rose) Britton & Rose - - PR - SA1816 Ferocactus chrysacanthus subsp. grandiflorus (G.E.Linds.) N.P.Taylor - CS PR - SA1808 Ferocactus cylindraceus (Engelm.) Orcutt - CS PR PR SA1812 Ferocactus cylindraceus subsp. tortulispinus (H.E.Gates) N.P.Taylor - CS PR PR SA1694, SA1682 Ferocactus echidne (DC.) Britton & Rose - PR PR PR SA2022, SA2013 Ferocactus emoryi (Engelm.) Orcutt - CS PR, ES PR, ES SA1920 Ferocactus flavovirens (Scheidw.) Britton & Rose - - PR, ES PR, ES SA1809 Ferocactus fordii (Orcutt) Britton & Rose - CS PR - SA1701 Ferocactus glaucescens (DC.) Britton & Rose - - PR PR SA1810 Ferocactus gracilis H.E.Gates - CS PR PR SA1796 Ferocactus haematacanthus (Monv. ex Salm-Dyck) Bravo ex Backeb. & F.M.Knuth - - PR PR TT839, TT828, TT821 Ferocactus hamatacanthus (Muehlenpf.) Britton & Rose - - PR, ES PR, ES SA1671, SA1675 Ferocactus histrix (DC.) G.E.Linds. - CS PR, ES PR, ES SA1673 Ferocactus latispinus (Haw.) Britton & Rose - CS PR PR SA1798 Ferocactus macrodiscus (Mart.) Britton & Rose - CS - - SA1817, SA1821 Ferocactus peninsulae (A.A.Weber) Britton & Rose - CS PR PR TT827, TT890 Ferocactus pilosus (Galeotti ex Salm- Dyck) Werderm. - CS PR, ES PR SA1822 Ferocactus emoryi subsp. rectispinus (Engelm.) N.P.Taylor - CS PR - SA1797, SA1794 Ferocactus recurvus (Mill.) Borg - CS PR, ES PR HJ1179 Ferocactus alamosanus subsp. reppenhagenii (G.Unger) N.P.Taylor - CS PR - SA1795 Ferocactus robustus (Karw. ex Pfeiff.) Britton & Rose - - PR - SA1825, SA1826 Ferocactus peninsulae var. townsendianus (Britton & Rose) N.P.Taylor - CS PR - PR SA1801, SA1802 Ferocactus viridescens (Nutt. ex Torr. & A.Gray) Britton & Rose - CS PR - SA1833 Ferocactus herrerae J.G.Ortega - CS PR - SA2027 Ferocactus wislizeni (Engelm.) Britton & Rose - CS PR PR JE6215 Geohintonia Geohintonia mexicana Glass & W.A.Fitz Maur. - - ES - SA1688 Glandulicactus Glandulicactus crassihamatus (A.A.Weber) Backeb. - - AGC - 75 SA1899 Glandulicactus uncinatus (Galeotti ex Pfeiff.) Backeb. - - AGC AGC JMC204 Kadenicarpus Kadenicarpus horripilus (Lem.) Vázquez-Sánchez - PR DR DR OZ239 Kadenicarpus pseudomacrochele subsp. minimus (Gerhart Frank) Vázquez-Sánchez - PR DR DR HSM3826 Leuchtenbergia Leuchtenbergia principis Hook. - ES PR-ES PR-ES SA1698 Lophophora Lophophora diffussa (Croizat) Bravo - - AGC - SA1849 Lophophora williamsii (Lem. ex Salm- Dyck) J.M. Coult. - - AGC - TT816 Mammillaria Mammillaria albilanata Backeb. ARE ARE ES, PR ES SA1641 Mammillaria tegelbergiana H.E. Gates ex G.E. Linds. ARE ARE ES, PR ES, PR SA1759 Mammillaria bombycina Quehl - - PR - SA1612 Mammillaria voburnensis subsp. collinsii (Britton & Rose) U. Guzmán ARE - PR - TT885 Mammillaria candida Scheidw. - - AR, ES PR , AR, ES SA1676 Mammillaria compressa DC. ARE - PR-ES ES SA1756 