UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO POSGRADO EN CIENCIAS BIOLÓGICAS FACULTAD DE CIENCIAS ECOLOGÍA LA IMPORTANCIA DE LOS HONGOS MICORRIZÓGENOS ARBUSCULARES PARA LAS PLANTAS DE HUMEDAL. RESPUESTA DE LAGUNCULARIA RACEMOSA A LA INOCULACIÓN CON HONGOS MICORRIZÓGENOS ARBUSCULARES TESIS QUE PARA OPTAR POR EL GRADO DE: DOCTORA EN CIENCIAS BIOLÓGICAS PRESENTA: THAI KHAN RAMÍREZ VIGA TUTOR PRINCIPAL DE TESIS: DR. FRANCISCO XAVIER CHIAPPA CARRARA ESCUELA NACIONAL DE ESTUDIOS SUPERIORES UNIDAD MÉRIDA, UNAM COMITÉ TUTOR: DRA. SILVIA CASTILLO ARGÜERO FACULTAD DE CIENCIAS, UNAM DR. JOSÉ ALBERTO RAMOS ZAPATA CAMPUS DE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y AGROPECUARIAS, UADY TUTORA INVITADA: DRA. MARÍA PATRICIA GUADARRAMA CHÁVEZ FACULTAD DE CIENCIAS, UNAM CIUDAD UNIVERSITARIA, CD. MX. 2022 UNAM – Dirección General de Bibliotecas Tesis Digitales Restricciones de uso DERECHOS RESERVADOS © PROHIBIDA SU REPRODUCCIÓN TOTAL O PARCIAL Todo el material contenido en esta tesis esta protegido por la Ley Federal del Derecho de Autor (LFDA) de los Estados Unidos Mexicanos (México). El uso de imágenes, fragmentos de videos, y demás material que sea objeto de protección de los derechos de autor, será exclusivamente para fines educativos e informativos y deberá citar la fuente donde la obtuvo mencionando el autor o autores. Cualquier uso distinto como el lucro, reproducción, edición o modificación, será perseguido y sancionado por el respectivo titular de los Derechos de Autor. UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO POSGRADO EN CIENCIAS BIOLÓGICAS FACULTAD DE CIENCIAS ECOLOGÍA LA IMPORTANCIA DE LOS HONGOS MICORRIZÓGENOS ARBUSCULARES PARA LAS PLANTAS DE HUMEDAL. RESPUESTA DE LAGUNCULARIA RACEMOSA A LA INOCULACIÓN CON HONGOS MICORRIZÓGENOS ARBUSCULARES TESIS QUE PARA OPTAR POR EL GRADO DE: DOCTORA EN CIENCIAS BIOLÓGICAS PRESENTA: THAI KHAN RAMÍREZ VIGA TUTOR PRINCIPAL DE TESIS: DR. FRANCISCO XAVIER CHIAPPA CARRARA ESCUELA NACIONAL DE ESTUDIOS SUPERIORES UNIDAD MÉRIDA, UNAM COMITÉ TUTOR: DRA. SILVIA CASTILLO ARGÜERO FACULTAD DE CIENCIAS, UNAM DR. JOSÉ ALBERTO RAMOS ZAPATA CAMPUS DE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y AGROPECUARIAS, UADY TUTORA INVITADA: DRA. MARÍA PATRICIA GUADARRAMA CHÁVEZ FACULTAD DE CIENCIAS, UNAM CIUDAD UNIVERSITARIA, CD. MX. 2022 COORDINACIÓN DEL POSGRADO EN CIENCIAS BIOLÓGICAS FACULTAD DE CIENCIAS DIVISIÓN ACADÉMICA DE INVESTIGACIÓN Y POSGRADO OFICIO FCIE/DAIP/122/2022 ASUNTO: Oficio de Jurado M. en C. Ivonne Ramírez Wence Directora General de Administración Escolar, UNAM P r e s e n t e Me permito informar a usted que en la reunión ordinaria del Comité Académico del Posgrado en Ciencias Biológicas, celebrada el día 17 de enero de 2022 se aprobó el siguiente jurado para el examen de grado de DOCTORA EN CIENCIAS de la estudiante RAMÍREZ VIGA THAI KHAN con número de cuenta 513014521 con la tesis titulada: “La importancia de los hongos micorrizógenos arbusculares para las plantas de humedal. Respuesta de Laguncularia racemosa a la inoculación con hongos micorrizógenos arbusculares.”, realizada bajo la dirección del (la) DR.FRANCISCO XAVIER CHIAPPA CARRARA: Presidente: DR. FRANCISCO JAVIER ÁLVAREZ SÁNCHEZ Vocal: DR. JUAN SERVANDO NÚÑEZ FARFÁN Vocal: DR. NOÉ MANUEL MONTAÑO ARIAS Vocal: DRA. MAYRA ELENA GAVITO PARDO Secretario: DRA. SILVIA CASTILLO ARGÜERO Sin otro particular, me es grato enviarle un cordial saludo. A T E N T A M E N T E “POR MI RAZA HABLARÁ EL ESPÍRITU” Ciudad Universitaria, Cd. Mx., a 04 de mayo de 2022 COORDINADOR DEL PROGRAMA AGRADECIMIENTOS INSTITUCIONALES Al Posgrado en Ciencias Biológicas, UNAM. Al Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología por la beca otorgada durante los estudios de posgrado en la institución antes nombrada. Por el financiamiento brindado, a los proyectos: Enseñanza de las metodologías para establecer las bases ecológicas dela restauración y conservación de humedales costeros PAPIME-DGAPA (Programa de Apoyo a Proyectos para la Innovación y Mejoramiento dela enseñanza), PE204012; Diversidad vegetal y fúngica del sistema lagunar de la Carbonera, Reserva Estatal de Ciénagas y Manglares de la costa norte de Yucatán CONABIO (Comisión Nacional para el Conocimiento y uso de laBiodiversidad), JF078; Bases metodológicas para la restauración ecológica de ecosistemas costeros: de las dunas a los humedales PAPIME-DGAPA (Programa de Apoyo a Proyectos para la Innovación y Mejoramiento de la enseñanza), PE207216; Consideraciones bio- ecológicas para establecer zonas prioritarias parala conservación de la biodiversidad costera de Yucatán PAPIIT-DGAPA (Programa de Apoyo a Proyectosde Investigación e InnovaciónTecnológica), IN219515; Diversidad funcional y diversidad taxonómica de la comunidad de peces que habita en el sistema de humedales de la costa norte deYucatán PAPIIT-DGAPA (Programa de Apoyo a Proyectos deInvestigación e Innovación Tecnológica), IN220318. A mi tutor principal Dr. Francisco Xavier Chiappa Carrara, y a los miembros de mi comité tutor la Dra. María Patricia Guadarrama Chávez, a la Dra. Silvia Castillo Argüero y al Dr. José Alberto Ramos Zapata, por brindarme espacios de laboratorio, vivero y oficina para el desarrollo de la investigación y por su guía durante el mismo. AGRADECIMIENTOS A TÍTULO PERSONAL A mis jueces del examen de candidatura Al Dr. Jorge Alejandro López Portillo Guzmán, la Dra. Silvia Castillo Argüero, la Dra. Sara Lucía Camargo Ricalde, el Dr. Guillermo Pedro Ángeles Álvarez y el Dr. Francisco Javier Álvarez Sánchez, cuyas sugerencias enriquecieron esta investigación. Al Dr. Ramiro Aguilar por su colaboración en el desarrollo del meta-análisis. Al Dr. Héctor Estrada Medina y la maestra Mariana López del laboratorio de análisis de suelos, plantas y agua LASPA del Campus de Ciencias Biológicas y Agropecuarias de la Universidad Autónoma de Yucatán UADY, por el espacio y apoyo para el procesamiento de muestras. Al Dr. Santiago Capella Vizcaíno y la M. en C. Korynthia López Aguiar del laboratorio de Isótopos Estables de la Unidad de Química (Facultad de Química, UNAM) en la Unidad Académica de la UNAM en Yucatán, por el espacio y apoyo para el procesamiento de muestras. Al Dr. René Garruña Hernández por su apoyo en la toma de parámetros fotosintéticos. Al M. en C. Ignacio Gorostegui por su apoyo con la técnica de desinfección de propágulos y sustrato experimental. A la M. en C. Maribel Badillo Alemán por su apoyo técnico y administrativo en la UMDI-Sisal UNAM. Al M. en C. David Salinas Torres por su apoyo técnico en el uso de la sala audiovisual de la Facultad de Ciencias UNAM. A mis tutores, por acompañarme con apoyo, conocimiento, espacios, materiales, recursos y paciencia en el desarrollo de este proyecto. Al Dr. Estrada por abrirme las puertas de su laboratorio y de sus clases, por su invaluable apoyo en el procesamiento de muestras y por su trato siempre amable. A Korynthia por todo su apoyo con la ardua labor de procesamiento de muestras. Gracias por su amistad. A los miembros del comité sinodal, pues sus sugerencias contribuyeron enormemente a la calidad de esta investigación: Dr. Francisco Javier Álvarez Sánchez, Dr. Juan Servando Núñez Farfán, Dr. Noé Manuel Montaño Arias, Dra. Mayra Elena Gavito Pardo, Dra. Silvia Castillo Argüero. A Ana Laura por todo su apoyo en campo y laboratorio, compañía y aventuras, te quiero y te extraño siempre. A Nico, por ser incondicional y un gran amigo, por acompañarme al campo, al vivero, al laboratorio, a vivir a Sisal, a pasear, a comer chicharra y por tantas risas. A Yeni, Rosario y Diego por toda su ayuda en campo y vivero. A Esperanza, Katia, Manuel, Bélica y Tomás por todo su apoyo en las extenuantes jornadas de trabajo, son increíbles. Al Dr. Luis Salinas por todo su apoyo en campo. A Carmen y a todos los técnicos, tesistas e investigadores del cuerpo de Ecología Tropical de CCBA UADY por hacer amenas las estancias y el trabajo. A los tesistas de la UMDI-Sisal UNAM por hacer ameno el día a día en Sisal. A la M. en C. Maribel por llevarme a Sisal tantas veces, los ánimos y las charlas tan gratificantes. Gracias a todos por su amistad. A mi madre por ser incondicional, por amarme y apoyarme en espíritu y cuerpo, abrazarme, darme ánimos, cuidar los experimentos y ser mi sostén. A Quetzalcóatl por ser mi compañero de vida y de aventuras, por todo su apoyo, amor y paciencia. Te amo. A mis tíos Dolores y Rodrigo por todo su cariño y apoyo. A Jahzeel por estar siempre, por escucharme y leerme atenta y darme aliento en los momentos difíciles y acompañamiento en los momentos felices. A Carolina y Antonio, por hacer hermosa la estancia lejos de casa, no lo hubiera logrado sin ustedes. A Penélope por las tardes de charla. A May, a José y a Oli por todo su apoyo, por los ánimos y las charlas de tesistas docentes. Les llevo en el corazón, siempre. DEDICATORIA Para Aketzalli. Con esfuerzo y perseverancia ningún sueño es demasiado grande. Te amo. ÍNDICE RESUMEN ……………………………………………………………………………...………………… 1 ABSTRACT …………………………………………………………………………………….………… 2 1. INTRODUCCIÓN …………………………………………………...………………………………… 3 2. OBJETIVOS …………………………………………………...……………………………………..... 7 CAPÍTULO I. Capacidad de respuesta y respuesta de Laguncularia racemosa a la inoculación con hongos micorrizógenos arbusculares alóctonos ……………………………………………………...…….. 8 Resumen …..…………………………………………………...………………………………………….. 8 I.1. Antecedentes …………………………………………………...………………………………..…..... 9 I.2. Objetivos…………..…………………………………...…………………………………………….. 22 I.3. Hipótesis …………………………………………………...………………………………..……….. 22 1.4. Materiales y métodos …………………………………………………...…………………………... 22 I.5. Resultados …………………………………………………...………..……………………………... 35 I.6. Discusión …………………………………………………...………………….…………………..… 51 I.7. Conclusiones …………………………………………………...………………………………….… 58 I.8. Referencias bibliográficas…………………………………………………...……...………………. 59 CAPÍTULO II. Respuesta de Laguncularia racemosa a la inoculación con hongos micorrizógenos arbusculares autóctonos …………………………………………………………………………..………… 71 Resumen …..…………………………………………………...………………………………………… 71 II.1. Antecedentes …………………………………………………...…………………………………... 72 II.2. Objetivos…………………………………………………...……………………………………...… 75 II.3. Hipótesis …………………………………………………...……………………………………..… 75 II.4. Materiales y métodos …………………………………………………...………………………….. 76 II.5. Resultados …………………………………………………...…………………………………….... 79 II.6. Discusión …………………………………………………...……………………………………….. 83 II.7. Conclusiones …………………………………………………...…………………………………… 84 II.8. Referencias bibliográficas …..…………………………………………………...………………… 85 3. DISCUSIÓN GENERAL …………………………………………………...……………………….... 91 4. CONCLUSIÓN GENERAL …………………………………………………...…………………….. 94 5. PERSPECTIVAS …………………………………………………...……………………………….... 94 6. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS ………………...…………………...……………………...… 95 7. ANEXOS …………………………………………………...………………………………………… 100 1 RESUMEN Los hongos micorrizógenos arbusculares (HMA) se encuentran ampliamente distribuidos en los humedales. Los humedales son ecosistemas de transición entre los sistemas acuáticos y terrestres, en los que el agua se puede hallar estacionada o fluyendo sobre la superficie del suelo. La presencia de los HMA en los humedales sugiere que son importantes en términos ecológicos, pero su función aún no se comprende con claridad. Con el objetivo de determinar de manera cuantitativa la importancia de la asociación micorrízica arbuscular para las plantas de humedal en condiciones controladas y en particular para el mangle verdadero Laguncularia racemosa, este trabajo se dividió en fases, la primera, presentada en la sección de anexos, consiste en un meta-análisis que explora en efecto de los HMA sobre las plantas de humedal con las que se asocian en condiciones experimentales; la segunda fase, presentada como el capítulo I de este documento, consistió en dos experimentos cuyo objetivo fue determinar la capacidad de respuesta y la respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA alóctonos, bajo distintas condiciones de disponibilidad de agua, salinidad y adición de fósforo; la tercera fase, presentada como el capítulo II de este documento, consistió un experimento cuyo objetivo fue evaluar la respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA autóctonos. El meta-análisis tuvo, como resultado principal, que las plantas de humedal obtienen beneficios significativos de asociarse con hongos micorrizógenos arbusculares y en qué atributo vegetal se reflejen los mismos, así como su magnitud, depende de la identidad del hospedero, la adición de fósforo y la disponibilidad de agua en el sustrato. En los tres experimentos desarrollados, bajo algunas condiciones experimentales, se observó beneficio en concentración de nutrimentos en los tejidos vegetales, pero en otras se observó una reducción, que con probabilidad fue promovida por las condiciones de escasa fertilidad bajo las cuales fueron desarrollados dichos experimentos. También se registró un incremento en biomasa en algunas condiciones experimentales para las plantas inoculadas. En condiciones de inundación intermitente se registró una concentración de 21% más fósforo inorgánico en los tejidos de las plantas (acompañada de un incremento del 20% en longitud de raíz y una disminución de 3% en la concentración de nitrógeno) inoculadas con HMA de origen autóctono; en las mismas condiciones de riego, pero con HMA alóctonos, se registró una concentración de 5% más nitrógeno. En condiciones no inundadas se registró que las plantas inoculadas con HMA alóctonos, generaron un 60% más altura que las plantas no inoculadas del mismo tratamiento. La condición “micorriza:inundación:sal” resultó en una concentración casi del 400% más fósforo inorgánico que la condición “no micorriza:no inundación:no sal”, con una resultante altura 46% mayor en las plantas (pero una reducción del 48% en la concentración de nitrógeno). En todos los experimentos (pero no en todos los tratamientos) se registró un incremento en la eficiencia de uso de agua de las plantas inoculadas, en comparación con las no inoculadas, de una magnitud variable según las condiciones experimentales. Se concluye que los hongos micorrizógenos arbuculares son simbiontes eficaces de las plantas que se desarrollan en los humedales, siendo la especie de mangle Laguncularia racemosa responsiva a la inoculación con hongos micorrizógenos arbusculares, tanto de origen alóctono, como de origen autóctono. La respuesta que L. racemosa a la asociación con los HMA, fluctuó dependiendo de la propia variación de las condiciones en el sustrato donde se desarrollaron los simbiontes, expresando una respuesta más favorable en unas condiciones que en otras. 2 ABSTRACT Arbuscular mycorrhizal fungi (AMF) are widely distributed in wetlands. Wetlands are transition ecosystems between aquatic and terrestrial systems, in which the water can be found static or flowing on the soil surface. The AMF presence in wetlands suggest that they are important in ecological terms, but their function is not yet clearly understood. With the objective of determining quantitatively the arbuscular mycorrhizal association importance for wetland plants in controlled conditions, and in particular for the true mangrove Laguncularia racemosa, this thesis was divided in three stages, the first consisted in a meta- analysis that explores the AMF effect on wetland plants which they associate with on experimental conditions; the second stage, presented as Chapter I in this document, consisted in two experiments, whose objective were to determine L. racemosa responsiveness and response to allochthonous AMF inoculation under distinct water availability, salinity, and phosphorus addition conditions; the third stage, presented as Chapter II, consisted in one experiment, which objective was to determine L. racemosa response to autochthonous AMF inoculation. The meta-analysis showed as main result that wetland plants obtain significative benefits as result of associating with the AMF; in which vegetal attribute be those observed, as well as their magnitude, depends on the host identity, the phosphorous addition and substrate water availability. In the three developed experiments it was observed, under some experimental conditions, a tissue nutrient concentration benefit, but under others it was observed a reduction, which likely was promoted by the scarce soil fertility under which the experiments were developed. Also, in inoculated plants, it was observed biomass increase in some experimental conditions. Under non-permanent flooding, allochthonous AMF inoculated plants showed a 21% increase in inorganic phosphorus (Pi) concentration (accompanied with a 20% increase on root length, and a reduction of 3% in N concentration); under the same water availability conditions, it was observed a 5% less N concentration. In non-flooded conditions, in plants inoculated with autochthonous AMF, it was observed a 60% heigh increase and 30% root length increase, in comparison with non-inoculated plants. The condition “mycorrhizal:flooded:saline” resulted on almost a 400% increase on Pi uptake in comparison with the condition “non-mycorrhizal:non-flooded:non-saline”, along with a 46% of plant heigh increase (but a 48% reduction in N concentration). In all the experiments (but not on all treatments) water use efficiency increased for the mycorrhiza inoculated plants was registered, in comparison with the non-inoculated, with a variable magnitude depending on the experimental conditions. It is concluded that the AMF are effective symbionts for wetland plants, being the true mangrove Laguncularia racemosa responsive to inoculation with AMF, both from allochthonous and from autochthonous origin. The response expressed by L. racemosa to the association with AMF fluctuated depending on the own substrate conditions in which both symbionts developed, expressing a more favorable response in some than in other conditions. 3 La importancia de los hongos micorrizógenos arbusculares para las plantas de humedal. Respuesta de Laguncularia racemosa a la inoculación con hongos micorrizógenos arbusculares 1. INTRODUCCIÓN La micorriza arbuscular es una asociación simbiótica que se forma entre la mayoría de las plantas vasculares y hongos del phyllum Glomeromycota, siendo estos últimos, simbiontes obligados. De esta asociación, los hongos se benefician con la obtención de carbohidratos producto de la fotosíntesis y las plantas se benefician en más de un sentido (Smith y Read 2008). Los hongos micorrizógenos arbusculares (HMA) ejercen una profunda influencia sobre la fisiología de la planta, mejorando su estatus nutrimental (principalmente por la toma incrementada de P, N, S, K+, Zn, Cu, Fe, Mn), su resistencia a estresores bióticos y abióticos tales como patógenos, metales pesados, sequía y salinidad, lo cual se refleja favorablemente en su crecimiento y adecuación (Smith y Read 2008; Augé 2004; Pozo y Azcón-Aguilar 2007; Azcón-Aguilar et al. 2009; Porcel y Ruiz-Lozano 2012; Berruti et al. 2016). Los mecanismos a través de los cuales los HMA incrementan la tolerancia al estrés en sus hospederos aún están siendo elucidados (Berruti et al 2016), pero es reconocido que parte de los beneficios que las plantas obtienen de la asociación se derivan del incremento en la toma de fósforo (Mullen y Schmidt 1993; Smith et al 2011; Lopez de Andrade et al. 2015). Por ello una manera de identificar qué tan responsiva es una especie a la asociación bajo distintos niveles de disponibilidad de fósforo es evaluar el crecimiento de individuos inoculados con HMA, en comparación con individuos no inoculados (Janos 2007). Asimismo, se puede conocer qué tan dependiente es de la asociación micorrízica evaluando a qué nivel de fósforo en el suelo ésta genera un crecimiento y producción máximos (Menge et al 1978; Habte y Byappanahalli 1994; Siqueira y Saggin-Júnior 2001). Además del crecimiento y la producción de estructuras reproductivas, el beneficio que las plantas reciben al estar asociadas con los HMA se puede observar en otros atributos vegetales y se ha cuantificado y contrastado bajo distintas condiciones ambientales (Wang et al 2010; Tapia-Goné et al 2010; López de Andrade et al 2015) y para distintas especies vegetales (González y Cuenca 2008; Xie et al 2014; Sarkar et al 2015). Para evaluar dicho beneficio se establecen experimentos bajo condiciones controladas que miden el contenido de nutrientes en los tejidos (Sarkar et al 2016), el desempeño fotosintético y de intercambio de gases (Hajiboland et al 2015) y el crecimiento (Porcel et al 2015) de las plantas inoculadas con HMA, en comparación con plantas no inoculadas. Estos ensayos se denominan experimentos de efectividad de la inoculación con HMA o experimentos de respuesta de la planta de interés a la inoculación. Aunque esta simbiosis micorrízica arbuscular es citada en los libros de texto como un claro ejemplo de mutualismo y las plantas a menudo sí obtienen beneficio de esta asociación, la interacción puede verse, desde la perspectiva de la estequiometría de C:P:N, como un continuo de respuestas posibles. De los estudios de efectividad y de las observaciones de comportamiento en los distintos sistemas naturales, ha derivado la hipótesis de que el beneficio que obtienen las distintas especies de HMA y las distintas especies de plantas que se asocian, no es siempre óptimo, si no que se benefician en diferentes grados (Johnson 2010; Hoeksema et al. 2010). Las plantas y los HMA, al encontrarse asociados, ejercen fuerzas recíprocas selectivas a través del intercambio de recursos. De acuerdo con Johnson (2010), el balance de la 4 asociación de intercambio que es la micorriza es definido por el grado de beneficio que cada simbionte recibe y el costo que le representa estar asociado. Dependiendo de esto, la asociación micorrízica puede hallarse en distintos puntos de interacción que van desde el mutualismo (punto óptimo, en el que los costos no exceden los beneficios) hasta el parasitismo (donde uno de los simbiontes recibe desproporcionadamente más beneficios de los que entrega). Estos costos y beneficios están relacionados con los requerimientos de cada simbionte y su habilidad de adquirir recursos, características que a su vez varían dependiendo de dos aspectos (Johnson 2010): la identidad de los simbiontes implicados (y como parte de dicha identidad, su dependencia micorrízica) y el ambiente. Hoeksema et al. (2010) señala que el comportamiento parasitario de los HMA puede ser inducido ambiental o genotípicamente durante alguna etapa del desarrollo y que las características morfológicas, fenológicas y fisiológicas de los simbiontes influyen sobre el funcionamiento de las micorrizas a escala individual. También resultan mediadores de dicho funcionamiento elementos externos a la micorriza tales como los factores bióticos y abióticos en la rizósfera, la comunidad y el ecosistema. Desarrollar y probar modelos cuantitativos del funcionamiento de la micorriza, requiere manipulaciones experimentales y mediciones creativas. Una mayor comprensión de cómo funcionan las micorrizas en los sistemas naturales complejos es un pre-requisito para manejarlas en agricultura, silvicultura y restauración (Hoeksema et al 2010). La interacción micorrízica arbuscular se encuentra ampliamente distribuida en los ecosistemas terrestres (Golubski 2002) y se ha encontrado que también en los humedales (Hoefnagels et al. 1993; Miller 2000; Sengupta y Chaudhuri 2002; D’Souza y Rodrigues 2013a). Los humedales son ecosistemas de transición entre el medio terrestre y el acuático, en los cuales el agua subterránea se halla a menudo a nivel de la superficie o el suelo está cubierto por aguas someras (Kent 2001). La inundación es el factor que tienen en común todos los humedales, pero algunos presentan otras características ambientales que contribuyen a hacerlos un ambiente extremo (Pezeshki 2016). Entre dichos factores se pueden encontrar la sequía temporal, la salinidad y las temperaturas extremas. Los manglares, por ejemplo, por lo general presentan las cuatro características (Pezeshki 2016). La disponibilidad de nutrientes en los humedales suele ser limitada debido a la inundación y las condiciones anóxicas derivadas de ésta (Pezeshki 2016) y a pesar de las adaptaciones con las que cuentan las especies de los humedales, muchas pueden experimentar numerosas toxicidades y deficiencias (e.g. para las plantas, las condiciones en los suelos inundados pueden conducir a la inhibición de la absorción de nutrimentos y el transporte debido a disfunción o incluso muerte de la raíz) (Armstrong et al. 1996; Pezeshki 2001; Pezeshki and DeLaune 2012; Pezeshki 2016). Aún cuando el ambiente de los humedales puede aparentemente llegar a ser hostil para los HMA debido a su sustato inundable (Sharma y Johri 2002), se ha registrado que éstos son capaces de entregar beneficios a sus hospederos de humedal (Eberl 2011; Liu et al 2014), así que, a pesar del ambiente estresante que representan los humedales, los HMA son un aliado potencial para lidiar con la escasez de nutrimentos. Por otro lado, ya se ha registrado que los HMA son capaces de entregar beneficios bajo condiciones de salinidad (Xie et al 2014) y aliviar el estrés salino a sus hospederos de humedal (Porcel et al 2015). Globalmente, los humedales se hallan en todos los climas, desde los tropicales hasta la tundra, cubriendo alrededor del 6% de la superficie de la tierra, e incluyen esosistemas como los pantanos, las marismas (saladas y de agua dulce), los humedales riverinos y estuarios y los manglares (Kent 2001; Moore 2006; Reddy y DeLaune 2008). Los humedales son muy 5 importantes porque: (1) juegan un papel único en la regulación de los ciclos biogeoquímicos, (2) representan algunos de los ecosistemas más productivos de la tierra (pudiendo superar a los ecosistemas terrestres y acuáticos), (3) mantienen biota en diversas formas y (4) sirven como filtros que procesan los contaminantes de la escorrentía terrestre y la deposición atmosférica (Keddy 2000; Kent DM 2001; Reddy y DeLaune 2008). Los humedales son ecosistemas complejos, pues las funciones en estos sistemas (e.g. biodegradación de los compuestos orgánicos, ciclaje de elementos, intercambio atmosférico, capacidad de procesamieno e incluso la respuesta de las plantas) están dirigidas por muchos procesos físicos, químicos y biológicos. A su vez, se caracterizan porque en sus suelos o sedimentos puede hallarse un amplio intervalo de condiciones, desde fuertemente reductoras (anaeróbicas) hasta oxidantes (aeróbicas), a diferentes escalas tanto espaciales como temporales (Reddy y DeLaune 2008). El presente estudio se aborda con la perspectiva de que en los ecosistemas fluctuantes que son los humedales, el beneficio que las plantas reciben de los HMA con los que se asocian también es variable y dependiente de las condiciones de inundación, fertilidad y salinidad en el sustrato, así como de la identidad de los simbiontes. En búsqueda de patrones generales de la respuesta de las plantas de humedal a la asociación micorrízica arbuscular y de cómo pueden variar los resultados de tales estudios dependiendo de la manipulación de los factores físicos y químicos del sustrato, se realizó un meta-análisis de los estudios de efectividad micorrízica realizados en laboratorio bajo condiciones controladas (experimentos de maceta) con plantas de humedal. Por otro lado, se seleccionó al mangle verdadero Laguncularia racemosa (L.) Gaertn y se estableció una serie de experimentos con condiciones edáficas variables. para determinar su capacidad de respuesta y su respuesta a la inoculación con HMA. Las condiciones de los experimentos mismas que pretendieron aproximarse a algunas de las condiciones en las que naturalmente se puede hallar a esta especie. L. racemosa fue seleccionada para llevar a cabo el estudio debido a su amplia distribución en las regiones del Caribe, América y África occidental (Spalding et al. 2010) y su capacidad para albergar HMA en condiciones naturales (Martínez-Hernández et al. 2021). Los humedales y en particular los manglares, se hallan fuertemente impactados en el mundo y en México, debido principalmente al cambio de uso de suelo, la contaminación y la sobreexplotación de sus recursos (Ramsar 2006, Gardner et al 2015; Valderrama-Landeros et al 2017). Existen distintas estrategias de restauración para los ecosistemas de manglar: a) tomar propágulos ya establecidos de otras zonas y reubicarlos en el área afectada, b) rehabilitar elementos del ecosistema que impiden su regeneración natural y luego dejar que los propágulos lleguen solos y c) establecer viveros para la producción de propágulos (Reese s. f.). La rehabilitación de los bosques tropicales degradados seguida de la inoculación con HMA tiene el potencial de restaurar funciones ecosistémicas importantes (agregación del suelo, transporte de agua y nutrimentos entre individuos vegetales a través de la red fúngica subterránea, mantenimiento de la diversidad vegetal y microbiana, sumidero de carbono, amortiguamiento de perturbaciones) (Gafur 2014). La producción de plántulas en vivero ha sido la actividad dominante para la restauración de los manglares (Reese s. f.). La rápida producción en viveros de plántulas de buena calidad, destinadas a tales actividades es importante, de modo que el uso de plántulas vigorosas para reforestar vastas áreas de bosques tropicales es la clave del éxito en la reforestación y aforestación (Tawaraya y Turjaman 2014). Las tasas de supervivencia de las plántulas inoculadas con HMA, pueden ser mayores que las de aquellas que no son inoculadas (Tawaraya y Turjaman 2014), convirtiendo al manejo de la asociación micorrízica arbuscular 6 en una estrategia para la optimización de los programas de reforestación. Este potencial existe también para las áreas de manglar. Dada la escasez de información acerca del funcionamiento de los HMA en los sistemas acuáticos y semiacuáticos, este trabajo intenta responder la siguiente pregunta: ¿cuál es el impacto potencial que los HMA pueden tener en las plantas de humedal? Por lo que el trabajo de investigación se dividió en tres etapas, mismas que se describen a continuación. La primera fase, presentada por requisitos de empaste en la sección de anexos (ANEXO 1), consiste en un meta-análisis que explora en efecto de los HMA sobre las plantas de humedal con las que se asocian en condiciones experimentales. En este artículo se ahonda en la relevancia de los humedales y de los HMA como parte de estos ecosistemas, además, se detallan las diferentes condiciones edáficas que dominan este tipo de ecosistemas y cómo responden las plantas y los HMA a tales condiciones. Finalmente, de acuerdo a los resultados del estudio, se discuten los distintos atributos vegetales a través de los cuáles se puede evaluar el efecto de los HMA sobre sus hospederos en condiciones experimentales y cuál es la respuesta general de las plantas de humedal que se han evaluado en tales condiciones, a la fecha. La segunda fase de la investigación, que se presenta en este documento como primer capítulo, profundiza en los ecosistemas de manglar y la fluctuación de su ambiente edáfico, así como la potencial respuesta de los HMA y por tanto de la asociación micorrízica a distintas condiciones en el mismo. En este capítulo se presentan dos experimentos cuyo objetivo fue determinar la capacidad de respuesta y la respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA alóctonos, bajo distintas condiciones de disponibilidad de agua, salinidad y adición de fósforo. En la tercera fase de la investigación, que se presenta en este documento como segundo capítulo, se aborda el conocimiento hasta la fecha del papel de los HMA en los manglares y la relevancia de los HMA de origen autóctono, y se presenta un experimento cuyo objetivo fue evaluar la respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA autóctonos. Los resultados son discutidos al final del capítulo con perspectiva de potencial de uso de esta simbiosis en los esfuerzos de restauración. Al final del presente trabajo se presenta una discusión general de los resultados, así como la conclusión global. 7 2. OBJETIVOS 2.1. Objetivo general Determinar de manera cuantitativa la importancia de la asociación micorrízica arbuscular para las plantas de humedal en condiciones controladas y en particular para el mangle Laguncularia racemosa (L.) Gaertn. 2.2. Objetivos particulares • Determinar a través de un meta-análisis el efecto de la micorriza arbuscular sobre las plantas de humedal en experimentos de maceta. • Determinar la capacidad de respuesta de Laguncularia racemosa (L.) Gaertn a la inoculación de hongos micorrizógenos arbusculares alóctonos, bajo tres niveles de adición de fósforo. • Determinar la respuesta de Laguncularia racemosa (L.) Gaertn a la inoculación con HMA alóctonos y autóctonos bajo distintas condiciones de adición de fósforo, salinidad y disponibilidad de agua en el sustrato, en términos de adquisición de nutrimentos, parámetros fotosintéticos y de intercambio de gases e incremento de biomasa. 8 CAPÍTULO I. Capacidad de respuesta y respuesta de Laguncularia racemosa a la inoculación con hongos micorrizógenos arbusculares alóctonos RESUMEN La micorriza arbuscular, prevalesce en los ecosistemas de manglar y es de gran importancia para las plantas que se establecen en estos sistemas. En los diferentes ensayos que se han realizado en plantas de humedal, se ha encontrado que hay condiciones en las que los hongos micorrizógenos arbusculares (HMA) entregan mayor cantidad de beneficios que en otras. Se sabe que el beneficio que las plantas reciben de la asociación micorrízica arbuscular varía de acuerdo con las condiciones abióticas del ecosistema y la identidad de los simbiontes. Dado que los manglares se hallan sometidos a condiciones de inundación y generalmente reciben influencia de la marea, son sistemas muy dinámicos. El presente trabajo se aborda desde la perspectiva de que, así como el ambiente de los manglares fluctua, el balance de la asociación micorrízica arbuscular fluctuará también, siendo de mayor beneficio en algunas condiciones ambientales que en otras, según la disponibilidad de elementos de intercambio mutualista (agua y nutrimentos del hongo a la planta y carbono de la planta al hongo) y de la capacidad que tengan ambos simbiontes para proporcionar estos elementos (de acuerdo a los estresores ambientales y a la identidad del simbionte). Para probar la hipótesis de que L. racemosa sería responsiva a la inoculación y presentaría un beneficio de ser inoculada con HMA observable en la concentración de nutrientes en sus tejidos, en parámetros fotosintéticos y de intercambio de gases, y en su biomasa, se establecieron dos experimentos de efectividad con los que a su vez se pretendió dar respuesta a las siguientes interrogantes: ¿cuál es la respuesta del mangle Laguncularia racemosa a la asociación con HMA bajo distintas condiciones de humedad, salinidad y fósforo en el sustrato? ¿cuál es la capacidad de respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA bajo tres escenarios de adición de fósforo? y ¿cuál es el porcentaje de colonización radical y la densidad de esporas de los HMA asociados a L. racemosa en condiciones experimentales y bajo distintos niveles de saturación de agua, salinidad y fósforo en el sustrato? Los experimentos establecidos fueron los siguientes: un experimento con condiciones contrastantes de saturación de agua y salinidad en el sustrato y un experimento con adición diferencial de fósforo, en ambos el tratamiento de inoculación estuvo conformado por HMA de origen alóctono. Los HMA se asociaron con L. racemosa en todas las condiciones probadas: inundación y no inundación, con y sin adición de NaCl. L. racemosa resultó una especie responsiva a la inoculación con HMA de origen alóctono en las condiciones de adición de fósforo probadas. El desempeño de las plantas dependió de una compleja interacción del nivel de disponibilidad de agua en el sustrato, la salinidad y la inoculación con HMA. L. racemosa expresó una respuesta favorable a la inoculación a través del incremento en la eficiencia de uso de agua en condiciones de inundación intermitente, y en la concentración de nitrógeno en sus tejidos en condiciones “no inundadas y sin salinidad”. En las últimas condiciones se registró un incremento en altura en las plantas inoculadas. Por otro lado, se registró una mayor concentración de fósforo inorgánico en los tejidos y longitud de raíz en la condición “inundación:sal:micorriza”, en comparación con la de “no inundación:no sal:no micorriza”. Los resultados de esta investigación indican que, la respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA en condiciones edáficas diferenciales, como lo son los dinámicos suelos de los manglares, fluctúa, siendo de mayor beneficio en algunas condiciones que en otras, siendo de relevancia las condiciones de fertilidad, la disponibilidad de agua y la salinidad en el sustrato. 9 I.1. ANTECEDENTES I.1.1. El ecosistema de manglar Los manglares se encuentran en la transición tierra-agua en las costas tropicales y subtropicales (Moreno-Casasola et al. 2006; Spalding et al. 2010), por lo que el sustrato en el cual se establecen las plantas se encuentra temporal o permanentemente inundado (Tomlinson 1986) y típicamente con influencia de salinidad. La inundación agota el oxígeno de los suelos a través del desplazamiento del aire y ralentiza su difusión de la atmósfera hacia el suelo (Jackson y Armstrong 1999), esto representa un factor de estrés para la biota que se establece en estos hábitats (Evans 2003). En las especies vegetales adaptadas a la inundación, entre ellos los mangles verdaderos, el riesgo de asfixia es minimizado por vías internas de transporte de bajo impedimento, conformado por un tejido vegetal continuo que contiene espacios de gas agrandados, este tejido se denomina aerénquima (Evans 2003). Este permite que las partes de la planta mejor aireadas sean usadas como ventilas remotas para el beneficio de los órganos inundados (Jackson y Armstrong 1999). Las concentraciones elevadas de salinidad, son dañinas para la mayoría de las plantas (Aggarwal et al. 2012) debido a: (a) estrés osmótico, (b) toxicidad de los iones y (c) desbalance nutrimental (Tomlinson 1986; Asghari 2004; Shi et al. 2005; Evelin et al 2009; Hammer et al. 2011; Aggarwal et al. 2012; Garg y Pandey 2015). La salinidad es definida como la concentración de sales minerales disueltas, presentes en suelos y aguas, que consisten en electrolitos de cationes y aniones, siendo los principales cationes Na+, Ca2+, Mg2+ y K+ y los principales aniones Cl-, SO4 2-, HCO3 -, CO3 2- y NO3 - (Aggarwal et al. 2012). El agua del mar comprende aproximadamente 35 g/l de sal (Hogarth 2010). Al estar restringidos a los hábitats intersticiales, los mangles se ven sometidos a un ambiente donde el agua en el sustrato suele poseer una salinidad de 17.0–36.4 ppm (partes por mil, equivalentes a una concentración de 17.0–36.4 g/l de sal) (Wu et al. 2008) y hasta más del doble de la salinidad típica del agua marina (Hogarth 2010). Los mecanismos principales de los que se valen los mangles para hacer frente a la salinidad son: (a) exclusión de sales por parte de las raíces (Tomlinson 1986; Hogarth 2010); (b) eliminación del exceso de sal por secreción (Tomlinson 1986; Osborne y Berjak 1997); y (c) tolerancia a altas concentraciones de sal en los tejidos. (Hogarth 2010; Parida y Jha 2010). De acuerdo con los diferentes mecanismos de los que los mangles se valen para tolerar la salinidad, son clasificados como: exclusores, excretores o acumuladores de sal (Parida y Jha 2010). Los ecosistemas de manglar son ambientes complejos, pues en ellos coexisten elementos de ecosistemas marinos y terrestres, variables topográficas, edáficas y climáticas cambiantes o fluctuantes, así como ciclos recurrentes y eventos infrecuentes (cataclismos) (Tomlinson 1986). Por un lado, al hallarse en las zonas costeras, los recursos bióticos y abióticos son altamente variables en respuesta de los dinámicos procesos costeros; y por otro lado, el agua dulce de tierra adentro forma sistemas de ríos que fluyen hasta el bosque de manglar, contribuyendo a la deposición de cantidades substanciales de materia suspendida, nutrimentos, metales pesados y otros compuestos (Shak et al. 2013). En los manglares se mezclan el agua dulce de tierra adentro (ríos superficiales y subterráneos) con el agua salada del océano (Shak et al. 2013). Los suelos en los bosques de manglar se caracterizan por una combinación de varios factores físicos, químicos y biológicos que varían consideralmente entre los diferentes sitios de manglar (Hossain y Nuruddin 2016). La elevación del terreno y el clima juegan un papel 10 importante en la dinámica de estos ecosistemas: la salinidad y la hidrología del sitio, el pH, la concentración de nutrimentos, etc., pueden variar espacialmente a lo largo de la zona intersticial y de manera estacional (Yates et al. 2002; Vázquez-Piqué et al. 2008). La estacionalidad ambiental afecta la temperatura, el contenido de agua en el suelo y la disponibilidad de los recursos (Jaramillo 2002; García y Cabrera-Reyes 2008). Estos factores a su vez afectan a otras variables edáficas, de modo que éstas cambian también de acuerdo con la estación del año (López 2005; D’Souza y Rodrigues, 2013b). Estos factores a su vez se correlacionan con la fenología de las plantas, su crecimiento, la reproducción sexual y otros patrones de actividad (López 2005). Se ha registrado que la gran mayoría de las condiciones edáficas del ambiente de manglar, se modifican de acuerdo a la temporada (Ramírez-Viga et al. 2015), e.g. en las temporadas de lluvia el nivel de inundación se incrementa y con ello disminuye la salinidad en el sustrato y por el contrario en las temporadas de sequía disminuye el nivel de inundación en el sustrato, pero la salinidad en los sitios con influencia del agua marina suele concentrarse. I.1.2. Los nutrientes en el suelo de los manglares Los nutrientes ingresan a los manglares a través del flujo o infiltración de agua intersticial rica en nutrientes proveniente de los márgenes de los ríos, de la caída de hojas, ramas y corteza de los árboles, por los materiales suspendidos en la escorrentía de la superficie del suelo, los mecanismos de descomposición de los microorganismos, la actividad de la fauna (Sofawi et al. 1983; Singh et al. 2005; Hogarth 2010) y la regeneración bentónica en las aguas someras (Singh et al. 2005). Los requerimientos de nutrientes y elementos traza para mantener la producción, crecimiento y el mantenimiento fisiológico de los bosques de manglar, se traducen en una veloz adsorción de nutrientes que son transformados por arqueas, bacterias, hongos, protistas y microalgas, existiendo de este modo una estrecha relación entre la fijación de carbono y el ciclo de los nutrientes (Alongi 2018). El carbono orgánico y los contenidos de materia orgánica en los suelos de los manglares son ampliamente variables, registrándose en algunos arriba del 10 % de carbono orgánico (Rambok et al. 2010; Moreno y Calderon 2011) y otros hasta menos del 1 % (Sah et al. 1989; Hossain et al. 2012), indicando las pobres condiciones nutricias de los suelos de algunos manglares (Hossain y Nuruddin 2016). En la península de Yucatán, en un estudio previo se encontraron valores desde 1.91 hasta 13 % de materia orgánica en los sedimentos de manglar (Ramírez-Viga 2015). Singh et al. (2005) señalan que los manglares son fuente de materia orgánica de baja calidad nutricia. Los manglares son ecosistemas de alta productividad, pero muchos de ellos poseen una disponibilidad extremadamente baja de nutrimentos (Kathiresan y Bingham 2001; Feller et al. 2003), lo que ha sido parcialmente explicado por: (1) la presencia de un eficiente sistema de reciclaje de nutrientes, efectuado a través de la actividad microbiana (Holguin et al. 2011), (2) la elevada capacidad de los mangles para minimizar las pérdidas de nutrientes y de recuperarlos de las raíces en descomposición y (3) la actividad de la fauna, que contribuye al enterramiento y el procesamiento de hojas en el sedimento (Hogarth 2010). El N y el P son dos de los nutrientes más importantes para las plantas (Richardson y Vepraskas 2001; Moore 2006; Brady y Weil 2008), y al ser deficientes, también se vuelven limitantes en los ecosistemas de manglar (Carr y Chambers 1998; Klironomos 2003; Hogarth 2010; Holguin et al. 2011; Ramírez-Viga et al. 2020b). La disponibilidad de los nutrimentos en los sedimentos de los manglares, tanto para los microbios como para las plantas, se complica por 11 los procesos biogeoquímicos, tales como el involucramiento de algunos nutrientes en las reacciones de adsorsión a minerales de arcilla. (Singh et al. 2005). La mayor parte del nitrógeno y del fósforo se encuentra unida a ácidos húmicos y fúlvicos y a complejos de arcillas, minerales y metales (Alongi 1998; Hogarth 2010). I.1.2.1. El nitrógeno en los manglares En los ecosistemas de manglar, donde el nitrógeno es a menudo limitante, la biota nativa presenta una variedad de mecanismos para conserver dicho elemento. Estos mecanismos incluyen, pero no se restringen, a: (1) una absorción de solutos altamente eficiente; (2) elevada eficiencia en el uso de N y elevadas tasas de reabsorción foliar; (3) bajas tasas de pérdida de N, tales como exportación de N disuelto y emisiones de N2O, en relación a las entradas de N; (4) exportación de N elevadamente refractario en la forma de ácidos húmicos y fulvicos (taninos); (5) veloces tasas de fijación de N en la superficie del suelo y en varios componentes del bosque (corteza, madera caída, raíces de soporte, neumatóforos, tapetes de cianobacterias; y (6) gran reserva de raíces muertas bajo tierra (Alongi 2020). De acuerdo con estudios a nivel mundial, los valores de nitrógeno total en el sustrato de los manglares oscilan entre 0.09-0.97 % (Hossain y Nuruddin 2016). En la península de Yucatán, en estudios previos se han registrado valores entre 0.05 y 0.46 (promedio ± error estándar de 0.18 ± 0.07 %) (Ramírez-Viga 2015) y entre 0.09 y 2.3 % (promedio ± error estándar 1.06 ± 0.13 %) (Herrera 2014). El ciclo del nitrógeno en el suelo está compuesto por complejos procesos de transformación, casi todos conducidos por grupos de bacterias y arqueas, tales como los oxidadores de amonio, cianobacterias, reductores de nitrato y oxidadores de nitrito (Alongi 2020). Al vivir en ambientes escasos en N, los mangles dependen en gran manera de la eficacia de la maquinaria microbiana existente en sus suelos y aguas de marea para procesar y conservar N en sus varias formas. Hogarth (2010) indica que, ante tal limitación de N, cualquier contribución a la disponibilidad de dicho elemento es muy valiosa. La abundancia, diversidad y productivdad de las comunidades bacterianas planctónicas y del suelo son elevadas, resultando en una veloz absorción, transformación y liberación de N disuelto orgánico e inorgánico; las reservas de N disuelto se transforman rápidamente, usualmente en cuestión de minutos o días (Alongi 2020). Aunque la absorción y utilización de los nutrientes por parte de los árboles son veloces, a menudo resultan complejos patrones debido a varios factores interactivos, tales como las diferencias entre los bosques en cuanto a composición de especies (incluyendo a la microbiota), tipo de suelo, posición intersticial, fertilidad del suelo, salinidad, edad del bosque y etapa de desarrollo del bosque (Hogart; 2010; Alongi 2020). La concentración de nitrógeno orgánico disuelto (DON) es baja en al agua de manglares tropicales y se ha observado que disminuye conforme incrementa la salinidad y en temporadas de lluvia debido a la dilución. Las concentraciones más elevadas se observan durante la marea alta y disminuyen durante la marea menguante (Singh et al. 2005). Se han encontrado indicios de actividad de fijación de nitrógeno atmosférico asociada a las raíces de algunas especies de mangle y también se ha sugerido que algunas otras cuentan con nódulos foliares con bacterias fijadoras de nitrógeno. Entre las especies en las que se han registrado ambas características se encuentra L. racemosa (Hogarth 2010). La actividad bacteriana regula la mayoría de la reserva de amonio (casi siempre la forma dominante de nitrógeno inorgánico disuelto en los manglares, seguida por nitrito y nitrato) 12 (Alongi 1998; Hogarth 2010), particularmente en sedimentos más profundos (anóxicos), desprovistos de otra biota (Singh et al. 2005). El amonio se produce, ya sea por fijación de nitrógeno o por la descomposición de materia orgánica (Hogarth 2010). La inmovilización y asimilación de amonio por microbios, plantas, etc. siempre acompaña y contraresta el proceso de mineralización. El balance mutuo de estos procesos depende del radio C:N de la materia orgánica en descomposición. Substancia rica en N favorece la mineralización neta y aquella pobre en N favorece la inmovilización neta. La concentración de amonio es relativamente alta y es influenciada por el ciclo de mareas, la absorción de las plantas, cambio estacional, descomposición microbiana, temperatura, lluvia, etc. Los sedimentos de los manglares además reciben amonio por la excreción por parte de la fauna (Singh et al. 2005). El amonio generado en la zona anóxica del sustrato se difunde hacia arriba, a la delgada zona aeróbica de la superficie (con una pequeña pérdida a la atmósfera). En esta zona el amonio es oxidado por acción de bacterias aeróbicas, primero hacia iones de nitrito y después hacia iones de nitrato (nitrificación) (Singh et al. 2005; Hogarth 2010). Los procesos de nitrificación también ocurren en la linea oxidada de las madrigueras de los animales y dentro de la región oxidada alrededor de las raíces de los mangles (Singh et al. 2005). El nitrato entonces se difunde hacia abajo hacia el sustrato anóxico, donde puede ser: (a) reducido por actividad bacteriana a nitrógeno gaseoso u óxido nitroso, (b) asimilado por las bacterias e inmobilizado o (3) absorbido por las raíces de los mangles (Hogarth 2010). La absorción asimilatoria de N compensa los procesos de oxidación (Singh et al. 2005). Nitrógeno inorgánico disuelto reciclado (NID) es liberado de los sedimentos hacia el agua superficial a través de procesos de intercambio agua-sedimento y puede ser absorbido por fitoplancton. Por tanto, las algas bentónicas en los ecosistenas intersiticiales pueden controlar el flujo de DIN en la interfase sedimento-agua. La desnitrificación es un reservorio sigificativo en los ecosistemas costeros por la formación de nitrógeno gaseoso. La tasa de desnitrificación sedimentaria es afectada por los procesos asociados con el ciclaje de DIN en estuarios marinos en dos maneras: (1) la oxidación del amonio por nitrificación en el sedimento está fuertemente acoplada con la desnitrificación y por tanto la nitrificación por sí misma indirectamente remueve el N a través de estos procesos acoplados, y (2) La reducción desasimilatoria de nitrato a amonio compite con la denitrificación por nitrato como el aceptor terminal de electrones para el transporte respiratorio de electrones. La competencia entre los denitrificadores y los amonificadores bajo condiciones anaeróbicas consecuentemente afecta la remosión de nitrógeno por denitrificación sedimentaria (Singh et al. 2005). I.1.2.2. El fósforo en los manglares De acuerdo con la revisión de Hossain y Nuruddin (2016), las concentraciones de fósforo en los suelos de los manglares se reportan en cifras desde 5.2 hasta 26.34 mg/kg. En los manglares de la península de Yucatán se han encontrado valores desde 3.5 hasta 16.75 mg/kg de fósforo disponible (promedio ± error estándar de 8.46 ± 1.85) (Ramírez-Viga 2015) y entre 50 mg/kg y 700 mg/kg (promedio ± error estándar 300 ± 41.6) (Herrera -Silveira et al. 2014). En general, la capacidad del suelo de manglar para inmobilizar el fosfato depende de la cantidad de materia orgánica, su proporción C:P, y el tipo y cantidad de minerales de arcilla presentes. La disolución del fosfato mineral también depende de características fisicoquímicas tales como pH, sulfuros disponibles, la alcalinidad y estatus redox (Boto 1988). Esos factores pueden ser afectados por la actividad de microbios y organismos de 13 mayor tamaño. En comparación con las tasas de liberación de fósforo de fosfatos minerales y de materiales orgánicos refractarios, el tiempo de transformación para la absorción de P, utilización y excreción por parte de los organismos vivos, es muy corto. Los ciclos locales de P pueden ser muy eficientes en los manglares topicales, en los que se ha estimado que arriba del 88% de la reserva de P del bosque se retiene dentro del sistema (Singh et al. 2005). Los árboles de manglar y los microbios se hallan a menudo limitados por el P en los trópicos. Las concentraciones de P en el agua marina y el agua intersticial son bajas, y la afinidad de los suelos por P usualmente es muy alta. Junto con el crecimiento de algas, las dinámicas del mantillo de hojas han sido vistas tan importantes como para el ciclo del nitrógeno en los sedimentos de manglar. Las dinámicas de P en los sedimentos de los manglares se hallan cercanamente acopladas a la actividad de Fe- y de las bacterias reductoras de sulfato, los descomponedores microbianos primarios en los sedimentos normalmente reducidos (Singh et al. 2005; Hogarth 2010). Las variaciones en las concentraciones de P disuelto pueden reflejar cambios observados en el N disuelto. En los estuarios de manglar de los trópicos húmedos, las concentraciones de P disuelto y total disminuyen conforme se incrementa la salinidad. Las concentraciones de P disuelto y particulado en el sedimento del manglar son generalmente < 40mM para el fósforo inorgánico disuelto y <4mM para el fósforo orgánico disuelto. Las concentraciones varían a lo largo del tiempo y la posición intersticial, reflejando efectos estacionales de absorción vegetal y crecimiento microbiano, temperatura, lluvia, disponibilidad de oxígeno y tipo de sedimento. El fósforo inorgánico disuelto (fosfato soluble reactivo) existe principalmente como una sal nutriente (HPO4 2-) al pH del agua marina (Singh et al. 2005). La concentración de fósforo inorgánico es generalmente baja en los ambientes inundados, sin embargo, si los sedimentos son de grano fino, como ocurre en ecosistemas de manglar, el fosfato es absorbido de manera eficiente y esa es la razón probable por la que los mangles son capaces de crecer de manera exuberante en ambientes lodosos (Kathiresan, 2004). El fosfato soluble reactivo es fácilmente asimilado por bacterias, algas y plantas, incluyendo a los mangles. La mayor parte del P disuelto en los sistemas acuáticos consiste en varios fosfatos orgánicos, que son a menudo resistentes a la hidrólisis y por tanto de limitada disponibilidad. Boto (1988) ha señalado que mucho del P orgánico en los sedimentos de los manglares se encuentra en la forma de fitato y unido a compuestos húmicos, y es probablemente no fácilmente disponible para la nutrición de los microbios y las plantas de manglar (Singh et al. 2005). Aunque el P orgánico es la mayor fracción, los fosfatos inorgánicos probablemente representan la más grande fuente potencial de fósforo soluble reactivo disponible para las plantas (Boto 1988). La mayor parte del P inorgánico en los sedimentos de los mangles está, ya sea unido en la forma de fosfatos de Ca, Fe y Al o como fósforo soluble reactivo adsorbido en sesquioxidos de Fe y Al, esto limita severamente su disponibilidad para las plantas (Alongi 1998; Singh et al. 2005; Hogarth 2010). Las concentraciones totales de P orgánico, proporcionalmente mayores en los sedimentos superficiales (0-25 cm), reflejan la influencia de las raíces, mientras que las fracciones inorgánicas, principalmente el fosfato ferroso, se incrementan gradualmente con la profundidad, reflejando la influencia del incremento de la anoxia, particularmente debajo de la capa de raíces (Boto 1988). Las menores concentraciones de P se observan en los periodos secos (Singh et al. 2005; Hogarth 2010). 14 Las raíces de las plantas absorben P, ya sea como H2PO4 o como HPO4. Debido a que las concentraciones de tales iones en los suelos se encuentran en un rango micromolar, se requieren sistemas de transporte activo de alta afinifad para la absorción de fósforo inorgánico (Pi) en contra de un abrupto gradiente de potencial químico a través de la membrana plasmática de las células de la epidermis de la raíz. Este proceso es mediado por un simportador de alta afinidad Pi/H+ que pertenece a la familia de genes PHT1. Algunos miembros de esta familia son expresados específicamente y/o son regulados positivamente en las raíces colonizadas por hongos micorrizógenos, indicando su función en el transporte de Pi vía la ruta micorrízica (Bucher 2007). La toma de P en la interface suelo-hifa es mediada por transportadores fúngicos de alta afinidad (GvPT; Harrison y van Buuren 1995). Después de la captación de fosfato (en forma inorgánica, Pi) éste se incorpora al conjunto de Pi citosólico y la concentración se mantiene constante, garantizando las funciones celulares. Si el hongo transporta más Pi del requerido, el exceso se transporta (a través de la corriente protoplásmica) hacia gránulos de polifosfato (Poli-P) (que residen en vacuolas móviles), los cuales utilizan como vehículos para transportar el fosfato (Smith y Gianinazzi-Pearson 1988; Solaiman et al. 2014; Cuenca 2015). En la interfase hifa-planta, la degradación de los polifosfatos puede ocurrir vía polifosfatasas o por el reverso de la polifosfato quinasa (Smith y Gianinazzi-Pearson 1988). Consecuente de la degradación de los Poli-P, el fosfato es liberado al apoplasto interfacial (transporte pasivo), de donde los transportadores de membrana (miembros de la familia PHT1) de la planta, guían el fosfato a través de la membrana periarbuscular (transporte activo) para su distribución dentro de la planta (Solaiman et al. 2014; Cuenca 2015). La mayor parte del Pi absorbido es cargado al xilema y subsecuentemente translocado hacia los tallos de la planta (Shen et al. 2015). I.1.3. La simbiosis micorrízica arbuscular en los manglares Los HMA se encuentran de manera natural en los ecosistemas de manglar asociados a numerosas especies, bajo distintas condiciones de salinidad e inundación (Mohankumar y Mahadevan 1986; Chaudhuri y Sengupta 1990; Lingan et al 1999; Sengupta y Chaudhuri 2002; Kothamasi et al 2006; Kumar et al. 2007; Kumar et al. 2008; Kumar y Ghose 2008; Wang et al. 2011; D’Souza y Felinov 2013a; D’Souza y Felinov 2013b; Wang et al. 2015; Gupta et al 2016; Deepika y Kothamasi 2021). En cuanto a la información existente en México, cuatro investigaciones han abordado el tema (Echeverría 2006; Ramírez-Viga et al. 2020 a y b; Martínez-Hernández et al. 2021) y se ha registrado colonización micorrízica intraradical en las distintas especies vegetales que se establecen en los manglares de la costa de Yucatán, incluyendo a Laguncularia racemosa (Martínez-Hernández et al. 2021). La presencia de colonización micorrízica en las raíces de tales especies, sugiere que la asociación cumple un papel importante en los manglares, sin embargo, no se han llevado a cabo estudios que evalúen la respuesta de los mangles a la inoculación con HMA para ninguna de las especies de mangle que se distribuyen en México. A la fecha, existen pocos estudios publicados que hayan explorado la asociación micorrízica arbuscular de los manglares de manera experimental (Kumar et al. 2007; Wang et al. 2010; Xie et al. 2014; DSousa y Rodrigues 2017). I.1.3.1. La prevalencia de los HMA en el ambiente de manglar Así como los mangles se encuentran adaptados para prosperar bajo las condiciones extremas 15 de las zonas intermareales, se esperaría que los HMA, dado que se hallan de manera natural en tales ecosistemas, fueran capaces de lidiar con la inundación y la salinidad, y además generar beneficios para sus hospederos. Tales aspectos se desarrollan a continuación. I.1.3.1.1. Soportar la salinidad La salinidad es reportada como una variable perjudicial para los hongos micorrizógenos arbusculares (Kim y Weber 1985; Juniper y Abbott 1993; Krishna 2005; Juniper y Abbott 2006). Antes de que la colonización ocurra, las esporas necesitan hidratarse para poder germinar, lo cual es difícil en el suelo salino. En cierto grado, la salinidad perjudica a los HMA en etapas tempranas de la simbiosis, la cual es retardada más que inhibida (Juniper y Abbott 2006). De manera contrastante, se sabe que estos hongos alivian el estrés salino a sus hospederos, entonces, deben contar con mecanismos que les permitan reducir el estrés salino para ellos mismos. Uno de los mecanismos de adaptación de los hongos a elevadas concentraciones de salinidad es el ajuste osmótico a través de la síntesis de solutos compatibles tales como polioles, glicerol, manitol y la acumulación de prolina y betaína (Solaiman et al. 2014). Adicionalmente, los HMA actúan como exclusores (previenen la toma excesiva de iones) de Na+ y como inclusores (toman los iones y los almacenan en el citosol o los excretan) para Cl-. De este modo, los HMA son capaces de reducir la entrada del Na+ a sus células y por otro lado podrían estar utilizando al Cl- como equivalente osmótico (Hammer et al. 2011). De particular importancia es que, no sólo las hifas, sino también las esporas de los HMA, poseen menor concentración de salinidad que el ambiente circundante salino (Hammer et al. 2011), de modo que, los HMA protegen sus estructuras de resistencia y propagación. I.1.3.1.2. Soportar la inundación. Las diferencias interespecíficas en la capacidad de tolerar o evitar las condiciones asociadas con los suelos saturados o inundados, son un determinante principal de la estructura de la comunidad de plantas de los humedales (Stevens et al. 2011) y de manera análoga se esperaría que lo fuera para la comunidad de HMA en los manglares. Stevens et al. (2011), evaluaron la respuesta de dos especies de humedal a la inoculación con HMA en un experimento con tres niveles de disponibilidad de agua. Estos autores encontraron que, aunque la colonización fue mayor en los tratamientos secos, las asociaciones micorrízicas se formaron en todos los niveles de disponibilidad de agua y concluyen que, la inundación del suelo puede inhibir la formación de HMA en algunas especies emergentes de humedal bajo ciertas condiciones, pero este no es siempre el caso y las asociaciones micorrízicas arbusculares sí pueden establecerse en suelos inundados. Es posible que los HMA que colonizan a las plantas en los humedales se encuentren ganando, no sólo carbono de sus hospederos, si no también oxígeno. Por otro lado, es posible que, durante cortos periodos de hipoxia, los hongos se adapten a sobrevivir y recobrarse. De acuerdo con Helgason y Fitter (2009), las respuestas adaptativas a la anoxia transitoria podrían ser las siguientes: (a) para que el micelio extrarradical sea resistente, podría volverse dormante, resumiendo el crecimiento activo conforme el suelo se secase de nuevo; o (b) si el micelio no es capaz de sobrevivir, para recolonizar el hábitat, los hongos podrían concentrarse cerca de la raíz de la planta, obteniendo oxígeno ya fuese directamente desde la raíz (estructuras intrarradicales) o como el oxígeno que se filtra de ésta hacia el suelo (estructuras extrarradicales). Adicionalmente, ciertos HMA pudieran requerir menos oxígeno de lo que se pensaba con anterioridad. 