Mammillaria densispina (J.M. Coult.) Orcutt - - PR PR SA1697 Mammillaria elongata DC. - - ES, PR ES TT840, TT878 Mammillaria formosa Galeotti ex Scheidw. - - ES ES SA1703 Mammillaria geminispina Haw. - - ES - TT911, TT897, TT849, TT829, SA1764 Mammillaria heyderi Muehlenpf. - - - , AGC, PR, ES - , AGC, PR, ES TT809, TT788, TT812 Mammillaria karwinskiana Mart. ARE - PR PR TT907 Mammillaria lenta K. Brandegee - - AGC - SA1693 Mammillaria magnimamma Haw. - - PR-ES ES SA1979 Mammillaria picta Meinsh. - - AGC AGC SA1670 Mammillaria polythele Mart. ARE - PR PR TT825 Mammillaria pseudocrucigera R.T. Craig - - PR PR SA1886 Mammillaria scrippsiana (Britton & Rose) Orcutt - - AGC - SA1692 Mammillaria sp. - - - - SA1687 Mammillaria uncinata Zucc. ex Pfeiff. - - PR PR TT887 Mammillaria zephyranthoides Scheidw. - - PR PR SA1702, SA1974, SA1695, TT875, TT901 Neolloydia Neolloydia conoidea (DC.) Britton & Rose - -, ES ES -, ES TT826 Neolloydia matehualensis Backeb. - ES ES - HSM3670, SA1989 Obregonia Obregonia denegrii Frič - ES ES ES SA492 Ortegocactus Ortegocactus mcdougalli Alexander - - ES - SA2907 Pelecyphora Pelecyphora asselliformis Ehrenb. - ES ES ES UG837 Pelecyphora strobiliformis Frić & Schelle - ES ES ES SA1852, SA1854 Rapicactus Rapicactus beguinii (N.P.Taylor) Lüthy - ES ES ES OZ143 Rapicactus beguinii subsp. hintoniorum (A.Hofer) Lüthy - ES ES ES JE6226 Rapicactus booleanus (G.S.Hinton) - ES ES - UG1445, OZ333 Rapicactus mandrágora (Frič ex A.Berger) Buxb. & Oehme - ES ES ES JE4670 Rapicactus subterraneus (Backeb.) Buxb. & Oehme - ES - - 76 OZ90 Rapicactus zaragosae (Glass & R.A.Foster) D.Donati - ES - - TT848, TT903, TT1863 Sclerocactus Sclerocactus scheeri (Salm-Dyck) N.P. Taylor - - PR-ES - , PR-ES TT930 Stenocactus Stenocactus crispatus (DC.) A. Berger ex A.W. Hill - PR PR - SA1758 Stenocactus dichroacanthus (Mart.) A. Berger ex Backeb. & F.M. Knuth - PR PR PR SA1760 Stenocactus heteracanthus (Muehlenpf.) A. Berger ex A.W. Hill - PR - - TT858, TT817 Stenocactus pentacanthus (Lem.) A. Berger ex A.W. Hill - PR PR, PR-ES PR, PR-ES TT835 Stenocactus phyllacanthus (Mart.) A. Berger ex A.W. Hill - PR PR PR SA1630, ES338 Strombocactus Strombocactus corregidorae S.Arias & E.Sánchez - ES ES - SA1738 Strombocactus disciformis (DC.) Britton & Rose - ES ES ES SA1851, TT895 Thelocactus Thelocactus bicolor (Galeotti) Britton & Rose - - ES ES TT844, 833 Thelocactus conothelos (Regel & L. Klein) F.M. Knuth - - PR, ES PR, ES SA81 Thelocactus hastifer (Werderm. & Boed.) F.M. Knuth - - ES - SA1898 Thelocactus heterochromus (F.A.C. Weber) Oosten - - ES - SA1940, TT883 Thelocactus hexaedrophorus (Lem.) Britton & Rose - - ES ES SA1681 Thelocactus leucacanthus (Zucc. ex Pfeiff.) Britton & Rose - - PR-ES PR-ES JMC243 Thelocactus