16 La germinación y el crecimiento hifal son afectados por la inundación, pero estos efectos pueden ser reversibles. Le Tacon y colaboradores (1983) encontraron que, esporas que habían sido incubadas inicialmente en aire, eran capaces de recobrar el crecimiento hifal después de un periodo de inundación que lo había inhibido; estos autores sugieren que, dado que dentro de las raíces de las plantas existe una tensión de oxígeno menor que en la atmósfera, existe la posibilidad de que los HMA sean capaces de sobrevivir en condiciones similares promovidas por la inundación. Los autores de tal estudio no reportan haber sometido a inundación durante su propagación al inóculo usado, por lo cual se asume que no estaría particularmente adaptado a tal condicion. La fluctuación de marea en los manglares podría también ser clave para la supervivencia de los HMA en tales ambientes. De acuerdo con este planteamiento, las esporas con mayor probabilidad de germinar serían aquellas generadas en las estaciones de marea baja y las esporas que con mayor probabilidad generarar hifas que alcanzaran a colonizar las plantas, serían aquellas que germinaran en temporada de marea baja también, cuando el oxígeno en el sustrato es mayor. I.1.3.1.3. Entrega de beneficios en el ambiente inundado y salino. El éxito de los HMA en los ecosistemas de manglar, se encontraría determinado por su capacidad para lidiar con el estrés (como se plantea en los puntos anteriores), pero más allá de eso, estaría determinado por su capacidad de entregar beneficios a sus hospederos, siendo la asociación útil para las plantas en estos ecosistemas. Estudios realizados en ecosistemas salinos reportan que los HMA son capaces de mejorar la absorción de nutrimentos en las plantas asociadas (además de otros beneficios) (Sokri y Maadi 2009) e igualmente bajo condiciones de inundación (Solaiman y Hirata 1996). Muok e Ishii (2006) reportaron que, la colonización radical de plantas tolerantes a la inundación, incrementaba la absorción de nutrimentos, al igual que la tolerancia al estrés salino (pero no probaron tratamientos de salinidad + inundación). Los HMA les brindan beneficios a las plantas de manglar (Wang et al. 2010; Xie et al. 2014; Dsouza y Rodrigues 2017), pero los beneficios de los HMA sobre plantas de manglar no han sido examinados en experimentos que incluyan diferentes niveles de salinidad e inundación, según las condiciones prevalescientes en el manglar de interés. El experimento de Dsouza y Rodrigues (2017) es el único que integra el elemento de salinidad, habiendo regado a todas las plantas con agua del manglar y registrando una respuesta favorable de las plantas a la inoculación con HMA ante tal condición. Los HMA disminuyen el estrés salino de las plantas con las que se asocian (Sinclair et al. 2014; Xie et al. 2014) y los efectos positivos se han probado, con HMA no nativos de suelos salinos en tratamientos con hasta 300 mM NaCl (Borde et al 2011). Entre otros factores, la disminución del estrés salino depende de las especies de HMA involucradas Aggarwal et al. 2012; Porcel et al. 2012) y el grado de dependencia micorrízica de la planta (Chandrasekaran et al. 2014). El alivio del estrés salino por parte de los HMA resulta de una combinación de efectos nutricionales, bioquímicos y fisiológicos. La inoculación con HMA disminuye los efectos perjudiciales de la salinidad sobre las plantas principalmente al: (a) mejorar la nutrición mineral de las mismas, (b) incrementar la actividad de las enzimas antioxidantes, (c) promover la producción y acumulación de solutos compatibles por parte de la planta, (d) promover una absorción preferencial de K+ sobre Na+ hacia el xilema de las plantas micorrizadas y (e) promover cambios fisiológicos como el incremento de la eficiencia fotosintética, permeabilidad relativa, la alteración del balance hídrico de la planta y una menor acumulación de ácido abscísico (Aggarwal et al. 2012; Evelin et al. 2009; Porcel et 17 al. 2012; Chandrasekaran et al. 2014; Solaiman et al. 2014). Además de los mecanismos nombrados, existe otro que ha sido a penas explorado: la toma selectiva de iones por parte de los HMA, que les puede conducir a funcionar como filtro de sales extra para los mangles con los que se asocian. La reducción del influjo de Na+ hacia la raíz puede ser una estrategia clave en el control de la acumulación de este ion en las plantas y, por tanto, una mejora en su tolerancia a la salinidad (Zhang et al. 2010). De acuerdo con Hammer y colaboradores (Hammer et al. 2011), si una proporción significativa de la toma de elementos en las plantas ocurre vía los HMA, esto pudiera explicar las proporciones K:Na más altas en las plantas micorrizadas, y sugiere que el micelio fúngico pudiera pre- seleccionar los nutrientes para las plantas. Ya que los HMA son también exclusores de sal, al asociarse con ellos, los mangles contarían con un modo para hacer aún más eficiente su primera barrera contra el Na+ y esto representaría una disminución del estrés salino. En experimentos de maceta en los cuales se han establecido tratamientos con algún nivel de inundación, en general se observa un efecto detrimental en la abundancia de estructuras fúngicas en sustrato y raíces y sus beneficios para el hospedero ante tal condición (keeley 1980; Wolfe et al 2006; Ipsilantis y Sylvia 2007), sin embargo tal como se reportó en el artículo del ANEXO 1 de esta investigación, en algunos estudios se ha reportado que los HMA son capaces de entregar beneficios a sus hospederos, aún en condiciones experimentales de saturación de agua en el sustrato (Miler y Sharitz 2000; Neto et al 2006). I.1.4. La evaluación experimental de la respuesta de las plantas a la inoculación con hongos micorrizógenos arbusculares Al brindarnos información acerca de los beneficios que obtiene la planta de la simbiosis, la evaluación de la dependencia micorrízica, la capacidad de respuesta y la respuesta de las plantas a la inoculación con HMA, representan un punto de partida para explorar el balance y el funcionamiento de la micorriza en los ecosistemas. El establecer estos experimentos permite probar el efecto de la micorriza bajo distintos escenarios ambientales y de interacciones bióticas, lo cual facilita aproximarnos a las condiciones en las que la asociación se desarrolla en la naturaleza y nos permite realizar interpretaciones con respecto a procesos que ocurren realmente en los ecosistemas que tratamos de comprender. I.1.4.1. Efectividad de los hongos micorrizógenos arbuscularas La eficiencia o efectividad (effectiveness en inglés) es la capacidad que tienen los HMA para influir favorablemente en la adecuación de una especie vegetal con la que están asociados, en comparación con otra que crece en ausencia de ellos (Herrera y Ferrer 1984). La efectividad de los HMA se evalúa a través de experimentos en los que se mide la respuesta de las plantas a la inoculación con estos hongos, en comparación con el desempeño de plantas no inoculadas. Dicha respuesta, tal como se detalló en el artículo del ANEXO 1 de esta investigación, se puede estimar a través de la concentración de nutrientes en los tejidos vegetales (como aproximación a la absorción de los mismos), el desempeño de diferentes parámetros fotosintéticos y de intercambio de gases y a través del crecimiento (medido como el ingremento en tamaño -longitud o área-, número o peso de las diferentes estructuras vegetales). La magnitud de los beneficios que conlleva esta asociación depende de la compatibilidad o complementariedad fisiológica de la planta con la(s) especie(s) de hongo que la coloniza(n), de la historia de vida de la planta, de la fertilidad del suelo, la radiación solar, la concentración 18 de agua, la competencia o herbivoría, entre otros; por lo que, si se desea tener un mayor acercamiento a las condiciones en las que se desarrollan las especies vegetales, es importante tratar de evaluar estas variables en experimentos multifactoriales (Guadarrama-Chávez et al. 2008). Entre los factores abióticos estresantes que comúnmente se encuentran en los sitios costeros, tenemos a los niveles elevados de salinidad (0-96 ppt) y los niveles variables de agua (0-60 cm) (Alleman y Hester 2011). Además, aunque la disponibilidad de nutrimentos puede variar entre diferentes bosques de manglar, muchas veces los suelos de manglar poseen una disponibilidad de nutrimentos extremadamente baja (Reef et al. 2010). Estos son factores que conviene evaluar en los experimentos de micorrización si se pretende aproximar las interpretaciones a lo que sucede en el ambiente natural de las plantas y los HMA de los manglares. Dadas las particularidades del ambiente de manglar, en el presente capítulo se probó la respuesta de Laguncularia racemosa a la inoculación con HMA alóctonos bajo distintas condiciones de salinidad y disponibilidad de agua, tratando de aproximarse a las variaciones estacionales a las que se encuentran sometidos los organismos en el manglar y también bajo distintas condiciones de adición de fósforo. I.1.4.2. Capacidad de respuesta Tal como se señaló en apartados anteriores, el fósforo (P), elemento esencial para todos los organismos vivientes (Moore 2006), suele ser escaso en los sustratos de los manglares, y aunque en condiciones de inundación es eficientemente absorbido por las raíces de las plantas, en condiciones no inundadas se comportaría como en los sistemas terrestres. En tales sistemas posee una baja movilidad y por tanto, conforme es absorbido por las raíces, se genera una zona de agotamiento con extremadamente baja concentración en la vecindad de éstas (Sharma y Johri 2002). El componente hifal externo de la colonización micorrízica arbuscular (MA) constituye un medio importante para el transporte de P a través del suelo, ya que va más allá de las zonas de agotamiento de P alrededor de las raíces y gana acceso al P que de otro modo es translocado solamente a través de un lento proceso de difusión (Tinker 1975; Clarkson 1985). Esto es a cuenta del diámetro de las hifas, que es de 2-15 µm (Friese y Allen 1991; Jakobsen y Rosendahl 1990; O´Keefe y Sylvia 1992). Las finas hifas pueden acceder a más P dentro de los poros más pequeños del suelo, P que normalmente se encuentra inaccesible para las raíces o pelos radicales (diámetro >10 µm) (Sharma y Johri 2002). La absorción de P es uno de los principales aportes de los HMA como simbiontes, teniendo las plantas una ruta propia y una simbiótica para la toma de P (Berruti et al 2016). En las plantas inoculadas con HMA, por lo general, se observa un incremento en la concentración de P en los tejidos; esta mayor concentración se debe a uno o varios mecanismos: (1) incremento de la exploración física del suelo, (2) incremento en el movimiento de P hacia las hifas MA, (3) modificaciones del ambiente radical, (4) incremento en el almacenamiento del P absorbido, (5) transferencia eficiente de P a las raíces de la planta y (6) uso eficiente del P dentro de la planta (Sharma y Johri 2002). Se calcula que del 80 al 90% de las plantas terrestres son capaces de formar la asociación micorrízica arbuscular, el resto de las cuales se han considerado no micotróficas (Smith y Read, 2008). Actualmente se ha observado colonización micorrízica en especies de plantas supuestamente no micotróficas, por lo que ha resultado más adecuado agruparlas en términos de dependencia micorrízica. La dependencia micorrízica es definida por Gerdemann (1975) como el grado al cual una planta es dependiente de la condición micorrízica para producir su 19 crecimiento máximo o producción a determinado nivel de fertilidad de fósforo en el suelo (Menge et al. 1978). Por otro lado, Janos (2007) señala que la definición más precisa es el nivel más bajo de fósforo al cual las plantas pueden sobrevivir sin micorrizas, lo que implica una evaluación de varios niveles de adición de fósforo para la elaboración de curvas de dependencia, que permitan identificar tal nivel de fósforo. El mismo autor indica que la capacidad de respuesta (responsiveness en inglés) se refiere a la diferencia en crecimiento entre plantas con y sin inoculación de HMA a algún nivel designado de disponibilidad de fósforo. La capacidad de respuesta se refiere a la magnitud vertical de los efectos de las micorrizas en el crecimiento de la planta, con referencia a disponibilidades particulares de fósforo. Puede ser positiva, nula o negativa, y puede ser interpretada como “ventaja de la micorriza” o “desventaja de la micorriza” cuando es positiva o negativa, respectivamente. La responsividad no es completamente innerente a la especie vegetal (como lo es la dependencia micorrízica), sino que varía según las especies de hongos, la duración del experimento (aspecto que incluye los efectos del estadio de desarrollo del hospedero), y posiblemente según el potencial infectivo del inóculo. Cuando el cálculo se realiza en función del crecimiento de las plantas sin micorrizas ( PSTm−PSTnc/PSTnc; ver sección de métodos), refleja el incremento en el crecimiento proporcional que es atribuíble a las micorrizas. Cuando la capacidad de respuesta es nula, los beneficios de las micorrizas balancean con exactitud el costo. Esto puede ocurrir cuando la disponibilidad de fósforo es tan baja que después de suplir sus propias necesidades metabólicas de fósforo, los HMA entregan justo lo suficiente al hospedero para compensar lo que podría ser un costo de carbono desproporcionalmente elevado (Janos 2007). El único estudio que hasta la fecha se ha aproximado a estos aspectos en una especie de manglar es el de Xie et al. (2014); estos autores reportaron que el mayor grado de capacidad de respuesta de Kandelia obovata se presenta entre concentraciones de 30 y 60 mg Kg-1 de fósforo. En esta investigación se evaluó la capacidad de respuesta de L. racemosa en tres niveles de adición de fósforo: 0 ppm, 2 ppm y 20 ppm. Tanto la capacidad de respuesta, como la respuesta de las especies vegetales a la inoculación con HMA, puede ser evaluada con inoculantes (que pueden contener uno o varios tipos de propágulos: esporas, micelio o raíces colonizadas) nativos del ecosistema en el que naturalmente se desarrolla el hospedero de interés, cuyos HMA son entonces de origen autóctono, o con inoculantes que no han sido producidos bajo las condiciones específicas del ecosistema de interés, siendo los HMA de origen alóctono. Existe poca o incluso nula especificidad entre las especies de plantas y las especies de hongos involucradas en la micorriza arbuscular (Smith y Read 2008) y muchas de las especies de HMA son cosmopolitas, aunque generalmente se observa que existen algunas combinaciones de HMA que resultan en beneficios más grandes para cada especie de planta hospedera (Öpik et al.2006; Helgason y Fitter 2009; Horton y van derHeijden 2012 ). Dada esta premisa, aunque se encuentra bien establecido que los HMA nativos se hallan adaptados a las condiciones del ecosistema en el cual se desarrollan, numerosos experimentos exploratorios utilizan inoculantes con HMA de origen alóctono por fines prácticos (falicidad de adquisición y viabilidad y pureza del inoculante vigiladas por el productor), incluídos los experimentos con especies de humedal (Hajiboland et al. 2015; Wu et al. 2015; Sarkar et al. 2016; Dong et al. 2017). El meta-análisis presentado en el ANEXO 1 de esta tesis arrojó que en experimentos de maceta no existe un impacto significativo del origen de los HMA (autóctono o alóctono) en la respuesta (magnitud y dirección) de las plantas de humedal 20 asociadas a estos hongos. Dados los aspectos anteriores, aún con las limitaciones que conlleva la extrapolación de los resultados, se decidió explorar si en el caso de L. racemosa, con las condiciones que se establecieron para emular algunas características del ambiente de manglar, se registraba una respuesta positiva a la inoculación con HMA alóctonos. I.1.5. El balance de la asociación micorrízica arbuscular Las plantas y los HMA intercambian el producto que pueden procurar con mayor facilidad: las plantas intercambian carbohidratos y los hongos iones minerales (Johnson 2010). Las plantas y los HMA, al encontrarse asociados, ejercen fuerzas recíprocas selectivas a través del intercambio de recursos. Esto implica que el balance de la asociación de intercambio que es la micorriza, está dado por el grado de beneficio que cada simbionte recibe y el costo que le representa estar asociado. Dependiendo de esto, la asociación micorrízica puede hallarse en distintos puntos de interacción que van desde el mutualismo (punto óptimo, en el que los costos no exceden los beneficios) hasta el parasitismo (donde uno de los simbiontes recibe desproporcionadamente menos beneficios de los que entrega). Estos costos y beneficios están relacionados con los requerimientos de cada simbionte y su habilidad de adquirir recursos, características que a su vez varían dependiendo de su contexto biótico y abiótco (Hoeksema et al. 2010; Johnson 2010). De manera sintética, el balance de la asociación depende de dos aspectos principales: (a) La identidad de los simbiontes implicados. Un gran número de combinaciones planta- hongo se forman en la naturaleza (o experimentalmente), pero no todas las combinaciones planta-hongo se comportan de manera similar. En estudios experimentales usualmente existe una o más combinaciones óptimas (medidas a través del desempeño de la planta), implicando, ya sea que algunos hongos entregan más beneficios a sus hospederos que otros o que algunos pueden imponer costos más pequeños que otros (Helgason y Fitter 2009; Horton y van der Heijden 2012). Además, la identidad de los simbiontes modifica el balance de la asociación dependiendo de su fenología, p. ej. se ha encontrado que hay etapas del ciclo de vida del hospedero en la que los beneficios o costos de la simbiosis pueden ser mayores o menores (Horton y van der Heijden 2012). (b) El ambiente. Los factores físicos, químicos o bióticos externos a la micorriza (p. ej. la inundación, la salinidad, la disponibilidad de luz, temperatura y nutrimentos), al ejercer efectos favorables o perjudiciales sobre cada simbionte, modifican sus requerimientos y la habilidad de adquirir recursos. De acuerdo con la revisión de Johnson et al. (1997), el estatus nutrimental del suelo es el mejor estudiado de estos factores y posiblemente el más relevante mediador ambiental de las respuestas vegetales a las asociaciones micorrízicas. De modo que, la limitación de los recursos es un componente clave del análisis costo:beneficio de la micorriza: el carbono que es destinado a un hongo representará un costo solamente si de otro modo hubiera podido ser destinado para incrementar la adecuación de la planta; y los recursos ganados a través de las actividades de un mutualista fúngico serán benéficos solamente si tales recursos se hallan en disponibilidad limitada. Los factores que controlan la función micorrízica son más complejos que simplemente los costos de carbono (C) y los beneficios de fósforo (P), sin embargo, de acuerdo con Johnson (2010), el intercambio de C por P es el factor clave para predecir el resultado de la simbiosis micorrízica arbuscular. Añadiendo un elemento más a este análisis, el nitrógeno (N), se puede 21 observar el modelo de balance de intercambio (Fig. 1.1) como ejemplo de lo anterior: este modelo predice que la función de las simbiosis micorrízica arbuscular depende de la estequiometria del N y el P disponibles. De acuerdo a este modelo, se predice que los beneficios mutualistas son los mayores ante elevada disponibilidad de N y baja disponibilidad de P, porque el aumento en el suministro de N, incrementa la tasa fotosintética de la planta hospedera (Johnson 2010). Figura 1.1. Modelo de balance de intercambio. Tomado y traducido de Johnson (2010). A la fecha no se ha esclarecido qué tan dependientes pueden llegar a ser las especies de manglar a la asociación micorrízica arbuscular y cuál es el papel que ésta juega en la eficiencia de los mangles en la toma de nutrimentos. Sin embargo, ya se ha reportado que algunas especies de manglar, al asociarse con los HMA, se benefician de una absorción más eficiente de fósforo, nitrógeno y potasio, mayor vitalidad de sus raíces (habilidad de absorción, síntesis, oxidación y reducción de la raíz) e incremento de biomasa (Wang et al. 2011; Xie et al. 2014; Dsouza y Rodrigues 2017). Se ha sugerido que, en los hábitats inundables, la funcionalidad de la asociación micorrízica varía conforme a la fluctuación estacional o anual de las condiciones, favoreciendo o dificultando la formación de las asociaciones micorrízicas arbusculares (Anderson et al. 1984). De manera más compleja, en los fluctuantes ecosistemas de manglar, no simplemente la formación, sino el balance de la asociación podría ser igualmente fluctuante conforme a las condiciones ambientales y las etapas de desarrollo de los hospederos. 22 I.2. OBJETIVOS • Determinar la respuesta de Laguncularia racemosa a la asociación con hongos micorrizógenos arbusculares alóctonos en términos de concentración de nutrimentos en sus tejidos, parámetros fotosintéticos y de intercambio de gases, e incremento de biomasa, bajo distintas condiciones de disponibilidad de agua, salinidad y fósforo en el sustrato. • Determinar la capacidad de respuesta de Laguncularia racemosa a la inoculación con hongos micorrizógenos arbusculares alóctonos en tres condiciones de adición de fósforo: 0 ppm, 2ppm y 20 ppm. • Registrar la colonización radical y la densidad de esporas de los HMA asociados a Laguncularia racemosa en condiciones experimentales y compararlas entre distintos niveles de saturación de agua, salinidad y fósforo en el sustrato. I.3. HIPÓTESIS Los mangles inoculados con HMA presentarán mayor contenido de N y P en sus tejidos, un incremento en los valores de parámetros fotosintéticos tales como la tasa fotosintética y mayor generación de biomasa, en comparación con aquellos que no se hallen inoculados, siendo esta respuesta menor en condiciones de inundación dada la facilidad de absorción de fósforo por parte de las raíces y la dificultad de establecimiento de la asociación. Dado que esta especie se desarrolla en ecosistemas típicamente limitados en cuanto a la disponibilidad de nutrimentos, se espera que L. racemosa sea responsiva a la micorriza arbuscular en los niveles de adición de fósforo probados. I.4. MATERIALES Y MÉTODOS Para cumplir nuestros objetivos, se estableció un experimento de capacidad de respuesta, del cual también se obtuvieron también datos de respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA, bajo distintos niveles de adición de fósforo. Se estableció un segundo experimento de de respuesta a la inoculación bajo distintas condiciones de disponibilidad de agua y salinidad en el sustrato. I.4.1. Objeto de estudio En México se encuentran cinco especies de mangle: Rhizophora mangle L. (mangle rojo), Avicennia germinans (L.) L. (mangle negro), Laguncularia racemosa (L.) C.F. Gaertn. (mangle blanco), Conocarpus erectus L. (mangle botoncillo) y una especie de mangle rojo que sólo ha sido registrada en las costas de Chiapas Rhizophora x harrissoni Leechm. En la Península de Yucatán se encuentra una variedad de mangle botoncillo Conocarpus erectus var. sericeus (Agraz-Hernández 2006). En el estado de Yucatán se hallan todas las especies mencionadas, a excepción de R. harrissoni (Zaldívar-Jiménez et al. 2010). En el presente trabajo se estudia la asociación micorrízica arbuscular de Laguncularia racemosa. Laguncularia racemosa (Figuras 1.2 y 1.3) es una especie de mangle verdadero, perteneciente a la familia Combretaceae. Esta especie está catalogada como amenazada de acuerdo con la NOM-059-SEMARNAT-2010 (DOF 2010). De acuerdo con la base de datos 23 de plantas (PLANTS Database) del Departamento de Agricultura de los Estados Unidos en su Servicio de Conservación de Recursos Naturales (https://plants.sc.egov.usda.gov/java/), L. racemosa es una especie que ha sido catalogada como obligada (OBL = casi siempre se halla en los humedales. 99% de ocurrencia en ellos) para el caribe y en las planicies del Atlántico y del Golfo y como facultativa de humedal (FACW = usualmente se halla en los humedales, pero puede hallarse fuera de ellos. 67–99% de ocurrencia en humedales) para las Grandes Planicies al este de las Montañas Rocosas del continente americano. L. racemosa se puede encontrar como árboles dióicos o hermafroditas y crece en una amplia variedad de tipos de suelo, incluyendo aquellos en cuya composición predominan arcilla, limo, arena, turba o marga (Agraz et al. 2006). De las especies que se distribuyen en México, es la que se encuentra en las condiciones de mayor inmersión del suelo, tiempo de residencia del agua y de menor salinidad (0 a 42 ups, con tolerancia hasta 80 ups). Esta especie presenta un mecanismo de excreción de sales a través de glándulas, así como lenticelas en sus neumatóforos para captar el oxígeno atmosférico (Tomlinson 1986; Agraz et al. 2006). Los propágulos (sin endospermo y de germinación epígea) se producen abundantemente en plantas funcionalmente ovulantes durante los meses de verano. Las hojas poseen tres tipos de glándulas excretoras, de las cuales las más conspicuas son las que se encuentran en los peciolos de cada hoja, éstas funcionan como nectarios extraflorales (secretan una solución dulce); también poseen grandes glándulas submarginales a lo largo de la hoja que en hojas jóvenes pueden secretar agua o mucílago; y finalmente, las glándulas más pequeñas son microscópicas y funcionan como glándulas de sal (Tomlinson 1986). Esta especie se encuentra típicamente restringida al margen hacia tierra adentro de la comunidad de manglar, pero también funge como pionera hacia sitios perturbados donde puede establecer formaciones monoespecíficas (Fig. 1.3). Posee tejido aerenquimatoso para lidiar con la inundación y los neumatóforos son desarrollados de manera facultativa; en algunas situaciones son desarrollados abundantemente y en otras pueden estar ausentes, pero se desconoce el estímulo preciso para su desarrollo (Tomlinson 1986). L. racemosa se ha manipulado experimentalmente en otros studios, con fin de evaluar su desempeño en condiciones de vivero bajo diferentes condiciones de manejo del mismo (Rosales 2013; Santiago 2016). En los diferentes experimentos se ha registrado el crecimiento en altura y en algunos otros el diámetro a la base del tallo, longitud y peso radicular, y el número de hojas como indicadores de desempeño de las plántulas, con fines de generar perspectivas de manejo de la especie; también se ha registrado que el tamaño del vástago, como en otras especies vegetales, es dependiente del espacio con el cual cuenta la raíz para desarrollarse (Rosales 2013). En condiciones de vivero, Rosales (2013) registró que en 134 días de vida, las plántulas pueden llegar a alcanzar una altura promedio (± error estándar) de 16.97 ± 0.74 cm, un diámetro a la base del tallo de 2.7836 mm, un peso radicular de 0.124 gr, una longitud radicular de 10.34 cm y a producir 7.5 ± 1.5 hojas. Santiago (2016) registró, en trampas “semilleras”, con una edad de once meses a partir de que las plántulas contaban con 5-6 hojas, una altura de 16.02 ± 0.85 cm, un diámetro a la base del tallo de 0.60 ± 0.04 cm y un número de hojas de 6.28 ± 0.52. 24 Figura 1.3 a) Rama de Laguncularia racemosa con peciolos de tonalidad rojiza, hojas simples, decusadas, lámina foliar elíptica a oblonga de 5 a 8 cmde largo, 3 a 5 cm de ancho, ápice redondeado o a veces algo emarginado, base truncada, glabra a ligeramente redondeado; pecíolos de 10 a 20 mm de largo, con un par de glándulas en la parte superior; b) inflorescencias espigadas, arregladas en panículas terminales; c) detalle de frutos; d) neumatóforos. Descripción de la especie y fotografías b y d tomadas de Agraz-Hernández et al. (2006). 25 Figura 1.3 Bosque de manglar dominado por Laguncularia racemosa en la Península de Yucatán. I.4.2. Área de estudio Los propágulos de mangle y el suelo fueron colectados en la Reserva Estatal de Ciénagas y Manglares de la Costa Norte de Yucatán, en manglares ubicados en las costas del municipio de Hunucmá (Fig. 1.4). El tipo de suelo hallado en los manglares de dicha región corresponde a Solonchak, Histosol y Leptosol (IUSS Grupo de Trabajo WRB 2007; Krasilnikov et al. 2011). Los experimentos se llevaron a cabo en un invernadero ubicado en las instalaciones del Campus de Ciencias Biológicas y Agropecuarias de la Universidad Autónoma de Yucatán, Yucatán, México, bajo una temperatura mínima promedio ( ± error estándar) de 25.8 ± 8.4 ºC y máxima de 49.1 ± 2.5 ºC, así como humedad relativa mínima promedio de 26.5 ± 5.3 % y máxima de 69.3 ± 21.1 %. 26 Figura 1.4 Área de colecta de propágulos. Localización de la Reserva Estatal Ciénagas y Manglares de la Costa Norte de Yucatán. Tomado de Secretaría de Desarrollo Sustentable del Gobierno del Estado de Yucatán (2022). I.4.3. Colecta y propagación de plantas Los periodos de fructificación y floración de L. racemosa se ajustan a un ciclo reproductivo anual (Rodríguez-Ramírez et al. 2004) y la fructificación es más abundante durante la estación de lluvias (Rodríguez-Ramírez et al. 2004; Agraz et al. 2006), principalmente durante los meses de agosto a diciembre (López-Portillo y Ezcurra 1985; Suárez et al. 1998; Rodríguez-Ramírez et al. 2004; Suárez y Medina 2005). Dado lo anterior, la recolecta de propágulos se llevó a cabo en diciembre de 2016 para un experimento exploratorio en el cual se probó el método de germinación e inoculación y se corroboró que la especie era susceptible de colonizarse con HMA (al ser un experimento exploratorio, no se presentan más datos en esta investigación) y en agosto de 2017 para los experimentos de efectividad y de dependencia micorrízica. Se colectaron los propágulos de L. racemosa más grandes, de color verde opaco o verde-amarillento bajo el criterio de madurez de “la caída al toque ligero del colector” de acuerdo con (Cavalcanti et al. 2007). Los propáguos colectados fueron desinfectados con una solución del fungicida CAPTAN E durante 15-30 minutos. Transcurrido el tiempo de desinfección, los propágulos fueron enjuagados con agua corriente para retirar el exceso de desinfectante y fueron sumergidos en agua corriente durante 24 horas, después de lo cual fueron mantenidos bajo inundación en charolas de aluminio (45.5 cm de ancho por 33.5 cm de largo y 6.4 cm de altura) con sustrato arenoso estéril, hasta que el pericarpo se degradó por sí solo y se inició la germinación; una vez abiertos los cotiledones, las plántulas fueron transplantadas a bolsas negras con 2.5 kg de suelo estéril y fueron mantenidas bajo inundación durante su periodo de establecimiento 27 (dos meses desde la siembra de semillas hasta el brote del primer par de hojas verdaderas), de acuerdo con lo propuesto por Argüello (2010). I.4.4. Sustrato experimental El sustrato en el que se establecieron las plantas estuvo conformado por arena:suelo de manglar (colectado de áreas donde se establece L. racemosa) (3:1). Este sustrato fue esterilizado con arrastre de vapor durante 1 hora, tres días consecutivos y luego dejado secar antes de ser usado. Se realizó una muestra compuesta de 6 submuestras del sustrato experimental tomadas al azar al momento del primer transplante de las plantulas y se destinó para análisis físico y químico. Esta muestra fue secada en horno (24 h a 60 ºC y 24 h a 105 ºC) y tamizada (2 mm de apertura de malla). Se analizaron: la textura del suelo (procedimiento de Bouyoucos; Gee y Bauder 1986), el contenido de materia orgánica (porcentaje de C) (método de Walkley y Black; Nelson and Sommers 1987), el pH en agua relación 1:2 (potenciométrico; Thomas 1996), la conductividad eléctrica relación 1:5 (potenciométrico; Rhoades 1996), los contenidos de nitrógeno total (N) (Método Kjeldahl; Bremner 1996), de potasio disponible (K), sodio (Na) y calcio (Ca) (flamometría; Sparks 1996) y de fósforo disponible (P) (método Olsen; Kuo 1996). Los datos resultantes se presentan en la tabla 1.1 Tabla 1.1. Características físicas y químicas del sustrato utilizado en los experimentos de dependencia micorrízica de Laguncularia racemosa y efectividad de hongos micorrizógenos arbusculares alóctonos para la misma especie. Clase textural arenosa N total (%) Na (cmol(+)/Kg) K (cmol(+)/Kg) Ca (cmol(+)/Kg) pH (en agua) Conductividad eléctrica (µS/cm) P disponible (mg/Kg) C (%) Materia orgánica (%) 0.06 ± 0.01 1.00 ± 0.29 0.10 ± 0.01 12.59 ± 0.94 8.64 ± 0.06 182.47 ± 20.96 13.41 ± 2.00 0.94 ± 0.09 2.10 ± 0.21 I.4.5. Inóculo de HMA Para la inoculación de las plantas con HMA se utilizó inóculo micorrízico de la marca Biofert, cuyas especies, han sido registradas en ecosistemas de manglar por los siguientes autores: Septoglomus constrictum (Lingan et al. 1999; D’Souza y Rodrigues 2013 a y b; Ramírez-Viga et al. 2020b), Glomus tortuosum (Lingan et al. 1999), Funneliformis geosporus (Lingan et al. 1999; Kumar y Ghose 2008; Wang et al. 2010; D’Souza y Rodrigues 2013 a y b; Xie et al. 2014; Ramírez-Viga et al. 2020 a y b), Acaulospora scrobiculata (Kumar y Ghose 2008; Wang et al. 2010; D’Souza y Rodrigues 2013 a y b; Ramírez-Viga et al. 2020 a y b), Gigaspora margarita (Lingan et al. 1999; Sengupta y Chaudhuri 2002; Kumar y Ghose 2008). El fabricante (Corporación agroecológica mexicana CAMEX) indica que se encuentran aproximadamente 20 esporas de HMA por gramo de fertilizante. El inóculo presentó una densidad total (viables y no viables) de esporas promedio (± E.E.) de 70 ± 12 esporas en 50 g de suelo y una densidad de esporas con contenido celular promedio (± E.E.) de 10 ± 4 esporas en 50 g de suelo. 28 I.4.6. Diseño de los experimentos De acuerdo con experimentos llevados a cabo con plantas de crecimiento arbóreo que se desarrollan obligada o facultativamente en humedales (Lamar y Davey 1988; Borges y Chaney 1993; Wheeler et al. 2000; Hegazy et al. 2008; Turjaman et al. 2008; Wang et al. 2010; Xie tl al. 2014), se puede observar la respuesta de las plantas a la asociación con los HMA entre los dos y ocho meses. Dado lo anterior y de acuerdo con Argüero (2010) y con Alleman y Hester (2011), quienes reportan que las plántulas de manglar para fines de reforestación pueden ser introducidas al campo entre las 18 semanas y los diez meses de edad, los experimentos presentados en este capítulo, tuvieron una duración total de siete meses una vez realizada la cosecha inicial (cronogramas de los experimentos se presentan en el Anexo 2). De acuerdo con Favela et al. (2006), las soluciones nutritivas aplicadas en suelo deben aplicarse en concentraciones máximas del 50%, dado lo anterior y buscando simular un suelo con baja concentración de nutrimentos como del caso de los manglares, a todos los experimentos se les aplicó solución de Hoagland al 25% de concentración (ver Anexo 2). La adición de fósforo se realizó de manera diferente para cada experimento y se especifica en los apartados correspondientes. I.4.6.1. Experimento de capacidad de respuesta micorrízica y de respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA bajo distintos niveles de fósforo En octubre de 2017 se transplantaron un total de 30 plántulas para llevar a cabo el experimento capacidad de respuesta y respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA alóctonos bajo distintos niveles de fósforo. El transplante se realizó a bolsas negras con 2.5 kg de sustrato estéril (arena:suelo de manglar 3:1 v:v). El diseño del experimento involucró dos tratamientos: inoculación con HMA (con dos niveles: plantas inoculadas, plantas no inoculadas) y adición de fósforo al sustrato (con 3 niveles: 20 gl-1, 2 gl-1 y 0gl-1 de P suministrado en forma de KH2PO4). Los niveles de P adicionado fueron definidos de acuerdo con los métodos de Guadarrama-Chávez et al. (2008), tomando como referencia los niveles de adición de Xie et al. (2014) e Ipsantis y Sylva (2007), pero buscando manejar niveles bajos de fósforo disponible, dado que en los análisis del suelo utilizado en los experimentos mostró baja concentración de dicho elemento (13.41 ± 2.00 mg/kg) y en un estudio anterior en ecosistemas de manglar de la península de Yucatán se registró esa misma condición (8.46 ± 1.57 mg/kg) (Ramírez-Viga et al. 2020b). Tratamiento de inoculación con HMA. Una vez realizada la cosecha inicial, a la par del transplante, la mitad de las plantas fueron inoculadas añadiendo sobre las raíces 10 g de inóculo micorrízico de origen comercial de la marca Biofert, estas plantas correspondieron al nivel de “plantas inoculadas”, el resto de las plantas fueron transplantadas sin adición de inóculo micorrízico y correspondieron al nivel de “plantas no inoculadas”. Tratamiento de adición de fósforo. Las plantas fueron divididas al azar en tres grupos de 10 individuos (5 micorrizados y 5 no-micorrizados) y a cada grupo se le aplicó un nivel distinto de fósforo. Para cada grupo se preparó solución nutritiva Hoagland con el nivel de fósforo correspondiente. (1) 0 gl-1: a cada planta se le aplicaron 50 ml de solución Hoagland sin fósforo, (2) 2 gl-1: a cada planta se le aplicaron 50 ml de solución Hoagland con 2 ppm de fósforo (KH2PO4) y (3) 20 gl-1: a cada planta se le aplicaron 50 ml de solución Hoagland 29 con 20 ppm de fósforo (KH2PO4). La fertilización se realizó cada segundo mes durante todo el experimento (octubre 2017, diciembre 2017, febrero 2018, abril 2018). El experimento tuvo una duración total de siete meses, con una cosecha inicial (resultados en Anexo 3) y una final para determinar capacidad de respuesta de acuerdo con la metodología de Guadarrama-Chávez et al. (2008). En ambas cosechas se evaluaron parámetros de biomasa y en la final, adicionalmente parámetros fotosintéticos y de intercambio de gases y de concentración de nutrientes en los tejidos vegetales, para evaluar la respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA, bajo distintas concentraciones de fósforo en el sustrato. A lo largo del experimento también se llevó a cambo un monitoreo mensual de crecimiento a través de la altura, diámetro a la base del tallo (DBT) y número de hojas. El riego se realizó, un día sí y un día no, hasta saturación del sustrato (observándose una película de agua sobre el sustrato) con agua potable, de manera que las plantas estarían sometidas a una inundación intermitente, pues en el transcurso del día sin riego la inundación disminuía, permaneciendo el suelo húmedo; las hojas no se observaban con reducción de turgencia. Las macetas no contaban con drenaje. Una vez al mes se dejaban dos días sin riego para que el sustrato se secase. Para el cálculo de la capacidad de respuesta se evaluaron los siguientes parámetros: 1. Peso seco total (PST) 2. Capacidad de respuesta para cada nivel de fósforo, siendo R[P] = [(PSTm – PSTnc) /PSTnc] * [100] * Donde: PSTm = peso seco total de la plántula inoculada o micorrizada; PSTnc = peso seco total de la plántula no inoculada o no colonizada por HMA. I.4.6.2. Experimento de efectividad bajo condiciones contrastantes de salinidad y saturación de agua en el sustrato En octubre de 2017 se transplantó un total de 64 plántulas de L. racemosa a bolsas negras con 2.5 kg de sustrato estéril (arena:suelo de manglar 3:1 v:v). Al momento del transplante se llevó a cabo una cosecha inicial (5 plántulas con 4 semanas de desarrollo), en la que se registraron parámetros de biomasa (resultados en Anexo 3). El diseño del experimento de efectividad involucró tres tratamientos: Inoculación con HMA (dos niveles: plantas inoculadas con HMA, plantas no inoculadas), salinidad (dos niveles: NaCl añadido y NaCl no añadido) y disponibilidad de agua en el sustrato (dos niveles: sustrato inundado y sustrato no inundado). Tratamiento de inoculación. Una vez realizada la cosecha inicial y a la par del transplante, la mitad de las plantas fueron inoculadas añadiendo sobre las raíces 10 g de inóculo micorrízico de origen comercial de la marca Biofert, estas plantas correspondieron al nivel de “plantas inoculadas”, el resto de las plantas fueron transplantadas sin adición de inóculo micorrízico y correspondieron al nivel de “plantas no inoculadas”. Tratatamiento de salinidad. De acuerdo con Odum (1985), los mangles son halofitas facultativas, lo que quiere decir que el agua salada no es un requerimento físico. L. racemosa se distribuye en sitios con salinidades entre 0 y 42 ppm, y presenta tolerancia hasta 80 ppm (Jiménez, 1984 citado por Agraz et al. 2006). De acuerdo con la revisión de Kumar et al. (2015), se han reportado que los HMA brindan beneficios a las plantas hospederas en salinidades de hasta 300mM (aprox 36 ppm si se diluyeran en 1 lt de agua), por ello (y dado que se halla entre los intervalos de tolerancia de salinidad de L. racemosa) se estableció un tratamiento de salinidad con dos niveles: 0 mM de NaCl añadidos y 137mM de NaCl añadidos (en noviembre de 2017 y de nuevo en febrero de 2018, siendo un total de 274 mM 30 de NaCl añadidos a lo largo del experimento). La adición de NaCl se llevó a cabo del siguiente modo para ambas ocasiones: para cada planta en el nivel de adición de sal se pesaron 8 g de NaCl y se diluyeron en un litro de agua potable (teniendo de ese modo el agua una salinidad de 8ppm) y cada día se le añadieron a las macetas 62.5 ml de la solución, esto durante 14 días para evitar el shock osmótico, de acuerdo con Hajiboland et al. (2015). A las plantas en el nivel sin adición de sal se les añadieron los mismos mililitros de agua potable durante los 14 días, pero sin NaCl. Tratamiento de dicponibilidad de agua. Una vez que se aplicó todo el tratamiento de salinidad, en diciembre de 2017 se dio comienzo al tratamiento de disponibilidad de agua en el sustrato con dos niveles: sustrato inundado (saturación de agua en el sustrato del 100%) y sustrato no inundado (buscando aproximar saturación debajo de la capacidad de campo). Los tratamientos se controlaron de la siguiente manera: las plantas en el nivel de inundación se regaban un día sí y un día no, dejando una capa de inundación de 2-3cm sobre la superficie del sustrato, de este modo las plantas siempre tenían agua sobre el sustrato (aproximadamente cada dos meses se dejaba secar el sustrato para promover la oxigenación del sustrato a la que las plantas se ven sometidas en su entorno natural); las plantas en el nivel de sustrato no inundado se regaban un día sí y dos no, dejando el sustrato saturado al momento del riego (se observaba una película de agua sobre el sustrato), pero en el lapso de los dos días entre riego el sustrato se encontraba seco y las hojas de las plántulas se observaban con una reducción de turgencia. El tratamiento de saturación de agua se matuvo a lo largo de todo el experimento. Todas las plantas fueron fertilizadas con 50 ml de solución nutritiva de Hoagland al 25% con 0.2 ppm de fósforo cada dos meses (noviembre de 2017 y febrero de 2018). El experimento se mantuvo durante siete meses, durante los cuales se llevó a cambo un monitoreo mensual de crecimiento a través de la altura, diámetro a la base del tallo (DBT) y número de hojas. Al finalizar el experimento se llevó a cabo la cosecha final, en la que se evaluaron parámetros fotosintéticos, de biomasa y de concentración de nutrientes en sus tejidos. I.4.7. Variables de respuesta vegetal I.4.7.1 Parámetros de biomasa Monitoreo de crecimiento (altura a nivel de sustrato, diámetro a la base del tallo y número de hojas). Crecimiento, en el contexto de la planta individual, significa un cambio irreversible a través del tiempo, siendo tales cambios principalmente en tamaño (como sea que sea medido), a menudo en forma y ocasionalmente en número (Hunt 2003). De manera mensual se evaluó el crecimiento de las plantas en los tres ensayos a través de su altura a nivel del sustrato (cm) (correspondiente a la longitud del tallo al nivel que surge del sustrato), diámetro a la base del tallo DBT (cm) y el número de hojas extendidas. Estos tres parámetros también se registraron en las plantas extraídas en las cosechas inicial y final, además de la altura a nivel de raíz (cm) (correspondiente a la longitud desde el surgimiento de la raíz) y la longitud de la raíz (cm). Peso seco. Las plántulas de las cosechas inicial y final fueron divididas en sus diferentes componentes (sistema radical, tallo y hojas), que posteriormente fueron lavados para retirar sustrato y pesados (peso húmedo en gramos; resultados en Anexo). Se midió el área foliar por planta y posteriormente, de acuerdo con González y Cuenca (2008), los diferentes componentes fueron secados por separado en un horno (de elaboración casera, con sistema 31 de convección para homogeneizar la temperatura y termostato) a 60°C hasta peso constante. Una vez secos, se registró el peso seco aéreo (tallo, ramas y hojas) y el peso de la raíz de las plantas, en gramos. Área foliar. El área foliar total de cada planta fue determinada con un medidor de área foliar Li-Cor Modelo LI-3000A Portable Area Meter, Estados Unidos. La biomasa a menudo es utilizada para estimar la adecuación de los individuos, pero la ausencia de un efecto significativo en tal parámetro no implica ausencia de contribución de tal variable a la adecuación (Stevens et al. 2011), por ello se registraron parámetros adicionales a la biomasa en los tres ensayos, los cuales se describen a continuación. I.4.7.2 Parámetros fotosintéticos y de intercambio de gases Al momento de la cosecha final se evaluaron los siguientes parámetros fotosintéticos con un equipo medidor portátil de fotosíntesis LI-6200 (Portable Photosynthesis System LI-COR, inc.): tasa fotosintética a saturación de luz (µmol m-2 s-1), contenido intercelular de CO2 o carbono intercelular (µmol mol-1), conductancia estomática (mol m-2 s-1), transpiración (mmol m-2 s-1) y eficiencia de uso de agua (µmol CO2/mmol H2O). Las mediciones se efectuaron en las horas de máxima iluminación (de 8:30 a 11:00 hrs, de acuerdo con Yang et al 2014), en una hoja (completamente desarrollada y abierta) por planta (5 mediciones por hoja), tomando cinco plantas por tratamiento a 400 mmol mol-1 de CO2 y 1000 mmol m-2 s-1 de PPF. La eficiencia instantánea de uso de agua (EUA) fue calculada de acuerdo con Pineda (2013), como la proporción entre la tasa neta de asimilación de CO2 y la tasa de transpiración. Contenido de clorofila. Las metodologías para la extracción de clorofila de material vegetal se basan casi siempre en métodos destuctivos. El medidor de clorofila (o medidor SPAD Konica Minolta) es una herramienta portátil simple de diagnóstico que mide el “verdor” o concentración de relativa de clorofila en las hojas (Kariya et al., 1982) a través de lecturas instantáneas no destructivas en una planta basadas en la intensidad de luz absorbida por la muestra de tejido (Minolta Camera Co. Ltd., 1989) (Torres et al. 2005). Adicionalmente a los parámetros medidos con el IRGA, se llevó a cabo una extracción de pigmentos fotosintéticos de acuerdo con la metodología de Rodés y Collazo (2006) con hojas de distintas plantas de L. racemosa que se transplantaron al mismo tiempo que las de los experimentos, pero que se mantuvieron a parte; de las mismas hojas donde se realizó la extracción se tomaron previamente lecturas con un medidor de clorofila SPAD (de 8:30 a 11:00 hrs). Con los resultados se elaboró una curva de calibración y posteriormente se tomaron tres lecturas con el SPAD a distintas hojas de todas las plantas de los dos experimentos para estimar a través de una regresión lineal la concentración de clorofilas a y b. Esto se realizó de acuerdo con la metodología de Schaper y Chacko (1991) y Torres et al. (2005). I.4.7.3 Concentración de nutrimentos en los tejidos vegetales Concentración de Pi, N y C en los tejidos. De acuerdo con Gonzáles y Cuenca (2008), del material vegetal que fue secado para obtener la biomasa, se seleccionaron 3 individuos por tratamiento, cuyos tejidos fueron molidos (Nutribullet 600W, México y mortero de porcelana) y tamizados (tamiz de 250 micras). Una porción de estas muestras fue destinada para el análisis de concentración de fósforo inorgánico (Pi) en los tejidos vegetales, el cual fue llevado a cabo en el laboratorio de análisis de suelos, plantas y agua LASPA del Campus de Ciencias Biológicas y Agropecuarias de la Universidad Autónoma de Yucatán UADY con 32 el método Olsen (Kuo 1996). Con la fracción restante de las muestras se llevó a cabo el análisis elemental de concentración de nitrógeno total (N) y de carbono (C) en los tejidos, en el laboratorio de Isótopos Estables de la Unidad de Química (Facultad de Química, UNAM) en la Unidad Académica de la UNAM en Yucatán. Para el análisis elemental se pesaron entre 3.5 - 4.5 mg de cada muestra (n =3), se colocaron en capsulas de estaño y se analizaron en un analizador elemental COTECH ECS 4010. I.4.8. Parámetros fúngicos Utilizando sustrato y raíces de tres individuos en la cosecha final, se evaluaron distintos parámetros de la comunidad de HMA asociados a las plantas de los distintos experimentos. I.4.8.1. Porcentaje de colonización micorrízica arbuscular Tinción de raíces. Se tomó aproximadamente 1 g de raíces frescas de tres plantas de cada tratamiento después de registrar el peso fresco y se tiñó con azul de tripano de acuerdo con la técnica de Phillips y Hayman (1970), modificada por Hernández-Cuevas et al. (2008), para posteriormente cuantificar el porcentaje de colonización micorrízica arbuscular (ver Anexo). Especificaciones del uso de la técnica: a) El baño maría fue sustituido por el uso del microondas tal como especifica la técnica. b) Cuando las raíces se observaban aún rígidas luego de calentarlas 5 minutos en microondas con KOH al 10%, se colocaban otros 2 minutos y medio, una y máximo dos veces más para que las raíces se ablandaran. Para evitar que el tejido de las raíces se degradase con el calor extra impuesto en KOH, éstas no fueron calentadas con el azul de tripano, en cambio permanecieron sumergidas en la tinción 24 horas y posteriormente fueron enjuagadas. Cuantificación del porcentaje de colonización micorrízica arbuscular. Esta medida estima el crecimiento de un hongo o de una comunidad fúngica dentro de la corteza de la raíz (Bagyaraj y Stürmer 2012). Para cuantificar el porcentaje de colonización en las raíces se siguió el procedimiento de McGonigle et al. (1990), modificado por Hernández-Cuevas et al. (2008) (ver Anexo). El porcentaje de colonización se estimó aplicando la siguiente fórmula: % de colonización = número de campos colonizados X 100 número total de campos observados El conteo del porcentaje de colonización se llevó a cabo por estructura fúngica dentro de la raíz (hifas, vesículas, esporas, arbúsculos y ovillos) y se contabilizó también el porcentaje total de colonización (se cuentan todas las estructuras fúngicas dentro de la raíz). I.4.8.2. Densidad de esporas Además del porcentaje de colonización, una variable fúngica ampliamente reportada en estudios de campo, incluyendo a los estudios con plantas de humedal, es la densidad de esporas de HMA. La mayoría de los HMA producen sus esporas en el suelo y su cuantificación permite estimar parte del potencial infectivo de estos hongos (Hernández- Cuevas et al. 2008). Las perturbaciones en los ecosistemas reducen, de manera general, la cantidad de propágulos de HMA, entre ellos las esporas, mismas que también pueden verse afectadas por las condiciones climáticas (Ramos-Zapata et al. 2008), incluídos en este patrón los ecosistemas de manglar (Ramírez-Viga et al. 2020a), ya sea debido a que la cantidad de agua en el suelo tiene un efecto directo sobre la germinación de las esporas, estimulándola 33 en condiciones de humedad adecuada o estimulando la esporulación en condiciones de déficit (Ramos-Zapata et al. 2008). A este respecto, en estudios previos en manglares de la península de Yucatán se ha registrado que la densidad de esporas también puede responder al acarreo por el agua de lluvia desde ecosistemas aledaños en estaciones lluviosas, encontrando mayor densidad de esporas en dichas épocas (Ramírez-Viga et al. 2020 a y b). La capacidad de los propágulos fúngicos para sobrevivir en un determinado rango de tipos de suelo y condiciones ambientales (la plasticidad que posean para sobrevivir en un ambiente hasta cierto grado cambiante) impacta de manera directa la supervivencia de las plantas, pues en mayor o menor grado ellas pueden depender de la simbiosis (en la toma de nutrimentos, de agua y protección contra patógenos) para ser exitosas (Smith y Read, 2008). De este modo, en el ámbito experimental la densidad de esporas se convierte en un estimador, aunque rudimentario, de cómo las condiciones en el sustrato pueden influir en una fracción de los propágulos infectivos. Considerando que se cuenta con información acerca de la variación de la densidad de esporas en ecosistemas de manglar de la península de Yucatán, se decidió incluir tal parámetro fúngico en esta investigación para explorar su respuesta a las condiciones experimentales establecidas. La extracción de esporas se llevó a cabo de acuerdo con la técnica de Gerdemann y Nicolson (1963) y centrifugación con gradiente de sacarosa (Daniels y Skipper 1982) modificadas por Hernández-Cuevas et al. (2008) (ver Anexo). Especificaciones del uso de la técnica: a) Se tomó suelo de tres individuos en cada tratamiento. Una vez seco fue almacenado a temperatura ambiente hasta el momento de la extracción. Para la extracción se tomaron 50 g de muestra. b) El suelo de cada muestra fue vaciado en un vaso de precipitado de 1000 ml, se adicionó agua corriente hasta 3 cm por debajo del borde. c) Se agregó jabón líquido sin fosfatos TWEEN a la muestra y se revolvió con una espátula. Se dejó reposar hasta que la tierra se hubiese precipitado en el fondo del vaso. d) Se decantó el sobrenadante sobre una serie de tamices. Se trasladaron los restos en los tamices de 45, 61, 120 y 190 μ a tubos de centrífuga con ayuda de una pipeta y se equilibraron con agua corriente. Las muestras se centrifugaron a 2000 rpm durante 5 minutos. e) El sobrenadante de los tubos fue vertido en una bomba de vacío (Air Cadet® Mod. 7059-42), en la cual fue colocada previamente una membrana millipore de 0.45μ para retener en ella las esporas. El agua fue extraída y con la ayuda de una pinza de punta fina la membrana fue colocada en una caja de petri debidamente etiquetada, la cual se almacenó en refrigeración de 1 a 3 días hasta su revisión. Una vez montadas las esporas en portaobjetos, se cuantificó el número de esporas totales en cada placa y se dividió entre los gramos de suelo utilizados en la extracción (50 g). I.4.9. Análisis estadísticos Para los análisis estadísticos se estableció un nivel de significancia de 0.05. Éstos se llevaron a cabo usando el software RStudio Version 1.0.143 (R Core Team 2021). El supuesto de normalidad fue probado con una prueba de Shapiro-Wilk (experimento de capacidad de respuesta) o Kolmogorov–Smirnov Lilliefors (segundo experimento de respuesta) usando el paquete nortest (Gross y Ligges 2015) y la homogeneidad de varianzas con la prueba de Levene usando el paquete car (Fox y Weisberg 2019). Los datos fueron analizados en búsqueda de diferencias entre los distintos niveles de los tratamientos a los cuales fueron 34 sometidas las plantas (inoculación, inundación, salinidad, fósforo) y la relación de éstos con las variables de respuesta, usando el paquete stats (R Core Team 2021). Los datos de monitoreo mensual fueron analizados con Análisis de varianza de medidas repetidas o la prueba Friedman (si los datos eran no paramétricos) para determinar si hubo diferencias en crecimiento a lo largo del monitoreo de acuerdo con la altura, el diámentro a la base del tallo y el número de hojas. Se realizaron pruebas de t de student (experimento de capacidad de respuesta) y Análisis de varianza (en el segundo experimento de respuesta a la inoculación) para determinar la relación de los tratamientos con las variables de respuesta (tanto en el monitoreo mensual como en los datos obtenidos en la cosecha final) o para los datos no paramétricos la prueba de Mann-Whitney (para dos muestras independientes) o el ANOVA por rangos Kruskal-Wallis (para más de dos muestras independientes). Al encontrarse diferencias entre los tratamientos con el Análisis de varianza, se llevaron a cabo pruebas post- hoc de comparación múltiple de Tukey. 35 I.5. RESULTADOS I.5.1. Capacidad de respuesta y respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA bajo distintos niveles de adición de fósforo I.5.1.1. Monitoreo mensual de crecimiento Las plantas en todos los tratamientos presentaron crecimiento en términos de altura a nivel del sustrato (c2 = 126.00, g.l. = 7, p < 0.001), diámetro a la base del tallo (DBT) (c2 = 94.45, g.l. = 6, < 0.001) y número de hojas (c2 = 124.47, g.l. = 7, p < 0.001), de acuerdo con el incremento promedio a lo largo del monitoreo mensual (Tabla 1.2) y la prueba de Friedman. De acuerdo con los análisis de varianza, según el tratamiento de fósforo, las plantas únicamente difirieron en el diámetro a la base del tallo (DBT) de la medición número cinco (F = 4.17, g.l. = 2, p = 0.0279), siendo los valores registrados: 0ppm 0.62 ± 0.02 cm; 2ppm 0.59 ± 0.02 cm; 20 ppm 0.66 ± 0.14 cm. Según el tratamiento de inoculación, las plántas únicamente difirieron en cuanto al número de hojas en la medición número cinco (F = 4.67, g.l. = 1, p = 0.0409), siendo los valores registrados para las plantas inoculadas 23 ± 1.80 hojas y para las plantas no inoculadas 18.47 ± 1.44 hojas (ver Anexo 3). I.5.1.2. Biomasa Para la cosecha final, las plantas no difirieron en sus parámetros de biomasa en cuanto a los tratamientos aplicados (tabla 1.2; valores en cada tratamiento en Anexo 3). 36 Tabla 1.2 Valores promedio de parámetros de biomasa (n = 30) y contenido de carbono (n = 18) en los tejidos de las plantas de L. racemosa, en siete meses de crecimiento, en la cosecha final del experimento de capacidad de respuesta y respuesta bajo distintos niveles de fósforo. Promedio ± error estándar. Altura a nivel de raíz (cm) DBT (mm) Número de hojas Longitud de raíz (cm) Área foliar (cm2) PS aéreo (g) PS subterráneo (g) PS total (g) Contenido de C (%) 71.13 ± 1.55 9.68 ± 0.15 49.33 ± 2.68 52.64 ± 1.92 371.19 ± 16.14 9.22 ± 0.50 8.60 ± 0.55 17.82 ± 1.02 42.13 ± 0.08 I.5.1.3. Parámetros fotosintéticos y de intercambio de gases No se registrarion diferencias significativas en la tasa fotosintética de acuerdo a los factores evaluados. El contenido intercelular de CO2 difirió en las plantas no inoculadas con respecto a las inoculadas, siendo mayores los valores en las primeras (275.18 ± 1.53 -M y 262.53 ± 1.55 +M); en este parámetro no se registraron diferencias de acuerdo al nivel de fósforo adicionado. Para el resto de los parámetros fotosintéticos evaluados (excepto para el contenido de clorofila a 2.05 ± 0.03% y b 0.76 ± 0.01 %) se hallaron diferencias significativas de acuerdo al nivel de inoculación y al nivel de fósforo adicionado. En los parámetros de CE y de EUA, se registró interacción entre los factores (Tabla 1.3). Tabla 1.3. Parámetros fotosintéticos estimados en las plantas de L. racemosa del experimento de capacidad de respuesta a la inoculación con HMA bajo distintos niveles de fósforo. -M = plantas no inoculadas con HMA, +M = plantas inoculadas con HMA, 0P = sin adición de fósforo, 2P = con adición de 2ppm de fósforo, 20P = con adición de 20 ppm de fósforo. CE = conductancia estomática, EUA = eficiencia de uso de agua. Letras diferentes indican diferencias significativas entre los distintos tratamientos dentro de cada columna. Tratamiento Fotosíntesis (µmol m-2 s-1) Carbono intercelular (µmol mol-1) CE (mol m-2 s-1) Transpiración (mmol m-2 s-1) EUA (µmol CO2/mmol H2O) -M 0P 11.5±0.48a 281±2.6 a 0.23±0.01acd 5.49±0.25bcd 2.12±0.04bcd +M 0P 11.9±0.31a 253±2.6 b 0.17±0.01d 4.73±0.16d 2.54±0.03a -M 2P 14.5±0.50a 273±2.5 a 0.28±0.02a 6.65±0.30abc 2.21±0.03bcd +M 2P 14.5±0.34a 265±2.4 b 0.25±0.01ab 6.37±0.22abc 2.31±0.03ab -M 20P 14.3±0.37a 270±2.3 a 0.27±0.01ac 6.83±0.22a 2.11±0.03cd +M 20P 11.7±0.18a 268±2.0 b 0.20±0.01bd 5.86±0.14ab 2.02±0.03d P n.s. n.s. c2 = 16.265, df = 2, p = < 0.001 c2 = 32.754, df = 2, p < 0.001 c2 = 28.95, df = 2, p < 0.001 M n.s. U = 1356, p < 0.001 U = 1815, p < 0.001 U = 1922, p < 0.001 U = 3780, p < 0.001 P:M n.s n.s. t = 25.94, p < 0.001 n.s. t = 5.68, p < 0.001 n = 5; n.s. = p > 0.05 37 I.5.1.4. Concentración de nutrimentos en los tejidos vegetales Se hallaron diferencias significativas entre las plantas inoculadas y las no inoculadas en cuanto la concentración de fósforo inorgánico en los tejidos, de acuerdo con la prueba de Mann-Whitney (U = 8, p = 0.002756) y en cuanto al contenido de nitrógeno, de acuerdo con la prueba de t de Student (t = 4.89, g.l. = 15.078, p < 0.001) (Tabla 1.4). Tabla 1.4. Concentración promedio de nitrógeno (N) y de fósforo inorgánico (Pi) en los tejidos de las plantas de L. racemosa del experimento de dependencia micorrízica y efectividad bajo distintos niveles de fósforo. Letras diferentes indican diferencias significativas entre las plantas inoculadas y no inoculadas. -M = plantas no inoculadas con HMA, +M = plantas inoculadas con HMA. Tratamiento Concentración de N (%) Concentración de Pi (mg/Kg) Concentración de Pi (%) -M 0.620 ± 0.00b 414.86 ± 19.38a 0.0415 ± 0.002a +M 0.655 ±0.00a 294.86 ± 24.23b 0.0295 ± 0.002b n = 9 I.5.1.5. Parámetros fúngicos Se registró colonización de estructuras fúngicas en las raíces de las plantas inoculadas (Tabla 1.5), atribuíbles a HMA, sin embargo, no se registraron arbúsculos. En las plantas no inoculadas no se registró porcentaje de colonización micorrízica. El análisis de Kruskal- Wallis mostró diferencias siginificativas en el porcentaje de colonización total (c2 = 6.25, g.l. = 2, p = 0.04389), por hifas (c2 = 6.25, g.l. = 2, p = 0.04389) y por vesículas (c2 = 7.62, g.l. = 2, p = 0.02211) de acuerdo al nivel de fósforo. Las estructuras fúngicas se encontraron colonizando las raíces en distintos puntos, con una agregación particular de hifas y vesículas en las áreas de surgimiento de las raíces secundarias (Fig. 1.5). No se encontraron diferencias significativas entre la densidad de esporas con contenido celular de los diferentes tratamientos de fósforo. Los valores promedio (± error estándar) de densidad de esporas (en 50 g de suelo) registrados fueron 2.89 ± 0.63 (n = 9). Tabla 1.5 Porcentaje de colonización (total y por estructura fúngica) en las raíces de L. racemosa inoculadas (promedio ± error estándar). Experimento de capacidad de respuesta y respuesta a la inoculación con HMA bajo distintos niveles de fósforo. 0P = sin adición de fósforo, 2P = con adición de 2ppm de fósforo, 20P = con adición de 20 ppm de fósforo. Letras diferentes indican diferencias significativas entre los distintos tratamientos dentro de cada columna. Tratamiento Total (%) Hifas (%) Vesículas (%) Esporas (%) Ovillos (%) 0 P 20.41 ± 3.94a 20.41 ± 3.94a 11.08 ± 2.88a 0.28 ± 0.28a 1 ± 1a 2 P 7.89 ± 0.62b 6.53 ± 1.88b 0b 1.08 ± 0.26a 0a 20 P 13.49 ± 2.02b 13.49 ± 2.02b 0b 0.33 ± 0.33a 0a n = 3 38 Figura 1.5 Raíces de L. racemosa del tratamiento de inoculación, colonizadas por hifas y vesículas fúngicas, en el experimento de capacidad de respuesta y respuesta a la inoculación con HMA bajo distintos niveles de fósforo. a: 0 ppm de adición, b: 2 ppm de adición y c: 20 ppm de adición de KH2PO4. Fotografías tomadas en microscopio óptico a aumento 10X y 40X. I.5.1.6. Capacidad de respuesta La capacidad de respuesta en el nivel de 0 fósforo añadido fue -5.96 %, en el nivel de adición de 2 ppm fue de 3.24 % y en el de adición de 20 ppm fue de 14.42 %. Estos resultados indican que conforme se incrementa la concentración de fósforo en el sustrato, se incrementa la capacidad de respuesta de L. racemosa a la asociación con los HMA, representando el porcentaje en 0ppm de adición una desventaja para las plantas de mantener la y de manera contraria, una ventaja creciente conforme el incremento en la adición de P. 39 I.5.2. Respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA bajo condiciones contrastantes de salinidad y disponibilidad de agua en el sustrato I.5.2.1. Monitoreo de crecimiento De acuerdo con el incremento en los valores promedio a lo largo del monitoreo mensual (Figuras 1.3, 1.4 y 1.5) y la prueba de Friedman, las plantas de L. racemosa en todos los tratamientos presentaron crecimiento en altura a nivel del sustrato (c2 = 360.33, p < 0.001), DBT (c2 = 339.58, p < 0.001) y número de hojas (c2 = 364.43, p < 0.001). En cuanto a la altura, se registraron diferencias entre los tratamientos a partir de la segunda medición (diciembre 2017). En dicha medición se registró la mayor altura (promedio ± error estándar) en el tratamiento de NaCl añadido (27.42 ± 1.21 cm) en comparación de aquel en el que no se añadió (23.22 ± 0.93 cm) (F = 8.18, g.l. = 1, p = 0.0058) y en las plantas inoculadas (27.16 ± 1.10 cm) en comparación con las no inoculadas (23.48 ± 1.09 cm) (F = 6.24, g.l. = 1, p = 0.0152), pero no se encontró interacción entre los factores (Fig. 1.6). Esta tendencia se mantuvo a lo largo de todo el monitoreo de crecimiento. A partir de la cuarta medición (febrero 2018) se comenzaron, además, a registrar diferencias significativas en altura entre los niveles de disponibilidad de agua, siendo los valores más altos en las plantas en condiciones no inundadas (48.71 ± 1.06 cm) en comparación con las inundadas (41.33 ± 1.79 cm). En la cuarta medición se registró interacción de este tratamiento con el de inoculación (F = 5.42, g.l. = 1, p = 0.023515) (Fig. 2.6). Particularmente en esta medicion y en la siguiente se hallaron diferencias entre las plantas inoculadas y las no inoculadas en las condiciones de inundación y sin NaCl añadido (p = 0.025; 0.0252) (Fig 1.6). Las diferencias en altura entre las plantas en cada factor evaluado se mantuvieron desde su primer registro y en todo lo largo del monitoreo. En la última medición (mayo 2018) se registró, además, interacción entre los tres factores (F = 16.55, g.l. = 1, p < 0.001). De manera paricular, se registraron diferencias entre las plantas inoculadas y las no inoculadas en las condiciones no inundadas y sin NaCl añadido (p < 0.001) (Fig 1.6). 40 Figura 1.6 Promedio (± error estándar) de la altura de las plantas de L. racemosa en el experimento de respuesta a la inoculación con HMA bajo condiciones contrastantes de salinidad y disponibilidad de agua en el sustrato. +I = inundado, -I = no inundado, +S = NaCl añadido, -S = NaCl no añadido, +M = inoculada con HMA, -M = no inoculada. Letras diferentes denotan diferencias significativas entre los tratamientos dentro de la misma fecha del monitoreo. n = 8 En cuanto al diámetro a la base del tallo (DBT) (Fig 1.7) igualmente se registraron diferencias entre los tratamientos a partir de la segunda medición (diciembre 2017). En dicha medición se registró el mayor diámetro (promedio ± error estándar) en el tratamiento de NaCl añadido (0.47 ± 0.01 cm) en comparación de aquel en el que no se añadió (0.42 ± 0.01 cm) (U = 320, p = 0.00723). A partir de la tercera medición de registraron en el DBT, además de las diferencias entre niveles de salinidad, diferencias entre las plantas inoculadas y las no inoculadas (U = 724, p = 0.002803), siendo los valores mayores en las primeras (0.58 ± 0.02 cm) en comparación con las segundas (0.48 ± 0.03 cm). A partir de la cuarta medición se registraron, adicionalmente, diferencias entre los niveles de disponibilidad de agua en el sustrato (U = 315.5, p = 0.007544), siendo más altos los valores en las plantas en condiciones de inundación (0.72 ± 0.02 cm), en comparación con aquellas no inundadas (0.63 ± 0.01 cm). Esta tendencia se mantuvo a lo largo de todas las mediciones (a excepción de la medición 5, en la que no se registró diferencia entre los niveles de salinidad). Únicamente en la medición cinco se registraron diferencias entre las plantas inoculadas y no inoculadas dentro de un mismo tratamiento. En la última medición, además de registrarse diferencias en DBT entre las plantas de acuerdo a los tres factores analizados, se registró interacción entre ellos (F = 16.55, g.l. = 1, p < 0.001). 41 Figura 1.7 Promedio (± error estándar) del diámetro a la base del tallo (DBT) de las plantas de L. racemosa en el experimento de respuesta a la inoculación bajo condiciones contrastantes de salinidad y disponibilidad de agua en el sustrato. +I = inundado, -I = no inundado, +S = NaCl añadido, -S = NaCl no añadido, +M = inoculada, -M = no inoculada. Letras diferentes denotan diferencias significativas entre los tratamientos dentro de la misma fecha del monitoreo. n = 8 En cuanto al número de hojas (Fig 1.8), se registraron diferencias entre el tratamiento de inoculación a partir de la segunda medición (diciembre 2017). En dicha medición se registró el mayor número de hojas (promedio ± error estándar) en las plantas inoculadas (14.22 ± 1.08) en comparación con las no inoculadas (10.94 ± 0.74) (U = 686, p = 0.01664). En la cuarta medición, únicamente se registró interacción entre la salinidad y la saturación de agua en el sustrato (F = 5.26, g.l. = 1, p = 0.0256). En la quinta medición únicamente se observaron diferencias entre los distintos niveles de disponibilidad de agua en el sustrato (F = 12.835, g.l. = 1, p < 0.001), siendo las plantas con mayor número de hojas aquellas bajo el condiciones no inundadas (31.3 ± 1.87) en comparación con aquellas bajo condiciones de inundación (23.44 ± 2.16). En la sexta medición se registraron diferencias de acuerdo a la inoculación (F = 6.60, g.l. = 1, p = 0.01288), la salinidad (F = 9.54, g.l. = 1, p = 0.00312) y la disponibilidad de agua en el sustrato (F = 27.59, g.l. = 1, p < 0.001), siendo mayores los valores en las plantas inoculadas (40.91 ± 2.83) en comparación con las no inoculadas (33.19 ± 2.43), en las plantas bajo el tratamiento de adición de NaCl (41.68 ± 3.00) en comparación con aquellas sin NaCl añadido (32.41 ± 2.12) y en las plantas bajo condiciones no inundadas (44.94 ± 2.13) en comparación con aquellas bajo condiciones de inundación (29.16 ± 2.52). En la última medición unicamente se mantuvieron las diferencias de acuerdo a los niveles de disponibilidad de agua en el sustrato (F = 37.37, g.l. = 1, p < 0.001) y de inoculación (U = 661.5, p = 0.04535), sin interacción entre factores, presentándose el mayor número de hojas en las plantas inoculadas (46.34 ± 3.43) en comparación con las no inoculadas (36.91 ± 2.99) y en las plantas bajo condiciones no inundadas (52.62 ± 2.53) en comparación con aquellas bajo condiciones de inundación (30.62 ± 2.82). 