macdowellii (Rebut ex Quehl) W.T. Marshall - - PR-ES PR-ES SA1948 Thelocactus rinconensis subsp. hintonii Lüthy - - ES ES SA1856 helocactus setispinus (Engelm.) E.F. Anderson - - ES ES TT842 Thelocactus tulensis (Poselger) Britton & Rose - - ES - AGL24 Turbinicarpus Turbinicarpus alonsoi Glass & S. Arias - PR DR - JE6168 Turbinicarpus gielsdorfianus (Werderm.) John & Riha - PR - - OZ199 Turbinicarpus graminispinus Matusz., Myšák & Jiruše - PR - - JE4280 Turbinicarpus hoferi Lüthy & A.B. Lau PR DR - OZ120 Turbinicarpus jauernigii G. Frank - PR DR - RTC17392, TT888, TT882 Turbinicarpus knuthianus (Boed.) John & Riha - PR DR - , DR TCG4003 Turbinicarpus lophophoroides (Werderm.) Buxb. & Backeb - PR DR - JE6172 Turbinicarpus schmiedickeanus subsp. macrochele (Werderm.) N.P. Taylor - PR DR DR OZ15 Turbinicarpus macrochele subsp. frailensis Lechner & Jantschgi - PR - - JB-UNAM Turbinicarpus pseudopectinatus (Backeb.) Glass & R.A. Foster - PR - - JE6056 Turbinicarpus rioverdensis G. Frank - PR DR - JE5934 Turbinicarpus roseiflorus Backeb. - PR - - 0Z262 Turbinicarpus saueri (Boed.) John & Riha - PR DR - TCG01001 Turbinicarpus schmiedickeanus (Boed.) Buxb. & Backeb. - PR DR TCG1101 Turbinicarpus schmiedickeanus subsp. andersonii Mosco - PR DR DR OZ30 Turbinicarpus schmiedickeanus subsp. bonatzii (G. Frank) Panar. - PR - - 77 JE5910 Turbinicarpus schmiedickeanus subsp. flaviflorus (G. Frank & A.B. Lau) Glass & R.A. Foster - PR DR - OZ80 Turbinicarpus schmiedickeanus subsp. gracilis (Glass & R.A. Foster) Glass - PR - - HSM3621 Turbinicarpus schmiedickeanus subsp. klinkerianus (Backeb. & W. Jacobsen) Glass & R.A. Foster - PR DR - TT820 Turbinicarpus schmiedickeanus subsp. schwarzii - PR DR DR TT832 Turbinicarpus schmiedickeanus subsp. schwarzii (Shurly) N.P. Taylor - PR DR DR SA1853 Turbinicarpus valdezianus (Møller) Glass & R.A. Foster - PR DR DR JE5462 Turbinicarpus viereckii (Werderm.) John & Riha - PR DR - JE4263 Turbinicarpus viereckii subsp. major (Glass & R.A. Foster) Glass - PR DR DR 78 Apéndice 2. Hábito de los biominerales por géneros estudiados Epidermis Hipodermis Córtex Médula Hábito Genero No. De taxa Género No. De taxa Género No. De taxa Género No. De taxa Areniscas extracelulares Mammillaria 6/18 Mammillaria 1/18 - - - - Areniscas intracelulares - - - - Mammillaria 1/19 Mammillaria 1/19 Cuerpos de sílice - - Echinocactus Ferocactus 4/5 19/25 - - - - Esferulitos - - Aztekium Cochemiea Coryphantha Echinomastus Leuchtembergia Neolloydia Obregonia Pelecyphora Rapicactus Obregonia Pelecyphora Strombocactus 1/1 3/3 3/10 1/2 1/1 2/2 1/1 2/2 6/6 1/1 2/2 1/1 Ariocarpus Astrophytum Aztekium Cochemiea Coryphantha Cumarinia Echinocactus Echinomastus Epithelantha Escobaria Ferocactus Geohintonia Mammillaria Neolloydia