42 Figura 1.8 Promedio (± error estándar) del número de hojas de las plantas de L. racemosa en el experimento de respuesta a la inoculación con HMA bajo condiciones contrastantes de salinidad y disponibilidad de agua en el sustrato. +I = inundado, -I = no inundado, +S = NaCl añadido, -S = NaCl no añadido, +M = inoculada, -M = no inoculada. Letras diferentes denotan diferencias significativas entre los tratamientos dentro de la misma fecha del monitoreo. n = 8. I.5.2.2. Biomasa Todas las variables de biomasa difirieron de acuerdo al tratamiento de disponibilidad de agua en el sustrato, a excepción de la altura a nivel de raíz, aunque sí se registró interacción de este factor con la salinidad y la inoculación (Tablas 1.7 y 1.8). La adición de NaCl afectó todas las variables de biomasa, a excepción de la longitud de raíz y la concentración de carbono en tejidos, aunque para esta variable sí se registró interacción de este factor con el nivel de disponibilidad de agua en el sustrato. La inoculación afectó únicamente la altura final, hallándose interacción con la disponibilidad de agua en el sustrato y la salinidad, tanto en altura y como en longitud de raíz. En cuanto a la disponibilidad de agua en el sustrato, todas las variables (excepto DBT) presentaron valores más altos en la condición no inundada. En cuanto a la adición de NaCl, todas las variables que mostraron diferencias entre grupos presentaron valores más elevados en la condición de NaCl añadido. Finalmente, en cuanto a la inoculación, las plantas inoculadas presentaron mayor altura y mayor longitud de raíz que las no inoculadas. De manera particular, en condiciones no inundadas y sin adición de NaCl, se registraron diferencias de acuerdo al nivel de inoculación para las mismas variables (Tablas 1.7 y 1.8). 43 Tabla 1.7 Parámetros de biomasa registrados en la cosecha final de plantas de L. racemosa del experimento de respuesta a la inoculación con HMA bajo condiciones contrastantes de salinidad y disponibilidad de agua en el sustrato. Promedio ± error estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas entre los distintos tratamientos dentro de cada columna. PS = peso seco, +I = inundado, -I = no inundado, +S = NaCl añadido, -S = NaCl no añadido, +M = inoculada, - M = no inoculada. Tratamiento Altura a nivel de raíz (cm) Longitud de raíz (cm) Área foliar (cm2) PS aéreo (g) PS subterráneo (g) PS total (g) Concentración de C (%) -I -S-M 42.62 ± 2.72 c 41.87 ± 1.04bc 358.79 ± 15.82abc 8.98 ± 0.26abc 9.02 ± 0.48a 18.00 ± 0.66a 42.03 ± 0.32a -I -S+M 68.31 ± 3.93ab 55.00 ± 5.14bc 376.03 ± 6.93ab 9.31 ± 0.40a 9.27 ± 0.47a 18.59 ± 0.77a 42.28 ± 0.22a -I +S-M 72.12 ± 2.27 a 55.00 ± 4.08ab 412.14 ± 16.79a 11.21 ± 0.46a 8.57 ± 0.55ab 19.79 ± 0.99a 41.56 ± 0.19a -I +S+M 69.00 ± 3.07ab 55.37 ± 2.29bc 432.11 ± 18.60a 10.75 ± 0.51a 8.37 ± 0.36ab 19.12 ± 0.79a 41.56 ± 0.31a +I -S-M 63.12 ± 2.15ab 55.62 ± 4.76ab 141.07 ± 15.64c 3.68 ± 0.50c 4.64 ± 0.80b 8.31 ± 1.30b 41.19 ± 0.32a +I -S+M 56.75 ± 3.4bbc 46.87 ± 3.50bc 200.53 ± 18.23bc 6.05 ± 0.61bc 7.10 ± 0.70ab 13.15 ± 1.30ab 41.17 ± 0.22a +I +S-M 58.19 ± 3.80ab 40.12 ± 3.34c 183.98 ± 28.24bc 6.05 ± 1.10bc 6.72 ± 1.51ab 12.77 ± 2.56ab 41.16 ± 0.28a +I +S+M 62.31 ± 4.94ab 44.56 ± 2.99bc 296.83 ± 54.90abc 9.33 ± 1.78ab 9.10 ± 1.64ab 18.43 ± 3.39ab 41.96 ± 0.09a n = 8 Tabla 1.8 Resultados de los análisis estadísticos en cuanto a los efectos de cada factor, por sí solo y en interacción con los otros factores en los parámetros de biomasa evaluados en la cosecha final del experimento de respuesta de L. racemosa a la inoculación bajo condiciones contrastantes de salinidad y disponibilidad de agua en el sustrato. Variable Factor Estadístico de prueba Valor de p Interacción entre factores Estadístico de prueba Valor de p Altura a nivel de raíz Saturación de agua en sustrato (A) F= 1.470 0.230406 A:S F = 9.406 0.003328** Adición de NaCl (S) F= 10.218 0.002287** A:M F = 6.626 0.012721* Micorrización (M) F= 4.441 0.039581* S:M F = 3.609 0.062610 . A:S:M F = 16.634 0.000145*** Longitud de raíz Saturación de agua en sustrato (A) F= 4.695 0.03453* A:S F = 10.661 0.00187** Adición de NaCl (S) F= 0.232 0.63214 A:M F = 2.288 0.13600 44 Micorrización (M) F= 1.185 0.28102 S:M F = 0.082 0.77590 A:S:M F = 6.324 0.01481* Área Foliar Saturación de agua en sustrato (A) U = 934 4.507e-10*** A:S t = 0.780 0.439 Adición de NaCl (S) U = 346 0.02556* A:M t = - 0.819 0.416 Micorrización (M) U = 655 0.05531 . S:M t = - 0.053 0.958 A:S:M t = - 0.695 0.490 Peso seco aéreo Saturación de agua en sustrato (A) U = 854.5 4.359e-06*** A:S t =1.095 0.27834 Adición de NaCl (S) U = 287.5 0.002624*** A:M t = -1.212 0.23056 Micorrización (M) U = 637 0.09449 . S:M t = 0.476 0.63599 A:S:M t = - 0.716 0.47683 Peso seco subterráneo Saturación de agua en sustrato (A) U = 774.5 0.0004327*** A:S t = 1.548 0.127 Adición de NaCl (S) F = 0.890 0.3491 A:M t = - 1.181 0.243 Micorrización (M) F = 2.839 0.0972 . S:M F = 0.034 0.8536 A:S:M t = - 0.137 0.892 Peso seco total Saturación de agua en sustrato (A) U = 825 2.712e-05*** A:S t = 1.366 0.1773 Adición de NaCl (S) F = 4.280 0.0429* A:M t = - 1.225 0.2257 Micorrización (M) F = 3.190 0.0792 . S:M F = 0.006 0.9408 A:S:M t = -421 0.6754 Contenido de carbono en tejidos Saturación de agua en sustrato (A) F = 7.411 0.0119* A:S F = 7.449 0.0117* Adición de NaCl (S) F = 0.373 0.5469 A:M F = 0.552 0.4647 Micorrización (M) F = 2.047 0.1654 S:M F = 0.616 0.4403 A:S:M F = 2.209 0.1503 g.l. = 1. Códigos de significancia: 0 '***' 0.001 '**' 0.01 '*' 0.05 '.' 0.1 ' ' 1 45 I.5.2.3. Parámetros fotosintéticos y de intercambio de gases Todos los parámetros fotosintéticos (excepto el contenido de clorofila a y b) mostraron diferir significativamente de acuerdo al nivel de adición de NaCl. Adicionalmente, la tasa fotosintética, el carbono intercelular, la eficiencia de uso de agua y el contenido de clorofila a y b mostraron diferir de acuerdo a la disponibilidad de agua en el sustrato. De acuerdo a la inoculación se registraron diferencias significativas en la tasa fotosintética, la conductancia estomática, la tasa de transpiración y la eficiencia de uso de agua. De manera particular, se registraron diferencias entre las plantas inoculadas y las no inoculadas en la tasa fotosintética, la conductancia estomática, la tasa de transpiración en el tratamiento inundado y sin adición de sal, siendo más altos los valores en las plantas no inoculadas (Tablas 1.9 y 1.10). Tabla 1.9 Parámetros fotosintéticos y de intercambio de gases evaluados en las plantas de L. racemosa en el experimento de respuesta a la inoculación con HMA bajo condiciones contrastantes de salinidad y disponibilidad de agua en el sustrato. Promedio ± error estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas entre los distintos tratamientos dentro de cada columna. CE = conductancia estomática, EUA = eficiencia en el uso de agua. +I = inundado, -I = no inundado, +S = NaCl añadido, -S = NaCl no añadido, +M = inoculada, -M = no inoculada. Tratamiento Fotosíntesis (µmol m-2 s-1) CE (mol m-2 s-1) Carbono intercelular (µmol mol-1) Transpiración (mmol m-2 s-1) EUA (µmol CO2/mmol H2O) Clorofila a Clorofila b -I -S-M 10.72±0.28ac 0.14±0.008bc 238±3.7d 3.76±0.17b 2.91±0.05b 2.11 ± 0.12ab 0.79 ± 0.04ab -I -S+M 11.25±0.39ab 0.15±0.009b 245±2.8cd 3.87±0.18b 2.94±0.04bc 1.92 ± 0.11abc 0.72 ± 0.04abc -I +S-M 10.30±0.15abc 0.12±0.004bc 234±2.4d 3.13±0.08bc 3.33±0.04ac 2.11 ± 0.06a 0.79 ± 0.02a -I +S+M 9.28±0.25bcd 0.10±0.003c 232±1.6d 2.62±0.07c 3.53±0.03a 2.01 ± 0.08abc 0.75 ± 0.03abc +I -S-M 12.23±0.25a 0.35±0.011a 306±3.2a 7.13±0.14a 1.74±0.06e 1.75 ± 0.05ac 0.65 ±0.02abc +I -S+M 8.73±0.75bcd 0.16±0.020bc 276±2.4ab 3.69±0.36bc 2.41±0.04de 1.63 ± 0.08bc 0.61 ± 0.03bc +I +S-M 8.51±0.39cd 0.14±0.011bc 264±4.2bc 3.24±0.21bc 2.73±0.07bd 1.56 ± 0.05c 0.58 ± 0.02c +I +S+M 7.11±0.35d 0.10±0.006c 263±2.0bc 2.45±0.13c 2.92±0.04bc 1.58 ± 0.05c 0.59 ± 0.02c n = 8 46 Tabla 1.10 Resultados de los análisis estadísticos en cuanto a los efectos de cada factor, por sí solo y en interacción con los otros factores en los parámetros fotosintéticos evaluados en la cosecha final del experimento de respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA bajo condiciones contrastantes de salinidad y disponibilidad de agua en el sustrato. ND = el análisis de interacción de factores no se pudo llevar a cabo debido a que la distribución de los datos no era normal. Variable Factor Estadístico de prueba Valor de p Interacción entre factores Estadístico de prueba Valor de p Fotosíntesis Saturación de agua en sustrato (A) U = 6190 0.003656** A:S t = 0.452 0.651869 Adición de NaCl (S) U = 7375 6.559e-09*** A:M t = 5.102 8.04e-07*** Micorrización (M) U = 3536 0.000349*** S:M t =2.042 0.042530* A:S:M t = -3.332 0.001034** Conductancia estomática Saturación de agua en sustrato (A) U = 4208 0.05312 . A:S ND ND Adición de NaCl (S) U = 7462 1.805e-09*** A:M ND ND Micorrización (M) U = 3311 3.697e-05*** S:M ND ND A:S:M ND ND Carbono intercelular Saturación de agua en sustrato (A) U = 821 <2.2e-16*** A:S ND ND Adición de NaCl (S) U = 6716 2.769e-05*** A:M ND ND Micorrización (M) U = 4736 0.5197 S:M ND ND A:S:M ND ND Transpiración Saturación de agua en sustrato (A) U = 4346 0.1103 A:S ND ND Adición de NaCl (S) U = 7919 9.961e-13*** A:M ND ND Micorrización (M) U = 3019 1.304e-06*** S:M ND ND A:S:M ND ND EUA Saturación de agua en sustrato (A) U = 8713 <2.2e-16*** A:S t = 0.732 0.465 Adición de NaCl (S) U = 1834 1.038e-14*** A:M t = 5.835 2.25e-08*** Micorrización (M) U = 6013 0.01336* S:M t = 1.540 0.125 A:S:M t = 4.223 3.72e-05*** 47 Clorofila a Saturación de agua en sustrato (A) F = 54.139 6.12e-10*** A:S t = - 0.887 0.3789 Adición de NaCl (S) F = 0.392 0.534 A:M t = - 0.435 0.6653 Micorrización (M) U = 408 0.1646 S:M t = - 0.533 0.5964 A:S:M t = - 0.228 0.8204 Clorofila b Saturación de agua en sustrato (A) F = 54.139 6.12e-10*** A:S t = - 0.887 0.3789 Adición de NaCl (S) F = 0.392 0.534 A:M t = - 0.435 0.6653 Micorrización (M) U =408 0.1646 S:M t = - 0.533 0.5964 A:S:M t = - 0.228 0.8204 g.l. = 1. Códigos de significancia: 0 '***' 0.001 '**' 0.01 '*' 0.05 '.' 0.1 ' ' 1 48 I.5.2.4. Concentración de nutrimentos en los tejidos vegetales Las plantas difirieron en cuanto a la concentración de nitrógeno en sus tejidos según la disponibilidad de agua (F = 38.05, g.l. = 1, p < 0.001) y la inoculación (F = 7.76, g.l. = 1, p = 0.0103). Se registró interacción entre la salinidad, la disponibilidad de agua y la inoculación (F = 5.61. g.l. = 1, p = 0.0262). En cuanto a la concentración de fósforo inorgánico en los tejidos de las plantas, éste únicamente mostró variación de acuerdo al nivel de disponibilidad de agua en el sustrato (U = 10, g.l. = 1, p < 0.001), siendo mayor en el nivel inundado (Tabla 1.11). Tabla 1.11 Concentración de nitrógeno (N) y de fósforo inorgánico (Pi) (promedio ± error estándar) en los tejidos de las plantas de L. racemosa del experimento de efectividad bajo condiciones contrastantes de salinidad y saturación de agua en el sustrato. Letras diferentes indican diferencias significativas entre los distintos tratamientos dentro de cada columna. +I = inundado, -I = no inundado, +S = NaCl añadido, -S = NaCl no añadido, +M = inoculada, -M = no inoculada. Tratamiento Concentración de N (%) Concentración de Pi (mg/kg) Concentración de Pi (%) -I -S-M 0.70 ± 0.01a 164.39 ± 16.01c 0.0164 ± 0.002c -I -S+M 0.61 ± 0.04ab 400.40 ± 156.86ac 0.0400 ± 0.015ac -I +S-M 0.64 ± 0.01ab 289.37 ± 45.31bc 0.0289 ± 0.004bc -I +S+M 0.65 ± 0.02ab 305.18 ± 47.61bc 0.0305 ± 0.005bc +I -S-M 0.58 ± 0.03ab 527.78 ± 33.84ab 0.0528 ± 0.003ab +I -S+M 0.55 ± 0.02ab 581.21 ± 15.85ab 0.0581 ± 0.001ab +I +S-M 0.56 ± 0.03ab 602.13 ± 84.06ab 0.0602 ± 0.008ab +I +S+M 0.47 ± 0.01b 646.76 ± 37.26a 0.0647 ± 0.004a N n = 4, P n = 3 I.5.2.5. Parámetros fúngicos Se registró colonización fúngica en las raíces de las plantas inoculadas (Tabla 1.12, Figura 1.9), atribuíble a HMA, registrando ovillos y arbúsculos en algunos de los tratamientos. En las plantas de los tratamientos no inoculados no se presentó colonización micorrízica.El porcentaje total de colonización (t = 3.92, g.l. = 8.1682, p = 0.01067) y por hifas (t = 3.32, g.l. = 8.1304, p = 0.01023) difirieron entre los niveles de disponibilidad de agua probados, siendo mayor en el nivel de inundación. La densidad de esporas con contenido celular en 50 g de suelo, registrada en cada tratamiento, se presenta en la tabla 1.13. Se registraron diferencias significativas en la densidad de esporas de acuerdo al tratamiento de disponibilidad de agua probado (t = -3.251, g.l. = 9.8802, p = 0.008841), siendo mayor en condiciones no inundadas. 49 Tabla 1.12 Porcentaje de colonización micorrízica arbuscular (total y por estructura fúngica) en las raíces de L. racemosa inoculadas (promedio ± error estándar) en el experimento de respuesta a la inoculación con HMA bajo condiciones contrastantes de salinidad y disponibilidad de agua en el sustrato. Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos. +I = inundado, -I = no inundado, +S = NaCl añadido, -S = NaCl no añadido. T = tratamiento T Total (%) Hifas (%) Vesículas (%) Esporas (%) Ovillos (%) Arbúsculos (%) -I -S 8.16 ± 1.22b 7.98 ± 1.20b 0.60 ± 0.32a 0.83 ± 0.13a 0a 0a -I +S 22.86 ± 5.84b 22.62 ± 5.65b 12.28 ± 5.40a 3.55 ± 1.74a 2.57 ± 2.22a 2.56 ± 2.23a +I -S 41.64 ± 7.66a 41.42 ± 7.48 a 14.43 ± 7.95a 0.29 ± 0.29a 0.22 ± 0.22a 0a +I +S 43.74 ± 13.83a 43.55 ± 13.79a 9.22 ± 2.80a 4.16 ± 3.59a 0.29 ± 0.29a 0.29 ± 0.29a n = 3 Figura 1.9 Raíces de L. racemosa colonizadas por hifas (a-d), vesículas (a-d), esporas (a) y arbúsculos (d) de hongos micorrizógenos arbusculares en el experimento de efectividad bajo condiciones contrastantes de salinidad y saturación de agua en el sustrato. a: no inundado, sin adición de NaCl (-I-S); b: no inundado, con adición de NaCl (-I+S); c: inundado, sin adición de NaCl (+I-S), d: inundado, con adición de NaCl (+I+S). Fotografías tomadas en microscopio óptico a aumento 10X y 40X. 50 Tabla 1.13 Densidad de esporas con contenido celular registrada en el sustrato de L. racemosa del tratamiento inoculado (promedio ± error estándar) en el experimento de respuesta a la inoculación bajo condiciones contrastantes de salinidad y disponibilidad de agua en el sustrato. Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos. +I = inundado, -I = no inundado, +S = NaCl añadido, -S = NaCl no añadido. Tratamiento Densidad de esporas (número de esporas en 50 g de suelo) -I -S 13.67 ± 2.67a -I +S 14 ± 2.52a +I -S 9 ± 2.52ab +I +S 2.67 ± 0.67b n = 3 51 I.6. DISCUSIÓN La hipótesis planteada en la presente investigación se cumplió en cuanto al incremento en el número de hojas, diámetro a la base del tallo, altura, longitud de raíz, concentración de nitrógeno y de fósforo inorgánico en los tejidos y eficiencia de uso de agua de las plantas inoculadas, dependiendo tal incremento de las condiciones de disponibilidad de agua y salinidad presentes en el sustrato y estando la dinámica de los tres factores aparentemente asociada a las condiciones de escasa fertilidad promovidas en los experimentos. Las condiciones en las que los tratamientos de inoculación mostraron mayor beneficio en biomasa para las plantas fueron aquellas no inundadas y sin salinidad, mismas en las que los HMA presentarían menor estrés. La ausencia de impacto de los niveles de P adicionados sobre la biomasa de los mangles del experimento de capacidad de respuesta, sugieren que la cantidad y la frecuencia de adición de dicho elemento fue insuficiente para evaluar con claridad distintos escenarios de fertilidad. Los valores de capacidad de respuesta sugieren igualmente que la fertilidad en el sustrato fue escasa, pues indican que tal capacidad se incrementó conforme se incrementaba la cantidad de P añadido. Las concentraciones de fósforo inorgánico (Pi) en los tejidos de las plantas de los dos experimentos en este capítulo sugieren un nulo beneficio en la absorción e incluso competencia entre los simbiontes por dicho elemento, excepto en condiciones inundadas, con salinidad e inoculación, que resultaron en una concentración significativamente mayor en comparación con un escenario no inundado, sin salinidad y sin inoculación. Si los simbiontes se encontraban compitiendo por el P en el sustrato (y siendo los mangles altamente eficientes en la absorción, uso y conservación de ese elemento; Hogarth 2010; Alongi 2020), los HMA sólo podrían dejar de competir por él cuando se encuentra en mayor disponibilidad en el sustrato inundado (Kathiresan, 2004) y cuando los mangles invierten energía en lidiar con otro estrés como es la salinidad (Hogarth 2010), esto sugiere que Laguncularia racemosa y HMA son capaces de asociarse, pero, al menos bajo un escenario de severa limitación de nutrientes, los beneficios en cuanto a la absorción de este elemento podrían poseer menor impacto de lo esperado. Por otro lado, en estudios con el género de mangle Rizophora se ha encontrado que pueden presentar respuesta en crecimiento ante un incremento en el aporte de nitrógeno en cualquier nivel de inundación, pero de fósforo sólo en condiciones de elevada saturación de agua en el sustrato (Alongi 1998). Los resultados de esta investigación sugieren que la asociación podría jugar un papel importante en la absorción de nitrógeno, que aunque también es limitante en los suelos de manglar, su disponibilidad en diferentes formas (y la capacidad de los HMA de adquirirlo en forma de amonio, nitrato y algunas formas solubles de nitrógeno orgánico como aminoácidos (Jin et al. 2005; Leigh et al., 2008), permitiría a los HMA hacer una contribución de reelevancia. De acuerdo con Hogarth (2010), en los ecosistemas de manglar cualquier contribución a la absorción de tal elemento es valiosa. Las respuestas a la inoculación, tal como se esperaba, dependen de la combinación de factores edáficos, tales como la disponibilidad de nutrimentos, la salinidad y el nivel de agua en el sustrato. La inundación y la salinidad interactúan entre ellos en cuanto a sus efectos sobre la biota de manera directa y también de manera indirecta, favoreciendo o limitando la disponibilidad de los nutrimentos (Kathiresan 2004; Singh et al. 2005; Hogarth 2010) en el sustrato. Esta dinámica afecta potencialmente tanto al mangle hospedero como a los HMA 52 de manera separada y por tanto impacta el establecimiento y el funcionamiento de la asociación. I.6.1. Capacidad de respuesta y respuesta de L. racemosa en distintos niveles de adición de fósforo En este experimento, bajo condiciones de inundación intermitente, las plantas en el tratamiento de inoculación se colonizaron por hongos micorrizógenos arbusculares, sin embargo no se registraron diferencias significativas en cuanto a la biomasa de acuerdo a los tratamientos. Se ha registrado en numerosos estudios que el beneficio de los HMA puede no reflejarse en la biomasa, pero sí en otros parámetros vegetales (Dhillion 1992; Solaiman y Hirata 1996), esto pudiendo depender de particularidades relacionadas con la identidad del hospedero, la disponibilidad de fósforo analizada o la saturación de agua en el sustrato, tal como se concluye en el artículo del ANEXO 1 de la presente tesis. Se observó que los tratamientos de distinta adición de P tuvieron escaso impacto en el crecimiento de L. racemosa y ésta no presentó señales de limitación en crecimiento, pues los parámetros estimados resultan mayores que los registrados en otros experimentos (Rosales 2013; Santiago 2016) para el tiempo de vida de las plántulas, lo cual se debería a la eficacia en absorción, uso y conservación de nutrimentos, característica de las especies de mangle (Hogarth 2010; Alongi 2020). Los HMA consumen el carbono de la planta e impactan la fotosíntesis de la planta hospedera, pero los efectos de estos hongos en el intercambio de gases de la planta son transitorios y difíciles de predecir, debido a que el contenido de nutrientes y agua en las plantas (que pueden a su vez ser influenciados por los HMA) se integran a nivel fotosintético con las condiciones atmosféricas, tales como la luz, la humedad, la temperatura del aire y de las hojas (Ruiz-Lozano y Aroca 2010; Bitterlich et al. 2019). En los parámetros fotosintéticos del experimento de capacidad de respuesta sí se hallaron diferencias de acuerdo a la inoculación (excepto en tasa fotosintética y contenido de clorofila), registrándose los valores más altos en las plantas no inoculadas, excepto para la eficiencia de uso de agua (EUA), que fue mayor para las inoculadas. Así mismo, se registraron valores más altos de transpiración y conductancia estomática en los niveles más bajos de fósforo y en los niveles más altos para la eficiencia de uso de agua, tal como se ha registrado en otros estudios (Nagarathna et al. 2007). El incremento en la EUA (cantidad de agua utilizada para la generación de determinada cantidad de biomasa) en las plantas inoculadas, pudo estar relacionado con la reducción en la transpiración y la conductancia estomática (en concordancia con los hallazgos de Birhane et al. 2012), en asociación a temperaturas elevadas en el vivero, mismas que podían oscilar alrededor de los 40ºC por las mañanas. De acuerdo con Ruiz-Lozano y Aroca (2010), una regulación adecuada de los estomas puede permitir mantener la tasa de evaporación al mínimo, regulando a su vez la tasa de asimilación de CO2, lo cual como resultado, incrementa la EUA (es decir, las plantas con tal incremento estarían utilizando menor cantidad de agua para producir la misma biomasa que sus contrapartes, en este caso, no inoculadas), tendencia que podría estarse observando en el experimento analizado. Por otro lado, la observación en este estudio de una menor concentración intercelular de CO2 (CI) en las plantas inoculadas, en comparación con las no inoculadas, coincide con el registro de Zhu et al. (2011) ante temperaturas ambientales elevadas. Estos autores indican que la temperatura es un factor que impacta el resultado de la simbiosis micorrízica al potencialmente impactar la morfología, 53 fisiología y bioquímica de las plantas (como las relaciones hídricas y la fotosíntesis) y el desarrollo de los HMA; sin embargo, la asociación con HMA puede frenar el impacto negativo de la temperatura elevada, bajo determinadas condiciones, y esto se refleja en valores menores de CI, en comparación con los registrados en plantas no micorrizadas crecidas en las mismas condiciones, pues valores altos de este parámetro pueden indicar deterioro del rendimiento fotosintético, resultantes precisamente de las temperaturas elevadas (Sheng et al. 2008; Zhu et al. 2011). En teoría, la tasa fotosintética podría ser y mantenerse contantemente más alta en las plantas micorrízicas, mientras que los HMA asociados a ellas facilitaran la acumulación de nutrientes en los tejidos, aliviaran el estrés hídrico/osmótico o estimularan el metabolismo de reservas (y siempre que las condiciones atmosféricas no impusieran restricciones en las tasas fotosintéticas, que no pudieran ser vencidas por los efectos de los HMA o las propiedades de las plantas; Bitterlich et al 2019). Se ha registrado que existe una respuesta diferencial en la concentración de fósforo inorgánico en los tejidos de plantas inoculadas y no inoculadas con HMA, siendo la concentración de éste mayor en las primeras (Gao et al. 2020). En el experimento de capacidad de respuesta el contenido de nutrimentos en los tejidos difirió entre las plantas inoculadas y las no inoculadas, siendo, contraposición con lo esperado, un 41% menor el de fósforo inorgánico en las primeras en comparación con las segundas, pero un 10% mayor el contenido de nitrógeno en las inoculadas. De acuerdo con Bukovska et al. (2021), a la fecha la evidencia del papel que juegan los HMA en la nutrición de nitrógeno en las plantas hospederas y el ciclo de dicho elemento aún no está tan claro como en el caso del fósforo, pero la simbiosis sí parece contribuir directamente a la absorción de N de manera significativa a partir de fuentes de difusión limitada, como la reserva de amonio del suelo (particularmente en suelos alcalinos) y se ha registrado que los HMA pueden entregar hasta el 25% de N de la planta (Marschner y Dell 1994). Además, se ha reportado que la asociación reduce las pérdidas, tanto gaseosas como líquidas del suelo (Fang et al. 2020; Bender et al. 2015). Xie et al. (2014), en sus experimentos con el mangle Kandelia obovata, registraron un incremento en la absorción de nitrógeno (en hojas, tallo y raíces) de las plantas inoculadas en comparación con las no inoculadas. Más allá del beneficio que pudieron proporcionar los HMA en cuanto a la absorción de nitrógeno en el experimento de capacidad de respuesta, es de resaltar que el contenido de fósforo inorgánico en las plantas no inoculadas fuese mayor que en las inoculadas, un escenario cercano al parasitismo (Klironomos 2003). En dicho escenario se esperaría que la absorción disminuída de fósforo por parte de las plantas inoculadas, en comparación con las no inoculadas, impactara negativamente a los parámetros fotosintéticos y de biomasa; esto no fue así, estando quizá compenzado por la toma incrementada de nitrógeno; lo anterior podría estar conduciendo a valores en la tasa fotosintética y por tanto generación de biomasa indistintos entre las plantas inoculadas y las no inoculadas (Nouri et al. 2014). Dicho patrón ha sido reportado en más de un estudio en especies de humedal (Lopez de Andrade et al. 2015; Porcel et al. 2015) y podría estar igualmente relacionado con una compensación del incremento en EUA por parte de las plantas inoculadas o con otros componentes no evaluados en la presente investigación. De acuerdo con Smith et al. (2003), la absorción de otros nutrimentos (generalmente considerados poco importantes porque la colonización tiene poco o ningún efecto en la adquisión total de la planta), además del fósforo, puede ser significativa. Las plantas en estas condiciones podrían recibir aportes nutrimentales por parte sus HMA asociados que equilibraran la asociación, de manera que la planta puede mantener a los micobiontes, sin que esto represente una pérdida significativa en biomasa e incluso 54 aparentemente se benefician auque de un modo muy discreto; lo anterior también se encuentra apoyado por Nouri et al. (2014). La asociación micorrízica puede hallarse en distintos puntos de interacción, desde la perspectiva de los beneficios comúnmente observables, que van desde el punto óptimo, en el que los costos no exceden los beneficios, hasta un punto donde uno de los simbiontes reciba desproporcionadamente más beneficios de los que entrega (Hoeksema et al. 2010; Johnson 2010). En nuestro experimento de capacidad de respuesta, la concentración de fósforo inorgánico en los tejidos de las plantas podría interpretarse como un estado con tendencia al parasitismo dada la entrega desproporcionada de beneficio en cuanto a la toma de fósforo por parte de los HMA (Johnson 2010), pero la falta de un impacto negativo en la tasa fotosintética y biomasa de plantas micorrízicas sugiere que el estado de la asociación en las condiciones probadas en este experimento, no se podría catalogar como completamente parasítica, lo cual se corrobora ante el registro del incremento en la toma de nitrógeno en las plantas inoculadas y de la EUA y la disminusión de la transpiración y del CI. I.6.2. Efectividad bajo condiciones contrastantes de salinidad y saturación de agua En el monitoreo de biomasa vegetal se pudo observar, por un lado, que el efecto de los tratamientos de saturación de agua y NaCl puede verse tan pronto como un mes después de su aplicación y la micorrización puede reflejarse en algunos parámetros de manera igualmente pronta o retardarse hasta tres meses después de la inoculación para reflejarse en algún parámetro de biomasa. Dado lo anterior, es recomendable extender los experimentos, al menos en especies arbóreas, como lo es L. racemosa. En el monitoreo de biomasa se pudo observar fluctuación en algunos parámetros en cuanto al beneficio de los HMA entre tratamientos de salinidad y saturación de agua a lo largo del tiempo, que bien podría deberse a acumulación de sales o efectos ambientales relacionados a la temperatura por la estacionalidad. Lo anterior es reflejo del dinamismo que la asociación micorrízica arbuscular puede exhibir ante condiciones contrastantes de disponibilidad de agua y salinidad en el sustrato, e incluso del cambio en la fenología de la propia especie (Horton y van der Heijden 2012), ya que L. racemosa es una especie con desarrollo estacional, con actividad de crecimiento en los meses de verano e inactividad en invierno (Tomlinson 1986). La variación de los parámetros vegetales y fúngicos de acuerdo con la disponibilidad de agua en el sustrato, resaltan la influencia de ésta como elemento determinante para los organismos de humedales, tal como se concluyó en un trabajo de campo realizado con anterioridad para especies de manglar (Ramírez-Viga et al. 2020b). Aún cuando L. racemosa es una especie que posee la capacidad de excluir sales, así como hojas suculentas, tricomas y glándulas excretoras de sal (Tomlinson 1986; Hogarth 2010; Pelozo et al. 2016; Lonard et al. 2021), en la naturaleza ésta se ve afectada por condiciones hipersalinas y por los cambios en el nivel de la inundación (Ewers et al. 2004; Pelozo et al. 2016). Esto se observa particularmente en las etapas iniciales de desarrollo, siendo más vulnerables a factores ambientales (Pelozo et al. 2016). Se ha observado, además, que bajas tensiones de oxígeno en la etapa de plántula interfieren con la aereación de la raíz, lo cual en cambio induce cambios en patrones fisiológicos y de crecimiento, lo que a su vez podría afectar su habilidad de absorber nutrientes (McKee 1996). Dado lo anterior, se anticipaba algún efecto de los tratamientos en los parámetros vegetales analizados. 55 En las variables vegetales que mostraron una respuesta diferencial ante el nivel de disponibilidad de agua en el sustrato, se observó un mejor desempeño en las condiciones no inundadas. Igualmente, tal como ser esperaría siendo los HMA organismos aeróbios y de acuerdo con la revisión de Xu et al. (2016), el beneficio significativo de los HMA en la biomasa de las plántulas se registró en las condiciones no inundadas. En cuanto a la salinidad, en general se pudo observar, en concordancia con otros estudios (Sobrado 2000; Sobrado 2005; Falqueto et al. 2008), una elevada eficiencia de uso de agua y un mantenimiento de las tasas fotosintéticas por parte de las plántulas, de modo que no se reflejó afectación importante bajo condiciones salinas, y más allá, algunos parámetros de biomasa reflejaron mejor desempeño en condiciones salinas. Por su parte, tal como se concluye en el artículo del ANEXO 1 de esta tesis y en trabajos de campo en ecosistemas de manglar (Wang et al. 2011; Hu et al. 2015; Gupta et al. 2016; Ramírez-Viga et al. 2020b), los HMA, y por tanto potencialmente su capacidad de entregar beneficios simbióticos, se ven influenciados no solo por la inundación, sino también por la salinidad, en mayor o menor grado de acuerdo a la combinación y nivel de ambos factores, así como a características inherentes a la identidad de los simbiontes. Los parámetros fúngicos evaluados no mostraron responder a la salinidad, pero el reflejo significativo en la biomasa de las plántulas se registró en las condiciones no salinas. Las plantas inoculadas del tratamiento sin inundación y sin sal presentaron valores más altos de altura en comparación con las no inoculadas del mismo tratamiento, patrón que coincide con lo reportado por Miller y Sharitz (2000) en cuanto a la saturación de agua en el sustrato y, coincidiendo igualmente con la observación de los autores citados, dicho incremento de biomasa en nuestro experimento no se registró en los parámetros fotosintéticos. Por otro lado, las plantas inoculadas del tratamiento inundado y sin sal, mostraron una tasa fotosintética, CE y transpiración significativamente menores a los registrados en las plantas no inoculadas, pero esto tampoco se reflejó en los parámetros de biomasa de dicho tratamiento. El efecto de los HMA en la biomasa de las plantas es dependiente de la identidad del hospedero, así lo muestran los resultados de Wolfe et al. (2006), quienes analizaron la respuesta en generación de biomasa aérea a la inoculación por HMA en seis especies de plantas de humedal en dos disponibilidades distintas de saturación de agua en el sustrato, encontrando que en algunas especies no había efecto de los HMA, en otras el crecimiento de las plantas inoculadas fue menor que el de las no inoculadas en una u otra de las condiciones de saturación de agua y, en concordancia con nuestros resultados, para el caso de dos de las especies estudiadas por los autores, que el crecimiento fue estimulado en las condiciones de baja disponibilidad de agua en el sustrato. Los mangles son especies plásticas con múltiples respuestas a la salinidad para excluir la sal del xilema, mantener la conductancia hidráulica de las hojas, evitar la cavitación y regular la périda de agua (por ejemplo, la suberización de las raíces y la alteración en el tamaño, suculencia, ángulo, anatomía hidráulica y distribución de biomasa de las hojas), pero aún quedan aspectos por entender acerca de los procesos que les permiten lidiar con la salinidad (Reef y Lovelock 2015), incluído el papel de los HMA en ello. Las especies de mangle poseen una elevada EUA bajo condiciones salinas, pues tienen la habilidad de mantener la toma de agua y limitar su pérdida hacia el suelo y hacia la atmósfera bajo condiciones salinas. Esto es debido a: (1) la filtración eficiente del agua entrante para excluir la sal; (2) el mantenimiento de los potenciales osmóticos internos más bajos que aquellos en la rizósfera; (3) propiedades ahorradoras de agua; y (4) explotación eficiente de fuentes de agua menos salinas cuando éstas se vuelven disponibles (Reef y Lovelock 2015). En concordancia con 56 tales adaptaciones, los valores más altos de EUA en el segundo experimento de efectividad se registraron en el tratamiento sin inundación y con NaCl añadido. Por otro lado, la inoculación con HMA puede disminuir los efectos perjudiciales de la salinidad sobre las plantas a través de distintos mecanismos (Evelin et al. 2009; Aggarwal et al. 2012; Porcel et al. 2012; Chandrasekaran et al. 2014; Solaiman et al. 2014) y también se ha registrado que ayudan a disminuir el estrés hídrico en sus hospederos (Wu y Zou 2017). Aunque no se reflejaron diferencias significativas entre las plantas inoculadas y las no inoculadas dentro del tratamiento sin inundación y con sal, los valores de EUA en el mismo resultaron significativamente más altos que los registrados en las plantas no inoculadas de los otros tres tratamiendos de inundación y salinidad, lo que parece indicar que las plantas inoculadas estarían recibiendo un beneficio en reducción de la pérdida de agua (asociada con la reducción en la transpiración, tal como se ha reportado en otros estudios; Birhane et al. 2012), ésta inducida ya fuera por los tratamientos de salinidad o por las elevadas temperaturas en el viviero. Dado que las plantas presentaron parámetros de biomasa más favorables en las condiciones no inundadas, parece poco probable que los HMA hayan actuado particularmente en una reducción de estrés hídrico. Los resultados de este experimento indican que la absorción de nutrientes (tanto nitrógeno como fósforo inorgánico) en las plantas de L. racemosa es dependiente de la combinación de factores agua:salinidad:micorriza. Se pudo observar que la condición “inoculación:inundación:sal” resultó en una concentración casi del 400% más fósforo inorgánico, incrementando en un 46% la altura de las plantas, y en contraste, un 48% menos nitrógeno que la condición “no inoculación:no inundación:no sal”. En cuanto al fósforo inorgánico, esto pudo relacionarse en algún grado con la mayor disponibilidad de los nutrimentos que se observa en condiciones de inundación de los sustratos (Wang y Qiu 2006). En cuanto al nitrógeno, Bukovska et al. (2021) señalan que no siempre se logra registrar una toma de nitrógeno mediada por la simbiosis igualmente eficiente, debido a diferentes aspectos de los sistemas experimentales, tales como propiedades del sustrato, contexto estequiometrico de los recursos, formas de N presentes e identidad de los simbiontes. Por otro lado se registró que la condición “no inoculación:no inundación:no sal” resultaron más favorables para la absorción de nitrógeno por parte de las plantas que la “inoculación:inundación:sal”. Huang et al. (2018) encontraron en sus experimentos de inundación y fertilización, que una elevada disponibilidad de agua disminuye el contenido de N, y Chen et al. (2010) registraron que la absorción de nitrógeno en las plantas es afectada por la salinidad. Es posible que las condiciones combinadas de inundación y salinidad en la concentración examinada resultasen más estresantes para ambos simbiontes, lo cual dificultara la absorción de N. Apoyando esta observación, aunque no se registró diferencia significativa entre la absorción de nitrógeno en el tratamiento “no inundación:no sal”, sí se registraron en ese mismo, mayor altura y longitud de raíz por parte de las plantas inoculadas. Estos patrones nos hablan de que el beneficio de la asociación (1) no resulta simplemente la suma de los efectos individuales de la disponibilidad de agua y la salinidad en los simbiontes, si no que depende de la compleja relación micorriza:sal:agua, lo cual implica que la combinación de los niveles de agua y de salinidad afectan de manera particular a ambos simbiontes y eso tiene un impacto en el funcionamiento de la asociación; (2) no es estático, si no que fluctuará con el cambio de escenarios agua:sal:estatus micorrízico, siendo la micorriza un factor de relevancia en el desempeño de L. racemosa. En cuanto a los parámetros fúngicos examinados, se encontró, contrario a lo registrado en estudios de campo para otras especies de mangle en México (Ramírez-Viga et al. 2020a; 57 Ramírez-Viga et al. 2020b) y a experimentos en maceta para plantas de humedal (Miller y Sharitz 2000; Ipsilantis y Sylvia 2007), un mayor porcentaje de colonización micorrízica en las raíces de las plantas sometidas a inundación (sin efecto de la salinidad), en comparación con aquellas crecidas en condiciones no inundadas. Siendo los HMA organismos aeróbios, esta observación parece contraintuitiva, pero ya se ha registrado en otros estudios de campo (Brown y Bledsoe 1996), atribuyendo esta observación a los mecanismos de flujo de aire interno en los mangles bajo condiciones de inundación (Geißler et al. 2002), mismos que brindarían una vía de acceso a oxígeno para los HMA dentro en el propio córtex (Brown y Bledsoe 1996; Miller 2000; Kothamasi et al 2006). El registro de arbúsculos en las plantas de L. racemosa sometidas a inundación y salinidad en este estudio coincide con el registro de Brown y Bledsoe (1996), quienes sugieren que las condiciones de inundación pueden amortiguar los cambios bruscos en las condiciones del suelo; estos autores registraron presencia de arbúsculos en el tejido aerenquimatoso de las raíces. Del mismo modo, Miller (2000) registró mayor abundancia de arbúsculos en las parcelas con mayor saturación de agua. La densidad de esporas potencialmente coincide con los observado en otros estudios desde dos perspectivas distintas, ya sea que el déficit de agua estimule la producción de esporas de los HMA (Ramos-Zapata et al. 2008), siendo esto una estrategia que permite la supervivencia de los HMA en periodos de escacés de agua (Furrazola et al. 2015), o que la inundación ejerza un efecto negativo en la esporulación (Le Tacon et al. 1983; Aziz et al. 1995). Brown y Bledsoe (1996), en su estudio de campo en marismas, también registraron la menor densidad de esporas en los sitios con mayor saturación de agua en el sustrato. La escacés de ovillos en las raíces de L. racemosa estaría sugiriendo una colonización tipo Arum (Peterson et al., 2004; Smith y Read, 2008). Por otro lado, la escacés de arbúsculos podría sugerir un pobre intercambio entre los simbiontes al momento de la cosecha final (o incluso la posibilidad de infección por otros taxas de hongos no micorrízicos que formasen hifas y vesículas similares a las de los HMA, lo cual merecería un análisis más a detalle en futuros estudios). La observación anterior podría estar relacionada igualmente a las condiciones estresantes y dinámicas prevalescientes en los experimentos y requeriría una mayor exploración. La falta de impacto de la inoculación en los parámetros fotosintéticos podría sugerir que el beneficio de los HMA en sistemas con variaciondes de salinidad y disponibilidad de agua es inconstante y altamente dependiente de los flujos de nutrientes. El haber aplicado las fertilizaciones de manera tan espaciada en los experimentos posiblemente dificulta la vinculación de algunos parámetros fotosintéticos y de intercambio de gases con la evidencia en el incremento de biomasa que obtuvieron las plantas inoculadas. 58 I.7. CONCLUSIONES En esta investigación se encontró que el mangle Laguncularia racemosa fue responsivo a la inoculación con hongos micorrizógenos arbusculares. El desempeño de esta especie en los experimentos llevados a cabo, dependió de una compleja asociación de los factores agua:sal:inoculación. Los beneficios de dicha asociación se reflejaron de manera tan dinámica como dinámico puede ser el ambiente de los manglares. Los resultados de este estudio sugieren que Laguncularia racemosa puede asociarse con hongos micorrizógenos arbusculares, pero, al menos bajo un escenario de escasa fertilidad en el sustrato, y siendo los hongos de origen alóctono, los beneficios en cuanto a la concentración de fósforo inorgánico en los tejidos, no se reflejaron en la generación de biomasa. La asociación podría ser más reelevante en la absorción de nitrógeno, dada la capacidad de los HMA de explotar más fuentes del mismo en el sustrato. El beneficio en biomasa para L. racemosa, derivado de la inoculación con hongos micorrizógenos arbusculares alóctonos, se registró en condiciones sin inundación y sin sal, siendo éstas las menos estresantes para los simbiontes fúngicos. Referencias 59 I.8. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS Agraz-Hernández CM, Noriega-Trejo R, López-Portillo J, Flores-Verdugo F, Jiménez- Zacarías J (2006) Guía de Campo. Identificación de los Manglares en México. Universidad Autónoma de Campeche. 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Los microorganismos, en general, se hallan adaptados genética y fisiológicamente al ambiente en el que se desarrollan (Jeffries et al. 2003), por lo que los inoculantes autóctonos suelen ser eficaces en la entrega de beneficios a sus hospederos bajo condiciones que emulan a aquellas en las que se han desarrollado. Con el objetivo de probar la respuesta del mangle Laguncularia racemosa a la inoculación con hongos micorrizógenos arbusculares (HMA) de origen autóctono, se estableció un experimento con duración de seis meses en el que se inocularon 10 plántulas y 10 permanecieron sin inocular. Las plantas fueron mantenidas bajo condiciones de inundación intermitente y escasa fertilidad en el sustrato, tratando de emular condiciones en las que se puede hallar a L. racemosa en su ambiente natural. Para evaluar el efecto de la inoculación, al finalizar el experimento se evaluó el contenido de nitrógeno y fósforo inorgánico en los tejidos de las plantas, parámetros fotosintéticos y de intercambio de gases, y biomasa. Las plántulas inoculadas de L. racemosa presentaron 21% mayor concentración de fósforo inorgánico en sus tejidos, así como un incremento de longitud de raíz del 20% y eficiencia de uso de agua, pero una concentración de nitrógeno en sus tejidos 3% menor, en comparación con las plantas no inoculadas. La inoculación con HMA de origen autóctono otorgó beneficios a L. racemosa bajo las constantes condiciones del experimento, pero evaluaciones con diferentes condiciones de disponibilidad de agua y salinidad en el sustrato, así como condiciones diferentes de fertilidad, incrementarían nuestro entendimiento de la asociación en los manglares. 72 II.1. ANTECEDENTES La micorriza arbuscular es una simbiosis que se establece entre la mayoría de las plantas vasculares y hongos del phyllum Glomeromycota, en la cual el hongo obtiene carbono derivado de los fotosintetatos de la planta y la planta se beneficia de la mejora en la obtención de agua y nutrimentos, así como la protección contra patógenos y resistencia a numerosos estreses como la salinidad, la sequía y los metales pesados (Marschner y Dell 1994; Jeffries et al. 2003; Andersen y Andersen 2006; Carrenho et al. 2007; Sheng et al. 2008; Campos- Soriano et al. 2012; Sinclair et al. 2014; Xie et al. 2014; Li et al. 2019). La micorriza arbuscular, asociación ampliamente distribuida en los ecosistemas terrestres, se encuentra también en ecosistemas de transición agua-tierra como lo son los manglares. Los manglares son humedales que se encuentran en las costas tropicales y subtropicales (Tomlinson 1986; Hogarth 2010; Spalding 2010). Los organismos que en ellos se establecen se encuentran adaptados a condiciones de inmersión permanente o intermitente (y por lo tanto a condiciones de hipoxia o anoxia) y a condiciones de salinidad en el sustrato en distinto grado, dependiendo de si se hallan expuestos a la marea o si se hallan en lagunas costeras o en deltas donde el agua dulce que viene de tierra adentro se mezcla con el agua salada del océano (Tomlinson 1986; Alongi 2008; Hogarth 2010; Spalding 2010). Los HMA se encuentran de manera natural en los ecosistemas de manglar asociados a numerosas especies, bajo distintas condiciones de salinidad e inundación (Mohankumar y Mahadevan 1986; Chaudhuri y Sengupta 1990; Lingan et al 1999; Sengupta y Chaudhuri 2002; Kothamasi et al 2006; Kumar et al. 2007; Kumar et al. 2008; Kumar y Ghose 2008; D’Souza y Felinov 2013a; D’Souza y Felinov 2013b; Gupta et al 2016). Analizando las cifras reportadas a nivel mundial, se puede observar que, del total de plantas revisadas en manglares, el 88.95% ± 25.78 se han encontrado colonizadas por HMA y en su sustrato se han registrado de 5 a 45 especies distintas de HMA (este valor aparentemente relacionado con la extensión del muestreo). La prevalencia de estos hongos en los manglares indica que son capaces de persistir en los ambientes salinos e inundables y de asociarse de manera efectiva con las plantas que en ellos se establecen, sin embargo, se conoce muy poco acerca de la dinámica de la asociación bajo las condiciones ambientales de los manglares y por tanto acerca del impacto que ésta tiene en el ecosistema. Hasta el día de hoy, se han publicado una revisión concerniente a la micorriza arbuscular en ecosistemas de manglar (D’Souza 2016) y 24 estudios de campo o laboratorio (Mohankumar y Mahadevan 1986; Chaudhuri y Sengupta 1990; Lingan et al 1999; Sengupta y Chaudhuri 2002; Kothamasi et al 2006; Kumar et al. 2007; Kumar et al. 2008; Kumar y Ghose 2008; Wang et al. 2010; Wang et al. 2011; D’Souza y Felinov 2013a; D’Souza y Felinov 2013b; Wang et al. 2015; Xie et al. 2014; Hu et al. 2015; Gupta et al 2016; DSousa y Rodrigues 2017; da Silva et al 2017; Gopinathan et al 2017; Gaonkar y Rodrigues 2020; Ramírez-Viga et al. 2020 a y b; Deepika y Kothamasi 2021; Martínez-Hernández et al. 2021). La mayoría de estos estudios son trabajos de campo que exploran el estatus micorrízico de distintas especies de manglar y unos pocos son de tipo experimental (Kumar et al. 2007; Wang et al. 2010; Xie et al. 2014; DSousa y Rodrigues 2017). En cuanto a la información existente en México, cuatro investigaciones han abordado el tema (Echeverría 2006; Ramírez-Viga et al. 2020 a y b; Martínez-Hernández et al. 2021) y se ha registrado colonización micorrízica en las distintas especies vegetales que se establecen en los manglares de la costa de Yucatán: Avicennia germinans 15.6%, Batis marítima 5.3% Conocarpus erectus var. sericeus 80% Disticlis spicata 63.7%, Laguncularia racemosa 73 50.5%, Rhizophora mangle 4.2%, Salicornia Bigelovii 3.7%, Sesuvium portulacastrum 8.9% (Guadarrama en prensa). A la fecha no se han publicado estudios a nivel experimental para ninguna de las especies de mangle que se distribuyen en México. La asociación es un sistema complejo y finamente balanceado que debe ser considerado como consistente de tres componentes: la planta, el endófito fúngico y el sustrato, involucrando una interacción de tres vías entre ellos (Hayman 1983; Rúa et al. 2016). Utilizando el concepto anterior, el beneficio de la asociación micorrízica arbuscular para las plantas se balancea en una serie de escenarios según qué tantos recursos se hallen en el medio para el intercambio simbiótico y qué tan eficientes sean ambos simbiontes para entregarlos (Johnson 2010; Hoeksema et al. 2010). La fertilidad del suelo es uno de los moderadores más estudiados del balance de la asociación, por lo que el modelo de balance de intercambio propuesto por Johnson (2010), se enfoca en la disponibilidad de nitrógeno y fósforo en el suelo, de manera tal que, ante la limitación de N y P podríamos encontrar un estado de mutualismo limitado, ante escases de N y suficiencia de P se puede hallar un estado de comensalismo, ante suficiencia de N y escases de P se podría observar un estado de mutualismo fortalecido, y finalmente, ante una disponibilidad suficiente de N y P se observaría un estado de parasitismo en la asociación. Los hongos micorrizógenos arbusculares (HMA) poseen un bajo grado de endemismo, encontrándose a menudo a las mismas especies en múltiples continentes (Rúa et al. 2016), presentando, además, un nivel bajo de especificidad a sus hospederos. Sin embargo, se ha sugerido que distintas especies de plantas son capaces de asociarse específicamente con hongos que complementen la función de sus propias raíces, en lugar de aquellos que sean funcionalmente redundantes a ellas (Koide 2000). Los microorganismos, en general, se hallan adaptados genética y fisiológicamente al ambiente en el que se desarrollan (Jeffries et al. 2003), por lo que los inoculantes autóctonos (también llamados nativos) suelen ser eficaces en la entrega de beneficios a sus hospederos bajo condiciones que emulan a aquellas en las que se han desarrollado. Rúa et al. (2016) encontraron, a través de un meta-análisis, que las combinaciones simpátricas de planta:suelo:HMA resultan en mayor biomasa vegetal que aquellas en las que alguno de los componentes es alopátrico. Bajo la premisa de que los HMA, al igual que el resto de los organismos que se establecen en los manglares, se hallan adaptados a los estresores de esos ambientes, se esperaría que los HMA de origen autóctono tuvieran una elevada efectividad para hospederos adaptados al mismo ecosistema. Es decir, que les otorguen beneficios a sus hospederos que se reflejen de manera significativa en el desempeño de estos. La efectividad de los HMA se evalúa a través de la respuesta de las plantas a la inoculación con estos hongos y, tal como se desarrolla en el artículo del ANEXO 1 de esta investigación y el primer capítulo de esta tesis, dicha respuesta puede ser registrada en numerosos atributos vegetales. De los estudios publicados que exploran a la asociación micorrízica arbuscular de los manglares a través de experimentos de efectividad, ninguno se ha llevado a cabo para las especies de mangle que se distribuyen en México. Wang et al. (2010) llevaron a cabo una evaluación de la respuesta de Sonneratia apetala a la inoculación con HMA de origen autóctono, encontrando que las plantas inoculadas presentaron mayor altura, diámetro a la base del tallo y biomasa, así como un incremento en la absorción de N, P y K. Xie et al. (2014) evaluaron la respuesta de Kandelia obovata a la inoculación con HMA de origen autóctono bajo distintos niveles de adición de fósforo, encontrando un incremento en biomasa, vitalidad de la raíz y absorción de P y N. DSousa y Rodrigues (2017) evaluaron la respuesta de Ceriops tagal a la inoculación de HMA de origen autóctono, encontrando un 74 incremento en altura y biomasa. Los estudios de respuesta de especies de mangle a la inoculación con HMA de origen autóctono publicados a la fecha sugirieren que los HMA podrían jugar un papel importante en los ecosistemas de manglar y que el estudio de su comportamiento merece ser atendido. Los ecosistemas de manglar son de gran importancia ecológica debido a la elevada producción primaria y secundaria que generan en las costas tropicales y a los servicios ambientales que ofrecen. Sirven como sistemas naturales de control y barrera contra inundaciones e intrusión salina, control de la erosión, protección a la costa de huracanes, mantenimiento de los procesos de acreción, sedimentación y formación de turba, además de fungir como filtro biológico (por remoción de nutrimentos y toxinas) (Agraz-Hernández et al. 2006) y sostener una compleja cadena alimenticia (Botello et al. 2010). A pesar de poseer gran importancia ecológica, los manglares han sido subvalorados a gran escala y por tanto se encuentran enormemente impactados. Se encuentran gravemente amenazados a causa de la continua desecación, conversión, contaminación y sobreexplotación de sus recursos (Secretaría de la Convención de Ramsar, 2006). El estudio de las interacciones biológicas de estos ecosistemas puede brindar conocimientos necesarios para detener su degradación y restaurar de manera eficaz aquellos sitios en los que los manglares ya han sido devastados. La producción de plántulas en vivero ha sido la actividad dominante para la restauración de los manglares (Reese s. f.). La rápida producción en viveros de plántulas de buena calidad, destinadas a la restauración es importante, de modo que el uso de plántulas vigorosas para reforestar vastas áreas de bosques tropicales es la clave del éxito en la reforestación y aforestación (Tawaraya y Turjaman 2014). Las tasas de supervivencia de las plántulas inoculadas con HMA, pueden ser mayores que las de aquellas que no son inoculadas (Tawaraya y Turjaman 2014), convirtiendo al manejo de la asociación micorrízica arbuscular en una estrategia para la optimización de los programas de reforestación. Este potencial existe también para las áreas de manglar y es por ello por lo que resulta relevante probar inoculantes autóctonos que potencialmente serán simbiontes eficaces en las condiciones prevalescientes en estos ecosistemas. La adaptación local es un proceso importante detrás de la variación en las respuestas de las plantas inoculadas con HMA, el suelo mediando su interacción (Rúa et al. 2016). De acuerdo con Lamar y Davey (1988), el uso más eficiente de la micorriza arbuscular sería la inoculación de plántulas con HMA que sean efectivos bajo condiciones naturales y de vivero. Los HMA que se hallan adaptados a concentraciones bajas de nutrimentos (como lo son muchos suelos de manglares en estado natural y manglares perturbados) pueden mostrar una escasa tolerancia a la fertilidad elevada en el suelo o a la adición de nutrimentos, específicamente de fósforo (Hayman 1981). La efectividad o habilidad de promover el crecimiento del hospedero de los HMA adaptados a las condiciones de estrés de nutrimentos, puede ser reducida en los suelos de vivero en los que se mantiene una elevada fertilidad. Sin embargo, se han identificado HMA que son capaces de facilitar el crecimiento bajo ambas condiciones (Davis et al. 1984). Ya que los HMA nativos se hallan adaptados a las condiciones edáficas bajo las cuales las plantas hospederas crecerán finalmente, proveen una reserva de la cual los hongos que pueden ser efectivos en ambas condiciones. Estas especies pueden ser seleccionadas de manera eficiente para su uso en la inoculación y reintroducción de plantas crecidas en vivero. Laguncularia racemosa es una especie de mangle verdadero, perteneciente a la familia Combretaceae. Esta especie está catalogada como amenazada de acuerdo con la NOM-059- SEMARNAT-2010 (DOF 2010). De acuerdo con la base de datos de plantas (PLANTS 75 Database) el Departamento de Agricultura de los Estados Unidos en su Servicio de Conservación de Recursos Naturales (https://plants.sc.egov.usda.gov/java/), L. racemosa es una especie que ha sido catalogada como obligada (OBL = casi siempre se halla en los humedales. 99% de ocurrencia en ellos) para el caribe y en las planicies del Atlántico y del Golfo y como facultativa de humedal (FACW = usualmente se halla en los humedales, pero puede hallarse fuera de ellos. 67–99% de ocurrencia en humedales) para las Grandes Planicies al este de las Montañas Rocosas del continente americano. De las especies que se distribuyen en México, es la que se encuentra en las condiciones de mayor inmersión del suelo, tiempo de residencia del agua y de menor salinidad (0 a 42 ups, con tolerancia hasta 80 ups. Esta especie presenta un mecanismo de excreción de sales a través de glándulas, así como lenticelas en sus neumatóforos para captar el oxígeno atmosférico. (Tomlinson 1986; Agraz et al 2006). Posee tejido aerenquimatoso para lidiar con la inundación y los neumatóforos son desarrollados de manera facultativa (Tomlinson 1986). En cuanto a los HMA, se sabe que la germinación y el crecimiento hifal son afectados por la inundación, pero estos efectos pueden ser reversibles (Le Tacon et al. 1983), de modo que la inundación del suelo puede inhibir la formación de HMA en algunas especies emergentes de humedal bajo ciertas condiciones, pero, de acuerdo con Stevens et al. (2011) este no es siempre el caso y las asociaciones micorrízicas arbusculares sí pueden establecerse en suelos inundados. A través del meta-análisis, presentado en el primer en el artículo del ANEXO 1 de esta investigación, se encontró que los HMA entregan beneficios a sus hospederos de humedal en experimentos de maceta, aún bajo condiciones de inundación. Dada la escasez de información acerca del funcionamiento de los HMA en los sistemas acuáticos y semiacuáticos en especies arbóreas (Ramírez-Viga et al. 2018), el impacto potencial que los HMA pueden tener en este tipo de plantas de humedal y su potencial de uso en la restauración, este estudio se ha diseñado para determinar la respuesta del mangle Laguncularia racemosa, bajo condiciones de elevada disponibilidad de agua en el sustrato, a la inoculación con HMA de origen autóctono; mismos que potencialmente se hallarán adaptados a condiciones de hipoxia que prevalescen en los manglares. L. racemosa fue seleccionada para llevar a cabo el estudio, debido a su amplia distribución en las regiones del Caribe, América y África occidental (Spalding et al 2010) su capacidad para albergar HMA en condiciones naturales (Martínez-Hernández et al. 2021). II.2. OBJETIVOS • Determinar la respuesta de Laguncularia racemosa a la asociación con hongos micorrizógenos arbusculares autóctonos en términos de concentración de nutrimentos en sus tejidos, parámetros fotosintéticos y de intercambio de gases, e incremento de biomasa, bajo condiciones de inundación intermitente. • Registrar la colonización radical y la densidad de esporas de los HMA autóctonos asociados a Laguncularia racemosa en condiciones experimentales, bajo condiciones de inundación intermitente. II.3. HIPÓTESIS Los mangles inoculados con HMA, presentarán mayor contenido de N y P en sus tejidos, un incremento en los valores de parámetros fotosintéticos tales como la tasa fotosintética y mayor generación de biomasa, en comparación con aquellos que no se hallen inoculados. 76 II.4. MATERIALES Y MÉTODOS II.4.1. Propágulos vegetales y sustrato experimental Para cumplir con los objetivos de este estudio, se estableció un experimento para evaluar la respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA autóctonos. Para ello, se colectaron propágulos maduros de L. racemosa (de acuerdo con Cavalcanti et al. 2007) en la Reserva Estatal de Ciénagas y Manglares de la Costa Norte de Yucatán en septiembre de 2017, debido a que coincide con su periodo más abundante de fructificación (López-Portillo y Ezcurra 1985; Suárez et al. 1998; Rodríguez-Ramírez et al. 2004; Suárez y Medina 2005). Los experimentos fueron llevados a cabo en un invernadero ubicado en las instalaciones del Campus de Ciencias Biológicas y Agropecuarias de la Universidad Autónoma de Yucatán, Yucatán, México, bajo una temperatura mínima promedio de 25.8 ± 8.4 ºC y máxima de 49.1 ± 2.5 ºC, así como humedad relativa mínima promedio de 26.5 ± 5.3 % y máxima de 69.3 ± 21.1 %. Los propágulos colectados fueron desinfectados con una solución de CAPTAN E durante 15-30 minutos. Transcurrido el tiempo de desinfección, los propágulos fueron enjuagados con agua corriente para retirar el exceso de desinfectante y fueron sumergidos en agua corriente durante 24 horas, después de lo cual fueron mantenidos bajo inundación en charolas de aluminio (45.5 cm de ancho por 33.5 cm de largo y 6.4 cm de altura) con sustrato arenoso estéril, hasta que el pericarpo se degradó por sí solo y se inició la germinación. Una vez abiertos los cotiledones, las plántulas fueron transplantadas a bolsas negras con 2.5 kg de suelo estéril (sin drenaje) y fueron mantenidas bajo inundación durante su periodo de establecimiento, de acuerdo con lo propuesto por Argüello (2010). Las plántulas (con 4 semanas de desarrollo) fueron transplantadas a las bolsas en diciembre de 2018 una vez que se observaron las hojas verdaderas. El sustrato en el que se establecieron las plantas estuvo conformado por arena:suelo de manglar (colectado de áreas donde se establece L. racemosa) (3:1). Este sustrato fue esterilizado con arrastre de vapor durante 1 hora, tres días consecutivos y luego dejado secar antes de ser usado. Se analizaron: la textura del suelo (procedimiento de Bouyoucos; Gee y Bauder 1986), el contenido de materia orgánica (porcentaje de C) (método de Walkley y Black; Nelson and Sommers 1987), el pH en agua relación 1:2 (potenciométrico; Thomas 1996), la conductividad eléctrica relación 1:5 (potenciométrico; Rhoades 1996), los contenidos de nitrógeno total (N) (Método Kjeldahl; Bremner 1996), de potasio disponible (K), sodio (Na) y calcio (Ca) (flamometría; Sparks 1996) y de fósforo disponible (P) (método Olsen; Kuo 1996). El sustrato contaba con las siguientes características físicas y químicas: pH 8.75, conductividad eléctrica 177.5 µs/cm, Sodio 1.02 mg/g, potasio 0.13 mg/g, Ca 11.58 mg/g, fósforo disponible 15.588 mg/kg, nitrógeno total 0.06%, clase textural arenosa y 2.38% de contenido materia orgánica. II.4.2. Diseño experimental El experimento, que fue llevado a cabo con 20 individuos de L. racemosa, constó de un solo tratamiento de inoculación con dos niveles: plantas inoculadas y plantas no inoculadas (n = 10). El experimento tuvo una duración total de 6 meses, durante los cuales las plantas se 77 regaron hasta saturación del sustrato (observándose una película de agua sobre el sustrato), un día sí y uno no, con agua potable, de manera que las plantas estarían sometidas a una inundación intermitente, pues en el transcurso del día sin riego la inundación disminuía, permaneciendo el suelo húmedo y las hojas no se observaban con reducción de turgencia. Una vez al mes se permitía que el sustrato se secara y se reanudaba el régimen de riego. Las plantas fueron fertilizadas con 50 ml de solución Hoagland al 25% con 0.2 ppm de P (KH2PO4) en los meses de enero y marzo de 2018. II.4.3. Inóculo micorrízico Ya que los microorganismos, en general, se hallan adaptados genética y fisiológicamente al ambiente en el que se desarrollan, resulta relevante evaluar el efecto de inoculantes locales sobre las plantas (Jeffries et al. 2003). Se generó un inóculo micorrízico autóctono a partir de suelo de manglar de la Reserva Estatal de Ciénagas y Manglares de la Costa Norte de Yucatán. La propagación de inóculo se llevó a cabo por medio de cultivos multiespecíficos, de acuerdo con la metodología de Hernández-Cuevas y García (2008). Especificaciones de la técnica: 1. Se mezcló arena sin propágulos de HMA con el suelo de manglar colectado en la Reserva Estatal. Se colocó la mezcla en una bolsa de plástico de 2 L de capacidad y se agregó una capa delgada de arena esterilizada encima. 2. Se sembraron semillas de pasto (mezcla de semillas de pasto para sol y sombra marca Scotts). Las plantas fueron regadas a capacidad de campo cada 3 días. 3. Aproximadamente a los nueve meses, el riego del pasto fue suspendido para que las plantas se secaran y cuando esto sucedió, se cortaron a nivel del suelo para inducir la formación de esporas. 4. Posteriormente se colocaron semillas de frijol Phaseolus vulgaris germinadas (previamente desinfectadas con hipoclorito de sodio al 5% durante 5 minutos y dejadas de tres a cinco días a germinación), se dejaron aproximadamente dos meses, se colocó pasto nuevamente y finalmente sorgo Sorghum bicolor. 5. Terminado el tiempo de experimento (duración total de 15 meses), el suelo de las macetas fue extraído junto con las raíces restantes en las mismas, se colocó en bolsas de polietileno etiquetada y se almacenó a temperatura ambiente hasta su revisión y uso. En el inóculo se registró una densidad de esporas con contenido celular promedio (± E.E.) de 7.00 ± 2.64 esporas en 50 g de suelo. Al momento del transplante se seleccionaron al azar 10 plantas y se les añadió un volumen de 100 ml del inóculo generado, a las 10 plantas restantes se les añadió un volumen de 100 ml del mismo inóculo, pero previamente esterilizado por calor húmedo en autoclave a una presión de 15 libras (1 hr durante tres días seguidos). II.4.4. Variables de respuesta vegetal II.4.4.1. Biomasa y monitoreo de crecimiento Al momento del transplante, se extrajeron tres plántulas que conformaron la cosecha inicial, de las cuales se registró: altura a nivel de raíz, diámetro a la base del tallo (DBT) y número de hojas, área foliar (medidor de área foliar Li-Cor Modelo LI-3000A Portable Area 78 Meter) y peso fresco (raíz, tallo y hojas). Posteriormente, de acuerdo con González y Cuenca (2008) las plantas fueron secadas en un horno (de elaboración casera, con sistema de convección para homogeneizar la temperatura y termostato) a 60°C hasta peso constante y una vez secas, se registró el peso seco de cada uno de sus componentes (ver Anexo 3). A lo largo del experimento se monitoreó mensualmente el crecimiento de las plántulas a través de la altura a nivel del sustrato, diámetro a la base del tallo (DBT) y el número de hojas. Al finalizar el experimento se llevó a cabo la cosecha final, en la cual se registraron los mismos parámetros de crecimiento evaluados en la cosecha inicial y adicionalmente se registraron parámetros fotosintéticos y de intercambio de gases y de concentración de nutrientes. II.4.4.2. Parámetros fotosintéticos y de intercambio de gases Al momento de la cosecha final se evaluaron los siguientes parámetros fotosintéticos con un equipo medidor portátil de fotosíntesis LI-6200 (Portable Photosynthesis System LI-COR, inc.): tasa fotosintética a saturación de luz (µmol m-2 s-1), contenido intercelular de CO2 o carbono intercelular (µmol mol-1), conductancia estomática (mol m-2 s-1), transpiración (mmol m-2 s-1) y eficiencia de uso de agua (µmol CO2/mmol H2O). Las mediciones se efectuaron en las horas de máxima iluminación (de 8:30 a 11:00 hrs, de acuerdo con Yang et al 2014), en una hoja (completamente desarrollada y abierta) por planta (5 mediciones por hoja), tomando cinco plantas por tratamiento a 400 mmol mol-1 de CO2 y 1000 mmol m-2 s-1 de PPF. La eficiencia instantánea de uso de agua (EUA) fue calculada de acuerdo con Pineda (2013), como la proporción entre la tasa neta de asimilación de CO2 y la tasa de transpiración. Adicionalmente a los parámetros medidos con el IRGA, se llevó a cabo una extracción de pigmentos fotosintéticos de acuerdo con la metodología de Rodés y Collazo (2006) con hojas de distintas plantas de L. racemosa que se transplantaron al mismo tiempo que las de los experimentos pero que se mantuvieron a parte. De las mismas hojas donde se realizó la extracción se tomaron previamente lecturas con un medidor de clorofila SPAD (Konica Minolta) (de 8:30 a 11:00 hrs). Con los resultados se elaboró una curva de calibración y posteriormente se tomaron tres lecturas con el SPAD a distintas hojas de todas las plantas de los tres ensayos para estimar con ello la concentración de clorofilas a y b. Esto se realizó de acuerdo con las metodologías de Schaper y Chacko (1991) y Torres et al. (2005). II.4.4.3. Concentración de nutrimentos en los tejidos vegetales De acuerdo con González y Cuenca (2008), del material vegetal que fue secado para obtener la biomasa, se seleccionaron tres individuos por tratamiento, cuyos tejidos fueron molidos (Nutribullet 600W, México y mortero de porcelana) y tamizados (tamiz de 250 micras). Una porción de estas muestras fue destinada para el análisis de concentración de fósforo inorgánico (Pi), el cual fue llevado a cabo en el laboratorio de análisis de suelos, plantas y agua LASPA del Campus de Ciencias Biológicas y Agropecuarias de la Universidad Autónoma de Yucatán UADY con el método Olsen (Kuo 1996). Con la fracción restante de las muestras se llevó a cabo el análisis elemental para obtener la concentración de nitrógeno total y carbono en los tejidos de las plantas; esto se realizó en el laboratorio de Isótopos Estables de la Unidad de Química (Facultad de Química, UNAM) en la Unidad Académica de la UNAM en Yucatán. Para el análisis elemental se pesaron entre 3.5 - 4.5 mg de cada muestra (n =3) y se colocaron en capsulas de estaño y se analizaron en un analizador elemental COTECH ECS 4010. 