Obregonia Pelecyphora Rapicactus Stenocactus Strombocactus Thelocactus 5/5 4/5 1/1 3/3 5/11 1/1 3/5 1/2 1/1 2/3 1/21 1/1 4/19 2/2 1/1 2/2 4/6 1/5 1/1 7/10 Astrophytum Ariocarpus Cochemiea Coryphantha Cumarinia Echinocactus Epithelantha Escobaria Mammillaria Neolloydia Obregonia Pelecyphora Rapicactus Strombocactus Thelocactus 2/5 1/5 1/3 3/11 1/1 1/5 1/1 2/3 9/19 1/2 1/1 2/2 3/6 1/2 4/10 Drusas - - - - Echinocactus Echinomastus Kadenicarpus Turbinicarpus 1/5 1/2 2/2 17/24 Echinocactus Echinomastus Kadenicarpus Turbinicarpus 1/5 1/2 2/2 7/24 Prismas y agregados de prismas - - Astrophytum Coryphantha Ferocactus Kadenicarpus Stenocactus Turbinicarpus 5/5 6/11 1/21 2/2 5/5 24/24 Astrophytum Coryphantha Epithelantha Ferocactus Mammillaria Stenocactus 1/4 3/11 1/1 18/25 10/19 1/1 4/6 Coryphantha Epithelantha Ferocactus Mammillaria Stenocactus 3/11 1/1 12/25 7/19 3/5 Esferulitos y prismas Achargama Ariocarpus Echinocactus Escobaria Ferocactus Leuchtembergia Mammillaria Sclerocactus Thelocactus 2/2 2/5 3/5 1/3 6/25 1/1 3/19 1/2 3/10 Achargama Ariocarpus Echinocactus Escobaria Ferocactus Mammillaria Sclerocactus Thelocactus 2/2 1/5 3/5 1/3 4/25 1/19 1/1 3/10 Numerosos prismas intracelulares Mammillaria Epithelantha 3/19 1/1 Mammillaria Epithelantha 2/19 1/1 Agregados cristalinos Coryphantha Glandulicactus Lophophora Mammillaria 2/11 2/2 2/2 4/19 Coryphantha Glandulicactus Mammillaria 2/11 1/2 2/19 Total 6 taxa 91 taxa 141 taxa 94 taxa 6£ Apéndice 3. Mediciones de los biominerales por tejido de estudiado. GÉNERO Acharagma Ariocarpus Astrophytum Aztekium Cochemiea Coryphantha Cumarinia Echinocactus Epithelantha Escobaria Ferocactus (oxalato de calcio) Ferocactus (cuerpos de sílice y oxalato de calcio) Geohintonia Glandulicactus Kadenicarpus Leuchtembergia Lophophora Mammillaria Neolloydia Obregonia Pelecyphora Rapicactus Selerocactus Stenocactus Strombocactus Thelocactus Turbinicarpus n 338 48 39 519 797 47 1547 162 92 15 16 45 152 147 52 485 Hipodermis Promedio y Valor desviación — min. estándar (pm) — (um) 40.53+14.25 13.43 6241504 3238 36.4816.18 2543 30.59H10.5 5.53 11.1313.39 260 56.66+9.95 38.01 123413.57 2391 2688:6.05 13.03 A7TF9I 33.73 54131128 3032 43.929,69 23.1 52.33+10.76 25.17 31141169 1202 469911397 — 2741 55.15 +10.33 36.22 32.22+9.96 1161 val máx. (um) 75.36 110.69 48.9 72.41 24.56 78.8 27.711 49.28 78.49 85.77 71.75 74.64 71.17 110.83 75.94 77.02 44 132 247 47 34 530 372 146 34 345 15 56 166 22 53 446 42 63 80 43 39 38 33 101 381 Córtex Promedio y desviación estándar (um) 167.66 + 59.74 140.63 + 78.48 187.36 + 69.39 77.45121.15 67.81118,53 129,57 152.82 17693 + 41.61 1112449.72 208.40 + 95.84 149.04 + 96.76 126.75 + 33.64 135.282 54.22 83.424 22.76 88.71+ 25.26 32.2229.47 186.89 + 68,76 129.53 + 