79 II.4.5. Parámetros fúngicos Para cuantificar la colonización de HMA en las raíces del experimento, al momento de la cosecha final se extrajo aproximadamente 1 g de raíces de tres individuos seleccionados al azar. Estas raíces fueron teñidas siguiendo el procedimiento de Phillips y Hayman (1970), modificado por Hernández-Cuevas et al. (2008) para posteriormente llevar a cabo el conteo del porcentaje de colonización de acuerdo con McGonigle et al. (1990), modificado por Hernández-Cuevas et al. (2008) (Anexo 2). Adicionalmente se extrajeron esporas del sustrato de tres individuos seleccionados al azar. Para la extracción de esporas se utilizó la técnica de tamizado húmedo y decantación (Gerdemann y Nicolson 1963) y centrifugación con gradiente de sacarosa (Daniels y Skipper 1982) modificadas por Hernández-Cuevas et al. (2008) (Anexo 2). Con las esporas extraídas se estimó la densidad de esporas de HMA en los distintos ensayos. II.4.6. Análisis estadísticos Para los análisis estadísticos se estableció un nivel de significancia de 0.05. Éstos se llevaron a cabo usando el software RStudio Version 1.0.143 (R Core Team 2021). El supuesto de normalidad fue probado con una prueba de Shapiro-Wilk usando el paquete nortest (Gross y Ligges 2015) y la homogeneidad de varianzas con la prueba de Levene usando el paquete car (Fox y Weisberg 2019). Los datos fueron analizados en búsqueda de diferencias entre los niveles del tratamiento de inoculación (plantas inoculadas, plantas no inoculadas), usando el paquete stats (R Core Team 2021). Los datos de monitoreo mensual fueron analizados con Análisis de varianza de medidas repetidas o la prueba Friedman (si los datos eran no paramétricos) para determinar si hubo diferencias en crecimiento a lo largo del monitoreo de acuerdo con la altura, el diámetro a la base del tallo y el número de hojas. Los datos de biomasa fueron analizados con la prueba o t de student (tanto en el monitoreo mensual como en los datos obtenidos en la cosecha final) o para los datos no paramétricos la prueba de Mann-Whitney (para dos muestras independientes). II.5. RESULTADOS II.5.1. Monitoreo de crecimiento De acuerdo con la prueba de Friedman, todas las plantas presentaron crecimiento en altura (c2 = 77.72, p < 0.001), diámetro a la base del tallo (DBT) (c2 = 78.66, p < 0.001) y número de hojas (c2 = 79.24, p = p < 0.001) a lo largo del experimento. No se registraron diferencias significativas de acuerdo con el tratamiento de inoculación en ninguna de las mediciones mensuales del monitoreo de crecimiento (Anexo 3). 80 II.5.2. Biomasa De acuerdo con la prueba t de Student, únicamente se encontraron diferencias significativas en la longitud de raíz de acuerdo con el tratamiento de inoculación, siendo esta mayor en las plantas inoculadas (t =-2.34, g.l. = 15.027, p = 0.03336) (tabla 2.1). Tabla 2.1 Parámetros de biomasa (promedio ± error estándar) evaluados en las plántulas de L. racemosa del experimento de respuesta a la inoculación con HMA autóctonos. DBT = diámetro a la base del tallo, C = carbono. +M = plantas inoculadas con HMA, -M = plantas no inoculadas con HMA. Letras diferentes indican diferencias significativas entre los distintos tratamientos dentro de cada columna. Tratamiento Altura a nivel de raíz (cm) DBT (cm) Longitud de raíz (cm) Número de hojas Área foliar (cm2) Peso seco total (g) Concentración de C (%) +M 64.30 ± 1.49ª 0.875 ± 0.025ª 51.20 ± 2.38ª 51.5 ± 4.46ª 386.66 ± 21.00a 15.60 ± 0.90a 41.38 ± 0.11a -M 64.05 ± 1 .77ª 0.885 ± 0.017ª 42.60 ± 3.37b 43.5 ± 3.28ª 344.20 ± 24.00a 13.95 ± 1.06a 41.18 ± 0.04a Para todos los parámetros de biomasa = 10, excepto para concentración de C, en el que n = 4. II.5.3. Parámetros fotosintéticos y de intercambio de gases La prueba U de Mann-Whitney mostró diferencias significativas entre las plantas inoculadas y las no inoculadas, en cuanto al carbono intercelular (U = 95, p < 0.001) y la eficiencia de uso de agua (U = 486, p < 0.001) (Tabla 2.2). Tabla 2.2 Parámetros fotosintéticos de las plantas de L. racemosa en el experimento de respuesta a la inoculación con HMA autóctonos. Promedio ± error estándar. +M = plantas inoculadas con HMA, -M = plantas no inoculadas con HMA. Letras diferentes indican diferencias significativas entre los distintos tratamientos dentro de cada columna. Tratamiento Fotosíntesis (µmol m-2 s- 1) Conductancia Estomática (mol m-2 s-1) Carbono intercelular (µmol mol-1) Transpiración (mmol m-2 s-1) Eficiencia de uso de agua (µmol CO2/mmol H2O) Clorofila a (%) Clorofila b (%) +M 15.7±0.26a 0.31±0.011a 273±2.11b 8.1±0.20a 1.94±0.12a 2.20 ± 0.04a 0.82 ± 0.01a -M 15.6±0.28a 0.34±0.009a 283±0.94a 8.5±0.14a 1.83±0.01b 2.11 ± 0.06a 0.79 ± 0.02a n = 10 81 II.5.4. Concentración de nutrimentos en los tejidos vegetales De acuerdo con la prueba U de Mann-Whitney, la concentración de nitrógeno (U = 0.00, p = 0.0247673) y de fósforo inorgánico (U = 0.00, p = 0.0247673) en las plantas varió de acuerdo al tratamiento de inoculación (Tabla 2.3). Tabla 2.3 Concentración de nitrógeno (N) y fósforo inorgánico (Pi) en los tejidos de las plantas de L. racemosa del experimento de respuesta a la inoculación con HMA autóctonos. +M = plantas inoculadas con HMA, -M = plantas no inoculadas con HMA. Letras diferentes indican diferencias significativas entre los distintos tratamientos dentro de cada columna. Tratamiento Concentración de N (%) Concentración de Pi (mg kg-1) Contenido de Pi (%) +M 0.78 ± 0.00b 370.89 ± 2.98a 0.0370 ± 0.0003a -M 0.81 ± 0.00a 304.32 ± 1.55b 0.0304 ± 0.0001b N n = 4; P n =3 II.5.5. Parámetros fúngicos Se registró colonización de estructuras fúngicas en las raíces de las plantas inoculadas (Figura 2.1), atribuíbles a HMA, sin embargo, no se registraron ovillos ni arbúsculos. En las plantas no inoculadas no se registró porcentaje de colonización micorrízica. El porcentaje de colonización promedio (± error estándar) por hifas fue 54.057% ± 6.963, por vesículas 31.833% ± 12.424, por esporas 9.707% ± 6.398, siendo el porcentaje de colonización total 55.327% ± 6.350. Se registró una densidad de esporas con contenido celular promedio (± error estándar) de 10.33 ± 4.48 esporas en 50 g de suelo. 82 Figura 2.1 Raíces de L. racemosa colonizadas por hifas, vesículas y esporas fúngicas en el experimento de efectividad con inóculo de origen autóctono. Fotografías tomadas en microscopio óptico a aumento 10X y 40X. 83 II.6. DISCUSIÓN La hipótesis planteada se cumplió en cuanto al incremento en la concentración de fósforo inorgánico en los tejidos, longitud de raíz y eficiencia de uso de agua en las plantas inoculadas, en comparación con aquellas no inoculadas. Partiendo del modelo de balance de intercambio de Johnson (2010), de acuerdo con las condiciones de limitación de nutrimentos promovidas en el experimento (dada la poca fertilidad que presentaba el sustrato experimental y dada la concentración del fertilizante y el número de aplicaciones a lo largo del experimento), las plántulas de L. racemosa evaluadas podrían encontrarse en un estado de mutualismo limitado por carbono. Se reflejó en las plantas inoculadas un beneficio en cuanto a la concentración de fósforo inorgánico en los tejidos, en concordancia con el estudio de Gao et al. (2020), ya que estas presentaron una concentración 21% mayor, en comparación con las no inoculadas. Por otro lado, los resultados sugieren que los hongos podrían estar compitiendo con las plantas por nitrógeno, ya que las plantas inoculadas presentaron 3% menor contenido de dicho elemento en sus tejidos, en comparación con las no inoculadas. Aún así, les brindan fósforo a sus hospederos, beneficio que no se reflejó en la tasa fotosintética pero sí en mayor longitud de raíz de las plantas inoculadas, en magnitud de un 20% más, en comparación con las plantas no inoculadas. Ampliando el panorama del balance de la asociación, en la medición de los parámetros fotosintéticos se registró que las plantas inoculadas presentaron una mayor eficiencia de uso de agua (EUA) y menor contenido intercelular de CO2. Al igual que en los experimentos realizados con HMA de origen alóctono, presentados en el artículo del ANEXO 1, el incremento en la EUA en las plantas inoculadas pudo estar asociado a temperaturas elevadas en el vivero, mismas que podían oscilar alrededor de los 40ºC por las mañanas (aún cuando en este experimento no se registró una reducción significativa en la transpiración, ni en la conductancia estomática). De acuerdo con Ruiz-Lozano y Aroca (2010), una regulación adecuada de los estomas puede permitir mantener la tasa de evaporación al mínimo, manteniendo la tasa de asimilación de CO2, lo cual como resultado, incrementa la EUA, tendencia que podría estarse observando en el experimento analizado. Por otro lado, nuestra observación de una menor concentración intercelular de CO2 (CI) en las plantas inoculadas en comparación con las no inoculadas, coincide con el registro de Zhu et al. (2011) ante temperaturas ambientales elevadas. Estos autores indican que la temperatura es un factor que impacta el resultado de la simbiosis micorrízica al potencialmente impactar la morfología, fisiología y bioquímica de las plantas (como las relaciones hídricas y la fotosíntesis) y el desarrollo de los HMA; sin embargo, la asociación con HMA puede frenar el impacto negativo de la temperatura elevada bajo determinadas condiciones y esto se refleja en valores menores de CI, en comparación con las plantas no inoculadas, pues valores altos de este parámetro pueden indicar daño del desempeño fotosintético resultado de las temperaturas elevadas (Sheng et al. 2008; Zhu et al. 2011). De acuerdo con Lamar y Davey (1988), el uso más eficiente de la micorriza arbuscular sería la inoculación de plántulas con HMA que sean efectivos bajo condiciones naturales y de vivero. El uso de HMA autóctonos en el manejo de los mangles, en este sentido sería más adecuado que el uso de inoculo alóctono, sin embargo, para hablar del potencial de uso de la asociación para tales fines en L. racemosa, aún se requiere probar experimentalmente la variación de la asociación en condiciones que emulen la variación del sustrato de manglar en 84 cuanto a disponibilidad de agua y salinidad y bajo distintos escenarios de fertilidad, así como el desempeño en campo de plántulas inoculadas. Los estudios de efectividad que se han llevado a cabo hasta la fecha se han realizado con HMA de origen autóctono. Wang et al. (2010), en su experimento con duración de 110 días utilizando un nivel elevado de fertilidad en su experimento, hallaron un impacto positivo en la absorción de nutrimentos de Sonneratia apetala. Xie et al. (2014), en su experimento con duración de 6 meses, probaron diferentes niveles de adición en fósforo, encontrando que la asignación de este elemento variaba entre los diferentes componentes de la planta (hojas, tallo y raíz) y que la absorción de P no fue siempre mayor en las plantas micorrizadas en todos los niveles de P probados. D’souza y Rodrigues (2017) inocularon al mangle Ceriops tagal con HMA de diferentes especies y además probaron suelo sin esterilizar, hallando una respuesta diferencial entre cada inóculo en los distintos parámetros de biomasa analizados, encontrando, de manera general, que las plantas inoculadas presentaron mejores atributos que las no inoculadas. En el presente experimento únicamente se registró incremento en la concentración de fósforo inorgánico, en la longitud de la raíz y la EUA, así como una posible protección contra temperaturas ambientales elevadas, sugerida por la reducción en CI, efecto que requeriría ser probado experimentalmente para ser confirmado. El inóculo, aunque de origen autóctono, fue propagado con especies vegetales alóctonas en condiciones de riego regular, lo que podría haber impactado su adaptación en algún grado a las condiciones de inundación. Futuros experimentos que buscaran aproximarse aún más a realidad de la asociación micorrízica arbuscular de los manglares deberían incluir la propagación de propágulos con especies vegetales nativas y con algún grado de salinidad o saturación de agua en el sustrato. En dichas evaluaciones sería de suma relevancia la búsqueda de las estructuras diagnósticas de una asociación funcional, tales como ovillos y arbúsculos, mismas que sirven para corroborar la identidad de los endófitos hallados en los tratamientos de inoculación. II.7. CONCLUSIONES En el presente experimento ese observó que la inoculación con HMA de origen autóctono, en condiciones de inundación intermitente y sin salinidad, promovió en Laguncularia racemosa una mayor concentración de fósforo inrogánico en sus tejidos, mayor longitud de raíz y eficiencia de uso de agua incrementada, así como reducción en CI de las plantas inoculadas, en comparación con las no inoculadas. La menor concentración de nitrógeno en los tejidos de las plantas inoculadas, en comparación con las no inoculadas, sugiere que las condiciones de baja fertilidad promovidas en el experimento estarían conduciendo a una competencia entre los simbiontes por dicho elemento. La inoculación con HMA se asoció con una mejora de algunos atributos en plantas de L. racemosa bajo las constantes condiciones del experimento, pero evaluaciones con diferentes condiciones de disponibilidad de agua y salinidad en el sustrato, así como condiciones diferentes de fertilidad, incrementarían nuestro entendimiento de la asociación en los manglares. Referencias 85 II. 8. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS Agraz-Hernández CM, Noriega-Trejo R, López-Portillo J, Flores-Verdugo F, Jiménez- Zacarías J (2006) Guía de Campo. Identificación de los Manglares en México. Universidad Autónoma de Campeche. México. 45 pp. Alongi E (2008) Mangrove forests: Resilience, protection from tsunamis, and responses to global climate change. Estuarine, Coastal and Shelf Science. 76:1-13 Alongi DM (2020) Nitrogen Cycling and Mass Balance in theWorld’s Mangrove Forests. Nitrogen 1:167–189. 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DISCUSIÓN GENERAL Laguncularia racemosa presentó colonización fúngica considerable, aún cuando se ha registrado que esta especie presenta deposición suberina en las raíces (Geibler et al. 2002) (lo cual impide la difusión de oxigeno hacia fuera de éstas), misma que se ha encontrado que puede limitar el acceso de los HMA a las mismas (Carrenho et al. 2007). La ausencia de estructuras diagnósticas de una asociación funcional, tales como ovillos y arbúsculos en los distintos experimentos, podría sugerir un pobre intercambio entre los simbiontes al momento de la cosecha final (o incluso la posibilidad de infección por otros taxas de hongos no micorrízicos que formasen hifas cenocíticas y vesículas similares a las de los HMA, susceptibles a la tinción con azul de tripano, lo cual merecería un análisis más a detalle en futuros estudios). La observación anterior podría estar relacionada igualmente a las condiciones estresantes prevalecientes en los experimentos y requeriría una mayor exploración. En concordancia con los resultados del meta-análisis desarrollado en esta tesis, aún cuando la inundación (Kumar y Ghose 2008; Wang et al. 2011) y la salinidad (Kim y Weber 1985; Juniper y Abbott 1993; Krishna 2005) se reportan como perjudiciales para los HMA, se registraron estructuras fúngicas en los tratamientos de inoculación con HMA en todas las condiciones edáficas probadas, observándose también beneficios bajo las distintas condiciones de adición de fósforo, salinidad y disponibilidad de agua en el sustrato, tanto con un inóculo de origen alóctono como con uno de origen autóctono. Este resultado es congruente con el registro de que L. racemosa es una especie responsiva a la inoculación con HMA, incrementándose la capacidad de respuesta conforme se incrementaron los niveles de adición de fósforo. Esto a su vez sugiere que aún podrían evaluarse niveles más elevados de adición para valorar la respuesta a la inoculación. A su vez, es digno de resaltar que, aún en condiciones “hostiles” para los HMA, los beneficios se registraron e incluso se logró observar que plantas inoculadas en condiciones de inundación y salinidad, absorbieron cerca de 400% más fósforo inorgánico que las plantas en condiciones no inundadas, sin sal y sin inoculación. Los resultados experimentales de esta tesis, en congruencia con las conclusiones del meta- análisis, muestran que la respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA es variable conforme la propia heterogeneidad de las condiciones edáficas. De manera puntual, dicha respuesta responde a la compleja interacción de los factores “disponibilidad de agua:salinidad:inoculación” y esto refuerza la perspectiva inicial de la presente investigación: que la respuesta de las plantas de humedal a la asociación micorrízica arbuscular, es tan dinámica, como dinámico sea su propio ambiente. Los organismos (y sus interacciones con otros) que se establecen en los humedales son fuertemente influenciados por la saturación de agua en el sustrato (Hogarth 2010; Reef et al. 2010; Gaonkar y Rodrigues 2020; Lee et al. 2020), pues ésta a su vez afecta, no sólo la disponibilidad de oxígeno, si no también el nivel de salinidad y la disponibilidad de nutrientes (Ramírez-Viga et al. 2020). En los tres experimentos desarrollados se observó una respuesta en la concentración de nutrimentos en los tejidos de L. racemosa al ser inoculada con HMA. En condiciones de inundación intermitente se registró una concentración de 21% más fósforo inorgánico (acompañado con un incremento del 20% en longitud de raíz y una disminución de 3% en la 92 concentración de nitrógeno) con HMA de origen autóctono; en las mismas condiciones de riego pero con HMA alóctonos se registró una concentración de 5% menos nitrógeno. En condiciones no inundadas se registró que las plantas inoculadas con HMA alóctonos, generaron un 60% más altura que las plantas no inoculadas del mismo tratamiento. Por otro lado, la condición “inoculación:inundación:sal” resultó en una toma casi del 400% más fósforo inorgánico que la condición “no inoculación:no inundación:no sal”, con una resultante altura 46% mayor en las plantas (pero una reducción del 48% en la concentración de nitrógeno). En todos los experimentos (pero no en todos los tratamientos) se registró un incremento en la eficiencia de uso de agua de las plantas inoculadas, en comparación con las no inoculadas, de una magnitud variable según las condiciones experimentales, siendo del 19% en condiciones de inundación y sin adición de fósforo con HMA alóctonos y del 6% en condiciones de inundación intermitente con HMA autóctonos. Adicionalmente, se registró una reducción en los valores de contenido intercelular de CO2 de las plantas inoculadas, comparación con las no inoculadas, que, dadas las elevadas temperaturas bajo las cuales se desarrollaron los experimentos (temperatura mínima promedio de 25.8 ± 8.4 ºC y máxima de 49.1 ± 2.5 ºC), podría relacionarse con los hallazgos de Zhu et al. (2011), quienes reportan que los HMA pueden reducir el impacto negativo de elevadas temperaturas ambientales en el desempeño fotosintético de las plantas, reflejándose este beneficio en la disminución de los valores de contenido intercelular de CO2 (Sheng et al. 2008; Zhu et al. 2011). Los estudios de efectividad realizados con especies de mangle publicados a la fecha no reportan el impacto de la asociación en parámetros fotosintéticos, pero nuestros resultados concuerdan con sus hallazgos de una respuesta positiva de las plantas en cuanto a la concentración de nutrientes en sus tejidos (Wang et al. 2010; Xie et al. 2014) e incremento de biomasa, registrándose éste en peso seco (Wang et al. 2010; Xie et al. 2014; DSouza y Rodrigues 2017) y altura (Wang el al. 2010; DSouza y Rodrigues 2017). Estos autores, adicionalmente encontraron efectos positivos en la vitalidad de la raíz (Wang el al. 2010), diámetro a la base del tallo (Wang el al. 2010), área foliar (DSouza y Rodrigues 2017) y número de hojas (DSouza y Rodrigues 2017). Con la comparación anterior, puede notarse que no en todos los estudios se ha reflejado el impacto de la asociación micorrízica en los mismos parámetros vegetales, esto, tal como se concluyó en el meta-análisis de los estudios de efectividad en maceta para plantas de humedal, estaría relacionado con la identidad de la planta hospedera y las condiciones experimentales, particularmente el nivel de fertilidad, la salinidad y la disponibilidad de agua en el sustrato donde se desarrollan los simbiontes. Los mangles y sin ser la excepción L. racemosa, son especies muy plásticas en cuanto a su capacidad de adaptación a las condiciones de inundación y son muy eficientes en la absorción de los nutrientes, que pueden llegar a ser escasos en los ecosistemas en los que se establecen (Tomlinson 1985; Agraz et al. 2006; Hogarth 2010). Adicionalmente, son eficientes en hacer frente a la salinidad al excluir, compartimentalizar y excretar sales (Tomlinson 1985; Agraz et al. 2006; Hogarth 2010). Ante tales características, la asociación micorrízica arbuscular, siendo L. racemosa responsiva a la inoculación, actuaría como una estrategia adicional que, en determinadas condiciones, dentro de la fluctuación de los sustratos en los que se establece, podría mejorar su desempeño. La revisión del sistema radical de las plántulas de L. racemosa, reveló una agrupación de estructuras fúngicas en las zonas donde surgen las raíces laterales, particularmente en los experimentos con inundación intermitente (experimentos de capacidad de respuesta con HMA alóctonos y respuesta a inoculación con HMA autóctonos), mismos que, en 93 comparación con los tratamientos de inundación permanente del segundo experimento de respuesta a la inoculación, podrían haber recibido una mayor difusión de oxígeno al sustrato al final del periodo sin riego (regadas un día sí y uno no) y que esto favoreciera la agrupación de los hongos en tales zonas de la raíz. A través del aerénquima, las plantas de humedal suplen la demanda de oxígeno de las raíces para el metabolismo aeróbico (Brune et al. 2000), pero la presencia de este tejido también tiene como efecto secundario la liberación de oxígeno desde las raíces hacia el sustrato circundante, proceso denominado pérdida radial de oxígeno (Armstrong et al. 1991; Brune et al. 2000). La pérdida radial de oxígeno puede llegar a ser la principal fuente de suministro de oxígeno en suelos inundados (Stepniewski y Glinski 1988). Existen zonas particulares de las raíces donde la liberación de oxígeno es mayor. A pocos milímetros del ápice de las raíces, comienza la formación del aerénquima y a lo largo de esta zona es donde se han observado las tasas de liberación de oxígeno más elevadas (Schnetter 2002). Adicionalmente, en los puntos donde surgen las raíces laterales, la integridad de la superficie radical es perturbada y la liberación de oxígeno es también elevada (Brune et al. 2000). Esto podría estar indicando, por un lado, que de encontrarse las raíces de L. racemosa suberizadas por la fricción con el sustrato o para evitar la pérdida de oxígeno, los HMA podrían tener como punto de entrada estas zonas “vulnerables” y, por otro lado, que los hongos asociados con L. racemosa en nuestro experimento se agruparan (uniendo en tal punto el micelio externo y el interno) en las áreas con mayor flujo de oxígeno para sobrevivir a las condiciones de inundación. De ser así, en los humedales el oxígeno podría considerarse un elemento más de intercambio simbiótico en la asociación micorrízica arbuscular (de la planta hacia los HMA), lo que coincide con la propuesta de Kothamasi et al. (2006) acerca de que la presencia de colonización de HMA en el cortex aerenquimatoso de las raíces de plantas de manglar, podría precisamente indicar la toma de oxígeno en este tejido para sobrevivir a las condiciones de inundación. En concordancia con los resultados del meta-análisis, en condiciones experimentales no se halló una evidente ventaja de usar un inóculo autóctono en contra de uno alóctono; sin embargo se mantiene la postura de que los autóctonos tienen potencialmente mejores capacidades para lidiar con los estresores del ambiente en el que se han desarrollado. Además de que un manejo ético de la restauración implica uso de organismos autóctonos sobre alóctonos (Asmelash et al. 2016) ante el desconocimiento de posibles efectos en el resto de los componentes bióticos y abióticos del sistema en al que se introducen. Para vincular de manera más contundente la identidad de los hongos que formaron tales agrupaciones con los HMA, habría que examinar otras condiciones experimentales de crecimiento, buscando registrar de manera consistente ovillos y arbúsculos. L. racemosa es una especie plástica y de importancia para el hombre, pues su madera es utilizada para múltiples propósitos (Allen 2002; Yáñez-Espinosa et al. 2004) y ha sido propuesta como sentinela para monitorear estuarios sujetos a contaminación antrópica (Souza et al. 2014). En la presente investigación se agrega un elemento más de información acerca de esta especie, mismo que nos ayuda a ampliar nuestro entendimiento de sus estrategias de superviviencia en los fluctuantes y extremos humedales costeros en los que se desarrolla y ante los resultados de una respuesta positiva a la inoculación con HMA, se abre la perspectiva de uso de los HMA en los esfuerzos de reforestación y restauración con dicha especie. 94 4. CONCLUSIÓN GENERAL Los hongos micorrizógenos arbuculares son simbiontes funcionales de las plantas que se desarrollan en los humedales. El mangle Laguncularia racemosa resultó responsivo a la inoculación con hongos micorrizógenos arbusculares, tanto de origen alóctono, como de origen autóctono. Dicha respuesta se registró en la concentración de nitrógeno y fósforo inorgánico y en incremento de altura, longitud de raíz y eficiencia de uso de agua. La respuesta de las plantas de humedal a la inoculación con hongos micorrizógenos arbusculares no siempre se refleja en los mismos atributos vegetales, en cuál atributo se refleje y la magnitud de las respuestas, tal como se observó en el meta-análisis de los estudios de maceta publicados a la fecha, y en nuestros estudios experimentales con L racemosa, varía de acuerdo a la identidad de la planta hospedera, la adición de fósforo y la disponibilidad de agua en el sustrato. Finalmente, la respuesta que L. racemosa expresó a la inoculación con HMA, fluctuó dependiendo de la propia fluctuación de las condiciones en el sustrato donde los simbiontes de esta asociación se desarrollaron, pudiendo expresar una respuesta más favorable en unas condiciones que en otras. Estando esta asociación situada en un humedal costero, la disponibilidad de agua y la salinidad, en combinación con el estatus micorrízico, influenciarían el desempeño de L. racemosa. 5. PERSPECTIVAS El estudio de la asociación micorrízica arbuscular en los manglares mexicanos se encuentra en una etapa inicial, conviene seguir explorando las distintas condiciones bajo las cuales se hallan las distintas especies de manglar para simular experimentos en vivero que nos ayuden a comprender de manera más precisa cómo afectan estas particulares condiciones a ambos simbiontes y como fluctúa el balance de la asociación. El objetivo final será precisamente comprender cómo esta asociación prevalece en condiciones aparentemente tan hostiles para los hongos micorrizógenos arbusculares (HMA) y cuál es su papel en estos sistemas. Finalmente, dados los resultados registrados en la presente investigación, los HMA son potenciales herramientas para la restauración o reforestación, pero resultaría conveniente realizar experimentos de respuesta a la inoculación en las condiciones en las que crecen las plantas en vivero, así como pruebas de supervivencia y desempeño tras la introducción al hábitat natural, así como revisión de potencial de inóculo en los sitios fuertemente impactados y sujetos a restauración. En la presente investigación se estimó el aporte de la inoculación con HMA en la absorción de fósforo de las plantas a través de la medición del fósforo inorgánico en los tejidos vegetales, sin embargo, para futuros estudios, se considera de importancia medir el contenido total de fósforo, pues es la medida reportada con mayor frecuencia en las investigaciones de respuesta de las plantas a la inoculación con HMA. El beneficio en la reducción de estrés por temperaturas en el aire, sugerido por la reducción de CI en las plantas inoculadas, necesita ser probado de manera experimental, con la perspectiva de incrementar nuestro entendimiento acerca del potencial de la asociación en los mangles ante los escenarios de cambio climático actuales. Referencias 95 6. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS Agraz-Hernández CM, Noriega-Trejo R, López-Portillo J, Flores-Verdugo F, Jiménez- Zacarías J (2006) Guía de Campo. Identificación de los Manglares en México. Universidad Autónoma de Campeche. 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AMPLIACIÓN DE RESULTADOS ……………………………………………………………….… 211 A3.1. Capítulo I. Capacidad de respuesta y respuesta de Laguncularia racemosa a la inoculación con hongos micorrizógenos arbusculares alóctonos ……………………………... 211 A3.2. Capítulo II. Respuesta de Laguncularia racemosa a la inoculación con hongos micorrizógenos arbusculares autóctonos ………………………………………………………….