47.76 141.192 71.56 113.37 38.04 58.84 + 18.94 115.65 + 35.50 116.05 35.01 58.29 + 11.32 189.58 + 48,78 152.78: 76.82 62.17+ 30.92 Valor (um) 82.09 24,59 26.36 36.89 20.86 39.8 122.44 13.85 43,33 38,5 70.21 40.60 48.58 41.63 14,04 86.04 61,52 26.75 52.79 55.36 29.28 58,3 65.56 36.87 80.87 59.98 19.9 Valor má (um) 302.3 441.418 373.89 137.54 106.94 351.31 219.48 347.15 373.61 455.69 189.04 341.26 12219 157.23 58.59 315.78 302.41 468,69 338.63 215.02 123.39 184.1 177.98 31.22 328.23 422.43 197.98 34 38 132 299 172 184 28 330 51 23 29 33 56 37 76 35 Médula Promedio y — Valormin, desviación — (pm) estándar (um) 151106581 68.44 117.7044.09 49.54 212.78+79.65 7083 91.26:2172 53.26 82.62320.21 63.01 130.92+58.28 — 33.99 975123826 42.44 144.75179.06 — 29.73 89.1+20.02 49 150.03+55.36 3156 3147£7.01 1754 146.21:66.84 6495 14254442. 57.18 15251+47.14 64,73 74.01+16.66 44.07 116353187 — 4693 168.63 +69.10 — 73.61 59.542 24.75 35.96 Valor máx. (um) 323.27 70.83 473.52 119.03, 103.4 418.19 250.49 373.61 127.79 315 52.94 304.82 228.30 279.29 103.69 198.32 365.29 134.23 7 9 80 Apéndice 4. Caracteres y estados de carácter Caracteres Estados de carácter 1. Biomineral cristalino en células hipodérmicas (0) Ausencia (1) Presencia 2. Biomineral amorfo en células hipodérmicas (0) Ausencia (1) Presencia 3. Hábito de los biominerales hipodérmicos (0)Ausencia (1)Agregados cristalinos (2) Areniscas (3) Cuerpos (4) Esferulitos (5) Drusas (6) Prismas 4. Tamaño de los biominerales hipodérmicos cristalinos Continuos 5. Tamaño de los biominerales hipodérmicos amorfos Continuos 6. Magnesio en los biominerales hipodérmicos (0) Ausencia (1) Presencia 7. Porcentaje de magnesio en los biominerales hipodérmicos Continuos 8. Aluminio en los biominerales hipodérmicos (0) Ausencia (1) Presencia 9. Porcentaje de aluminio en los biominerales hipodérmicos Continuos 10. Silicio en los biominerales hipodérmicos (0) Ausencia (1) Presencia 11. Porcentaje de silicio en los biominerales hipodérmicos Continuos 12. Potasio en los biominerales hipodérmicos (0) Ausencia (1) Presencia 13. Porcentaje de potasio en los biominerales hipodérmicos Continuos 14. Calcio en los biominerales hipodérmicos (0) Ausencia (1) Presencia 81 15. Porcentaje de calcio en los biominerales hipodérmicos Continuos 16. Biominerales en las células corticales (0) Ausencia (1) Presencia 17. Hábito de los biominerales en las células del tejido cortical (0) Ausencia (1) Agregados cristalinos (2) Areniscas (3) Cuerpos (4) Esferulitos (5) Drusas (6) Prismas 18. Biominerales en las células de la médula (0) Ausencia (1) Presencia 19. Hábito de los biominerales en las células del tejido medular (0) Ausencia (1) Agregados cristalinos (2) Areniscas (3) Cuerpos (4) Esferulitos (5) Drusas (6) Prismas