……… 218 101 ANEXO 1. ARTÍCULO REQUISITO ORIGINAL ARTICLE Wetland plant species improve performance when inoculated with arbuscular mycorrhizal fungi: a meta-analysis of experimental pot studies Thai Khan Ramírez-Viga1 & Ramiro Aguilar2,3 & Silvia Castillo-Argüero1 & Xavier Chiappa-Carrara4 & Patricia Guadarrama5 & José Ramos-Zapata6 Received: 6 December 2017 /Accepted: 25 May 2018 /Published online: 4 June 2018 # Springer-Verlag GmbH Germany, part of Springer Nature 2018 Abstract The presence of arbuscular mycorrhizal fungi (AMF) in wetlands is widespread. Wetlands are transition ecosystems between aquatic and terrestrial systems, where shallow water stands or moves over the land surface. The presence of AMF in wetlands suggests that they are ecologically significant; however, their function is not yet clearly understood. With the aim of determining the overall magnitude and direction of AMF effect on wetland plants associated with them in pot assays, we conducted a meta-analysis of data extracted from 48 published studies. The AMF effect on their wetland hosts was estimated through different plant attributes reported in the studies including nutrient acquisition, photosynthetic activity, biomass production, and saline stress reduction. As the common metric, we calculated the standardized unbiased mean difference (Hedges’ d) of wetland plant performance attributes in AMF-inoculated plants versus non-AMF-inoculated plants. Also, we examined a series of moderator variables regarding symbiont identity and experimental procedures that could influence the magnitude and direction of an AMF effect. Response patterns indicate that wetland plants significantly benefit from their association with AMF, even under flooded conditions. The beneficial AMF effect differed in magnitude depending on the plant attribute selected to estimate it in the published studies. The nature of these benefits depends on the identity of the host plant, phosphorus addition, and water availability in the soil where both symbionts develop. Our meta-analysis synthetizes the relationship of AMF with wetland plants in pot assays and suggests that AMF may be of comparable importance to wetland plants as to terrestrial plants. Keywords Wetland . Arbuscular mycorrhizal fungi . Pot experiments . Plant responsiveness to arbuscular mycorrhiza Electronic supplementary material The online version of this article (https://doi.org/10.1007/s00572-018-0839-7) contains supplementary material, which is available to authorized users. * Xavier Chiappa-Carrara chiappa@unam.mx 1 Universidad Nacional Autónoma de México, Facultad de Ciencias, Av. Universidad 3000, Circuito Exterior S/N Delegación Coyoacán, Ciudad Universitaria, 04510 Mexico City, Mexico 2 Instituto Multidisciplinario de Biología Vegetal, Universidad Nacional de Córdoba CONICET, CC 495, 5000 Córdoba, Argentina 3 Laboratorio Nacional de Análisis y Síntesis Ecológica (LANASE), Universidad Nacional Autónoma deMéxico, 58190Morelia,Mexico 4 Universidad Nacional Autónoma de México, Escuela Nacional de Estudios Superiores Mérida, Ave. Colón 503-F, 97000 Mérida, Yucatán, Mexico Mycorrhiza (2018) 28:477–493 https://doi.org/10.1007/s00572-018-0839-7 5 Unidad Multidisciplinaria de Docencia e Investigación Sisal, Facultad de Ciencias, Universidad Nacional Autónoma de México, Puerto de Abrigo s/n, 97356 Sisal, Yucatán, Mexico 6 Departamento de Ecología Tropical, Universidad Autónoma de Yucatán, Carretera Mérida-Xmatkuil Km 15.5, 97100 Mérida, Yucatán, Mexico Introduction Wetlands are ecosystems of transition between aquatic and terrestrial systems in which the ground water level is usually at the soil surface level or the soil is covered with shallow waters (Kent 2001). These ecosystems include different hab- itats such as marshland, swamps, and seasonal wetlands with intermittent ponds and streams that last long enough to influ- ence plant development. They may or may not be subjected to tides; may present salt water or fresh water; and may be lotic or lentic systems, permanent or temporary, and consisting of herbaceous or woody species, or there may be no plants at all (Kent 2001). Wetlands are among the most important ecosys- tems on the planet in terms of biodiversity, productivity, and carbon export to adjacent ecosystems. Wetlands occupy ap- proximately 6% of the earth’s land surface and are systems in constant transformation (Moore 2006). Arbuscular mycorrhizal fungi in wetlands The arbuscular mycorrhizal symbiosis is formed by the inter\- ac t ion of fungi f rom Mucoromycota subphylum Glomeromycotina (as recently proposed by Spatafora et al. 2016) and approximately two thirds of plant species (Helgason and Fitter 2009). Many species of wetland plants associate with arbuscular mycorrhizal fungi (AMF), in both natural (Stenlund and Charvat 1994; Muthukumar et al. 2004; Fraccaro de Marins et al. 2009) and experimental conditions (Wolfe et al. 2006; Stevens et al. 2011; Sarkar et al. 2016). Under natural conditions, AMF have been registered in all major wetland types such as lowland timber forests (Stevens et al. 2010), swamps (Torti et al. 1997; Tawaraya et al. 2003), marshlands and bogs (Bohrer et al. 2004; Radhika and Rodrigues 2007), fens (Turner et al. 2000), freshwater marshes (Cornwell et al. 2001; Šraj-Kržič et al. 2006), saltwa- ter marshes (Brown and Bledsoe 1996; Carvalho et al. 2003), and mangroves (D’Souza 2016; Gupta et al. 2016). According to Xu et al.’s (2016) review, AMF show high occurrence and diversity in wetland habitats and their roles in the composi- tion, succession, and diversity of wetland plant communities have been demonstrated in some assays. Aspects such as the dependence of wetland plants on their AMF companions for phosphorus (P) acquisition, however, as well as the factors influencing that and other mycorrhizal benefits obtained by wetland plants are still poorly understood. AMF colonize the roots of plants, where they facilitate mineral nutrient uptake from the soil trough extra-radical my- celium, in exchange for plant-assimilated carbon (Smith and Read 2008). The enhancement in nutrient (e.g., P, N, and K; Karagiannidis et al. 2007) and water intake (Marschner and Dell 1994; Clark and Zeto 2000; Smith and Read 2008) is in most cases reflected in an improvement of plant growth, stress adaptation, and fitness (i.e., the plant’s ability to increase its numbers proportionately to other species; Pedersen and Sylvia 1996). This improvement can be significant or limited de- pending on the identity of the symbionts and the environmen- tal factors in which they develop (Johnson et al. 2006; Cuenca 2015; Rúa et al. 2016), moving the association on a continuum from mutualistic to parasitic (Johnson et al. 1997). Symbiont identity Many plant-fungus combinations form in nature (or even can be produced experimentally), but not all combinations behave in the same way (Streitwolf-Engel et al. 1997; van der Heijden et al. 1998a). There is small or no specificity between plant and fungus species involved in arbuscular mycorrhizas (Smith and Read 2008), but usually, there are some AMF combinations that deliver larger benefit than others to different plant species (Öpik et al. 2006; Helgason and Fitter 2009; Horton and van der Heijden 2012). Also, plants preferentially may associate with AMF species that are complementary in function instead of functionally redundant (Koide 2000). In addition, the degree of benefit that a host obtains from the fungi can differ according to its mycorrhizal dependency (Hetrick 1991; Chandrasekaran et al. 2014; van der Heijden et al. 1998a). Related to AMF identity is the origin of the fungus with which the plant associates. It has been found that indigenous AMF are better adapted to their native environment conditions and function better under the homegrown stressors (e.g., sa- linity, flooding, drought) in comparison with non-native spe- cies (Lambert and Baker 1980; Weinbaum et al. 1996; Rúa et al. 2016). Also, inoculant complexity can be a relevant factor influencing the benefit received by the host plant, because in complex inoculants (larger number of AMF species), there are more chances that the plant finds AMF species that comple- ment its root functions (or finds a very effective isolate) than in a less complex inoculants (smaller number of AMF species) (van der Heijden et al. 1998b). Soil nutritional status Physical and chemical soil factors (e.g., flooding, salinity, nu- trient availability) exert beneficial or detrimental effects on each of the mycorrhiza symbionts and modify the ability to accomplish their symbiotic function (acquire and deliver nu- trients and carbon). According to Johnson et al. (1997), soil nutritional status is the best studied soil factor that influences the association outcome and likely is the most relevant envi- ronmental mediator of growth responses to mycorrhizal asso- ciations. Nitrogen (N) is one of the most limiting nutrients that regulates productivity in land and aquatic systems, as well as in wetland ecosystems. Wetlands receive nutrients from the water flowing over and under the surface from inland areas, so we can find wetlands that are very poor in nutrients, par- ticularly in phosphorus (P), while others receive an excessive 478 Mycorrhiza (2018) 28:477–493 discharge of it because of the contaminants generated by an- thropogenic activity inland (Reddy and DeLaune 2008). While P uptake is the primary symbiotic benefit to the plant, it is recognized that as soil P availability increases, the growth of some plant species associated with AMF declines. According to Johnson’s (2010) Exchange Balance Model, the function of the mycorrhizal symbiosis in terrestrial systems depends particularly upon available N and P stoichiometry in the soil. Thus, we can predict that the mutualist benefits are greater when N availability is large and P availability is low, because the improved N supply increases the photosyn- thetic rate of the host plant (Johnson 2010) and low P avail- ability makes the arbuscular mycorrhiza an important strategy to acquire the required P. On the other hand, reduced benefits would be observed under high P availability and poor N avail- ability because N will limit the photosynthetic rate and the plant would have enough P for self-supply. Mutualistic func- tion is more likely in P-limited systems (because AMF can effectively trade surplus P for plant photosynthate), and com- mensalism or parasitism is more likely in N-limited systems (because AMF are unlikely to have surplus N for trade because they have higher N requirements than their host plants; Johnson et al. 2015). This issue is still poorly under- stood in wetland habitats. Substrate salinity Coastal wetlands (e.g., mangroves and marshes) are charac- terized by the influences of both flooding and salinity (up to 70 ppt; Hogarth 2010; Wu et al. 2008) upon their biota. High salinity concentrations in the soil are detrimental for most plants (Aggarwal et al. 2012) because of osmotic stress, ion toxicity, and nutritional imbalance (Tomlinson 1986; Shi et al. 2005; Aggarwal et al. 2012; Asghari 2004; Evelin et al. 2009). Salinity also has been reported to be detrimental for AMF (Kim and Weber 1985; Juniper and Abbott 1993; Krishna 2005), and it can delay symbiosis formation (Juniper and Abbott 2006). Plants that inhabit saline areas, nevertheless, possess adaptations that enable them to deal with salinity (e.g., exclusion, excretion, and tolerance to salts in their tis- sues) (Tomlinson 1986; Hogarth 2010; Parida and Jha 2010). Another strategy for plants may be the establishment of the mycorrhizal association, because some AMF also possess strategies to deal with salinity (e.g., exclusion and tolerance of salts in their cells) (Hammer et al. 2011; Solaiman et al. 2014; Carvalho et al. 2003), thereby reducing their host’s sa- line stress (Sinclair et al. 2014; Xie et al. 2014). Reduction of saline stress may occur through (a) the improvement of plant mineral nutrition, (b) improvement in antioxidant enzyme ac- tivity, (c) promotion of production and accumulation of plant compatible solutes, (d) promotion of preferential absorption of K+ over Na+, and (e) promotion of physiological changes such as an increase in photosynthetic efficiency, relative membrane permeability, and a minor abscisic acid accumula- tion (Aggarwal et al. 2012; Evelin et al. 2009; Porcel et al. 2012; Chandrasekaran et al. 2014; Solaiman et al. 2014). Flooding Flooding has been reported as a detrimental environmental factor for AMF (Kumar and Ghose 2008; Wang et al. 2011) because it reduces the quantity of oxygen available in the substrate (Evans 2003; Moore 2006) which affects AMF de- velopment (Le Tacon et al. 1983). Oxygen transport in a liquid medium is very slow because it is controlled by molecular diffusion. Consequently, the oxygen in a saturated soil dif- fuses 104 times more slowly than in a non-saturated soil (Stepniewski and Glinski 1988; Brune et al. 2000). This im- plies that even low levels of oxygen demand are sufficient to deplete oxygen completely in the substrate (except for the surface layers) and diffusion is not fast enough to replenish the oxygen entirely before it is consumed and depleted again by the biota (Jackson and Armstrong 1999; Armstrong et al. 1991; Van Breemen and Buurman 2003). Flooding also re- duces the concentrations of phosphate and nitrate by dilution, leaching, and microbial denitrification (Evans 2003). Flooding has been described as one of the main factors affecting AMF root colonization in wetlands (Ray and Inouye 2006). According to field research, it previously has been proposed that AMF are unlikely to reduce stress of their hosts because of the hypoxia to which they are subjected and that such fungi may behave as parasites when the soil is satu- rated for prolonged periods of time, althoughmutualistic func- tion may be reestablished once the sites become seasonally dry (D’Souza 2016). This premise can be assessed through synthetizing pot assay results. If the proposed mechanism is true, we would expect that plants under flooding treatments in pot assays will not show benefits from mycorrhizal associations. Assessing AMF effect on host plants in pot experiments The improvement in nutrient uptake that plants get from their associated AMF can be reflected in an elevated nutrient con- centration in plant tissues (Khan 1988; Miller and Sharitz 2000). Also, plants can use water and nutrients to accomplish their photosynthetic process, so a series of photosynthetic at- tributes improve when a plant is benefited by AMF (e.g., higher photosynthetic pigment concentrations, higher photosynthetic rate; Dunham et al. 2003; Caravaca et al. 2004; Liu et al. 2014). Resulting from the photosynthetic en- hancement, mycorrhizal plants usually show increased bio- mass generation that can be reflected in a large leaf area, weight, height, etc. (Dhillion 1992; Read 2002; Soti et al. 2014; Lingua et al. 2015). Also, the nutritional enhancement Mycorrhiza (2018) 28:477–493 479 enables the plant to elaborate compounds that reduce stress (e.g., compatible solute accumulations in tissues that reduce saline stress; Augé 2001; Evelin et al. 2009; Liu et al. 2013; Hajiboland et al. 2015). Relief of saline stress due to arbuscular mycorrhiza benefits often is reflected in water re- lation parameters as heightened water use efficiency (Reuss- Schmidt et al. 2015) and water content in tissues (Hajiboland et al. 2015). As stated above, the effects of AMF on their host plants can be measured through any of several plant attributes. Nonetheless, not all mycorrhizal plant attributes always show significant improvement in comparison with the same attri- butes from non-inoculated plants (e.g., dry weight of plants inoculated with non-indigenous inocula [Dhillion 1992], height [Solaiman and Hirata 1996], electron transport rate in some arsenic treatments [de Andrade et al. 2015]), and this could depend on the symbiont species involved, the physico- chemical substrate characteristics, and even the duration of the pot assay. One way of synthesizing such variation of results is through quantitative syntheses or meta-analysis, which allow attaining generalizations based on previous results from dif- ferent systems and case studies in the global literature (Koricheva et al. 2013; Rúa et al. 2016). Making use of meta-analysis, the aim of this study was to determine the direction and magnitude of the AMF effect on wetland plants associated with them in pot experiments and to explore whether certain experimental factors may influence the direction and magnitude of those AMF effects. The effect of AMF on wetland plants was estimated based on the four plant attributes most frequently evaluated in pot experiments: mineral nutrient acquisition, photosynthetic activity, saline stress reduction, and biomass generation, all of which are ex- pected to improve when arbuscular mycorrhizal symbiosis is established. As the common metric (or effect size), we calcu- lated the standardized unbiased mean difference (Hedges’ d), which can be interpreted as the inverse-variance-weighted dif- ference between the mean value of a given plant attribute with versus without AMF colonization in pot experiments, mea- sured in units of standard deviations. Large differences be- tween control (AMF absence) and treatment (AMF presence) effects and low variability generate the largest effect sizes (e.g., Gurevitch and Hedges 2001). Furthermore, to explore whether certain experimental conditions and symbiont char- acteristics and identities determine the relative magnitude of AMF effects, we included a series of moderator variables, such as plant and fungus identity (including plant wetland preference and growth habit), mycorrhizal inoculum origin and complexity, factors of nutrient addition, water availability and salinity in the soil, and also the time of the final harvest, and if an association establishment time is allowed before the application of other treatments (e.g., salt, fertilization). The assessment of these moderator variables will help us to reach a better understanding of the variation in the results of AMF inoculation assays with wetland plants and may give us an idea of how the association with AMF can vary in wetlands, according to seasonal changes and the variation of soil nutrimental status, water availability, and other physical and chemical soil properties. Plants evaluated in each pot study that we included in our meta-analysis have been reported to associate with AMF in natural conditions (Driver 1950; Stenlund and Charvat 1994; Johnson-Green et al. 1995; Reddell et al. 1997; Tsang and Maun 1999; Miller 2000; Carvalho et al. 2001; Cornwell et al. 2001; Dunham et al. 2003; Nielsen et al. 2004; Wang et al. 2004; de Battista 2005; Weishampel 2005; Wang and Qiu 2006; Wang et al. 2010; Abdelhalim et al. 2013; Seerangan and Thangavelu 2014; Soti et al. 2014; Xie et al. 2014; Zhang et al. 2014; Xu et al. 2016). Although we did not find such reports for Phragmites japonica and Miscanthus sacchariflorus, they belong to genera reported as mycotrophic in natural conditions (Öpik et al. 2006; An et al. 2008). We hypothesized that inoculated plants would show a greater enhancement of all attributes in comparison with those plants that were not inoculated with AMF. Furthermore, we expected that in the presence of nutrient (N and P) and salt addition and elevated water availability in the substrate, the mycorrhiza enhancement of plant attributes would be smaller than in the absence of nutrient and salt addition and with low water availability. We expected that the identity of the symbi- onts determined the magnitude of the benefits in the different assays. Finally, we expected that a multispecies inoculum would provide larger benefits than a monospecific one and that indigenous inoculum (comprising native AMF species) would provide greater benefits than a non-indigenous one (comprising non-native AMF species). Finally, we expected that a development time promoted before the application of other treatments would yield a stronger association (in com- parison with the same time application of inoculation and other treatments), resulting in an elevated response by the plant and that this response would beweakest in short duration assays, in comparison with prolonged assays. Materials and methods Literature search An extensive search of literature was performed using Web of Science, SCOPUS, Google, and Google Scholar with the fol- lowing sequence of key words: (wetland* OR swamp* OR marsh* OR bog* OR fen* OR Bshallow water^ OR Bwet meadow^ OR mangrove* OR rice* OR Baquatic plant^ OR river* OR lake* OR lacus* OR lagoon* OR estuar* OR del- ta*) AND (arbusc* ORmycorrhiza* OR BAMF^OR BVAM^) AND (effect* OR respon* OR grow* OR acqui* OR bio- mass* OR production*). The literature search was made and 480 Mycorrhiza (2018) 28:477–493 updated in May 2016–October 2017. The search included ar- ticles published between 1900 and 2017, which is the timespan over whichmost online multidisciplinary databases have avail- able published studies. This search yielded 1354 articles that were subsequently examined for inclusion in the meta- analysis. The first condition for meta-analysis inclusion was that the plant species used were from wetland habitats, which affilia- tion was determined in accordance with the wetland indicator status (WIS) of the USA (Lichvar et al. 2012) or, if no classi- fication was found, by means of a search for records of habitat of the species under analysis (this information also was added to the database as a moderator variable; for a complete list of moderator variables, see Table 2). If the plant species had more than one WIS, the strictest was selected for the moder- ator variable to emphasize the belonging to wetland ecosys- tems (e.g., an obligate wetland plant is the strictest of all levels, because it implies that the plant is restricted to wetland habitat). The second inclusion condition was that a study had to present a treatment of AMF-inoculated plants (AMF inoc- ulant added to pots or unsterilized field soil with AMF prop- agules in it) and a control without inoculation (sterile substrate without AMF addition). The response variables used to assess the effects of AMF on their hosts are shown in Table 1. A total of 48 studies (see Online Resource 1) were included, from which 543 entries were obtained (multiple data were obtained from most studies). From each article, operational variables were recorded and they were classified by the kind of plant’s attribute response that they estimated (Table 1). When provided, we also included information regarding fertility, salinity, and water availability treatments as modera- tor variables of AMF effects that were assessed within each study. Although ideally these moderators should be treated as continuous variables, information provided by the studies was quite heterogeneous, with either categorical approaches to these treatments or by the use of different scales for the mod- erator variable. As a result, we were unable to use a meta- regression approach, and instead, we assessed these moderator variables as categorical comparisons of nutrient addition (phosphorus and nitrogen addition vs no addition), salinity (application of salt vs non-application), and water saturation in the soil (different levels of water availability) (Table 2). In addition, from each article, we gathered information about symbiont identity, host plant and inoculant characteristics, and timing of experimental procedures. Because we expected these aspects to influence the overall AMF effect upon wet- land hosts, we also included this information as moderator variables in our analysis (Table 2). Data analysis With the numerical outcome of each study, a new standardized common metric was calculated (i.e., effect size). This com- mon metric allowed us to estimate overall effects across all studies and to make comparisons among potential moderator variables. To calculate the effect size Hedges’ d, each study had to provide, either within the text or in tables or figures: the mean values, sample sizes, and standard deviations of any Table 1 Response variables considered for the evaluation of the AMF effect on their hosts and the category to which theywere assigned (column titles) Nutrient acquisition Photosynthesis Saline stress reduction Biomass Phosphorus content and concentrationT,S,R,s,l,g Chlorophyll contentT,a,b K:NaS,R Dry weightT,S,R,s,l Nitrogen content and concentrationT,S,R,s,l Carotenoid content Soluble sugars contentS,R,l Seed production Potassium uptake and contentT,S,R,s,l CO2 assimilation rate Starch contentS,R Shoot and leaf number Transpiration rate Proline contentS,R Bud number Stomatal conductance Free amino acids contentS,R Leaf area PSII Water-use efficiency Root length, volume and area NPQ Water contentS,R,l Height ETR Carbon content or concentrationT,S,R Internal CO2 concentration Diameter at ground level Relative growth rate PSII, actual quantum yield of photosystem II; NPQ, non-photochemical quenching; ETR, electron transport rate TTotal content S In shoot R In root s In stem l In leaf g In grain aChlorophyll a bChlorophyll b Mycorrhiza (2018) 28:477–493 481 plant performance response variable from each of the two contrasting effect categories: the control (without AMF inoc- ulation) and the treatment (with AMF inoculation) (see Gurevitch and Hedges 2001 for detailed calculations and equations). When values only were provided in figures, we obtained the exact data using the software Datathief II (B. Tummers, http://www.datathief.org). Positive Hedges’ d values imply positive AMF effects on the performance of their host plant, whereas negative Hedges’ d values imply the opposite, a negative effect of arbuscular mycorrhizal inoculation on host performance. We used mixed-effects models with fixed (see moderators in Table 2) and random effects to account for differences across studies, assuming they do not share a common mean effect, but recognizing that there is random variation among studies in addition to within-study sampling variation (Borenstein et al. 2009). Because most studies provided more than one output measure of host response to the presence or absence of AMF, we performed hierarchical mixed-effects meta-analyses (Rossetti et al. 2017). Thesemodels incorporate the hierarchical structure of the data that results from including multiple observations (i.e., effect sizes) from the same study which violates the assumption that effect sizes are indepen- dent. Thus, we included a publication-level random effect as a nesting factor to consider this dependency of multiple out- comes within a study (Tuck et al. 2014; Rossetti et al. 2017). Heterogeneity of effect sizes was assessed with Q statistics, which are weighted sums of squares tested against a chi-square distribution (Borenstein et al. 2009). Specifically, we examined the p values of QTotal, which describe the overall heterogeneity among all effect sizes included in the review, without any cate- gorization, and also the p values of QM statistics that describe the variation in effect sizes that can be attributed to differences among categories of each predictor variable (i.e., fixed effects) in the model (Table 2). Effect sizes were considered significantly different from zero if their bias-corrected bootstrap at 95% 482 Mycorrhiza (2018) 28:477–493 Table 2 Moderator variables selected for the evaluation of the AMF effect on their hosts. Next to each moderator variable name, in parenthesis, the number of articles supporting that variable is shown Moderator variable Definition Plant identity (48) Taxonomic identity of the plant at species level. Species nomenclatures were updated according to ITIS (https://www.itis.gov/) Plant growth habit (48) Plant growth habit according to United States Department of Agriculture (https://www.plants.usda.gov): tree, forb, or graminoid Wetland indicator status (41) Plant species preference to wetland habitat. OBL (obligate = almost always occur in wetlands, 99% occurrence in wetlands), FACW (facultative wetland = usually occur in wetlands, but may occur in non-wetlands, 67–99% occurrence in wetlands), FAC (facultative = occur in wetlands and non-wetlands, 34–66% occurrence in wetlands), FACU (facultative upland = usually occur in non-wetlands, but may occur in wetlands, 1–33% occurrence in wetlands), UPL (upland = almost never occur in wetlands, 1% occurrence in wetlands). We did not obtain UPL data Inoculum origin (48) Native (inocula extracted from the natural habitat where study host plant develops). In this revision, in all analyzed articles, this kind of inocula also corresponded to Bhome^ kind of inocula (inocula extracted from study host plant rhizosphere), non-native (inocula that have not developed in the native ecosystem of the study host plant). This could be extracted from a natural habitat or be a stock inocula produced by research laboratories or also a commercial inocula, produced by specialized companies Inoculum complexity (48) Multiple or single AMF species inocula AMF identity (22) Taxonomic identity of the AMF at species level. Species nomenclatures were updated according to index fungorum (http://www.indexfungorum.org/names/names.asp). Taxonomic levels higher than species were registered as reported in the articles. This moderator variable was only analyzed for the monospecific inocula, but in the Online Resources, complete database is provided and there are listed also AMF species present in the multispecific inoculum P addition (34) If P was added to the soil or not N addition (38) If N was added to the soil or not Salinity (47) If salinity treatments were applied or not: salt applied or no salt applied Water content in the soil (37) Refers to how much water is contented in the soil pores (measured as soil saturation percentage): saturated (100%), field capacity (70–90%), below field capacity (< 70%), dry (< 25%), field capacity to dry (change in water regime from field capacity to dry during experiment = watering decrease), dry to field capacity (change in water regime from dry to field capacity during experiment = watering increase) Mycorrhiza development time extended (48) If an association establishment period was allowed or not, before other treatments (e.g., fertility, salinity, watering) were applied: development time extended (association establishment period was allowed, before other treatments were applied), no development time extended (mycorrhizal inoculation and other treatments were applied at the same time) or single treatment (mycorrhizal inoculation was the only treatment applied) Final harvest (46) Number of days between the planting and the final harvest of the plants confidence intervals (CI) did not include zero (Borenstein et al. 2009). All analyses were conducted in the R environment using the metafor package (Viechtbauer 2010; R Core Team 2015). An intrinsic problem in any systematic quantitative review is the possibility of publication bias, i.e., studies showing sig- nificant results have a higher probability of being published. Evidence of potential publication bias in our dataset was ex- plored with Kendall’s rank correlations of effect size and stan- dard error across the studies (Begg 1994). Significant p values indicate potential publication bias, whereby studies with small sample size (large standard errors) are only published if they show large effect sizes. Also, we calculated Rosenthal’s fail- safe number, which estimates the number of non-significant, unpublished studies that need to be added to a meta-analysis to change its overall results from significant to non-significant. If the fail-safe number is larger than 5n + 10, where n is the original number of effects included in the meta-analysis (Rothstein et al. 2005), then the overall results are robust, regardless of the presence of publication bias. Results Overview The overall effect of AMF on wetland plants was positive and significantly different from zero in accordance with the 95% CI (df = 542; Hedges’ d= 0.4556; 95% BC CI, 0.2634 to 0.6479; Fig. 1). This result implies that the presence of AMF, on average, increases the overall performance of wetland plants in pot exper- iments. There was, however, significant heterogeneity among effect sizes across the studies (QTotal = 2220.71; df = 542; p < 0.0001), implying differential responses of wetland plants to AMF inoculation. Therefore, we subsequently assessed the rela- tive effects of the kind of plant attribute with which the AMF effect was estimated, on the direction and magnitude of this effect. After that, we assessed the relative effects of certain mod- erator variables of interest. The rank correlation test between effect sizes and standard error was significant (Kendall’s tau = 0.144; p < 0.01), imply- ing the potential of publication bias in our database. That is, the studies we incorporated into our meta-analysis may be a biased sample of the entire research on this subject and might represent only research that had significant results and thereby was likely to be published. Nevertheless, the calculated fail- safe number (74006) was much larger than 5n + 10 (5 × 543 + 10 = 2725), which supports that our results are robust and conclusive, despite the presence of publication bias in the dataset (Rothstein et al. 2005). The effect of AMF reflected in different kinds of plant attributes Of the data included in the meta-analysis, 47.2% originates from biomass production attributes, 28% from nutrient acquisition, 12.5% from saline stress reduction, and 12.3% from photosyn- thetic activity attributes. The effect of the AMF on their hosts differs depending on the kind of plant attribute used to evaluate it. Differences were observed among the different kinds of plant attributes analyzed in the present study (QM = 40.16; df = 3; p < 0.0001). The variables that showed the greatest effects of AMF on their hosts were those grouped in nutrient acquisition, follow- ed by the photosynthetic activity, saline stress reduction, and finally biomass production attributes (Fig. 1). Fig. 1 Weighted mean effect sizes and 95% bias-corrected confidence intervals for the overall effect (black diamond, N = 543) and weighted mean effect sizes of the four different plant attributes used to estimate the overall effect of the AMF on their hosts. Sample sizes for each category are shown in parentheses. The size of each dot representing each mean effect size is proportional to its weight or contribution to the overall mean calculation. Dotted line shows Hedges’ d = 0. When confidence intervals overlap zero, the effect sizes are not significantly different from zero. Non-overlapping confidence intervals among plant attributes’ effect sizes imply significant differences among them Mycorrhiza (2018) 28:477–493 483 Host plant characteristics A total of 32 plant species are included in this meta-analysis. Of the published data included, 36% originates from experiments with species of agricultural interest (27.6% of rice, Oryza sativa, and 8.28% of sorghum, Sorghum bicolor) and the remaining from wild species: 5.3% of the data corresponds to tree species, 21.6% to herbaceous plants, and 73.1% to graminoid plants. With respect to the preference of the plant species used in the experiments for the wetland habitat (represented by Wetland Indicator Status), 38.9% were cataloged as obligate, 16.4% as facultative wetland plants, 6.1% as facultative, and 13.8% as facultative upland, and for the remaining percentage, no classifi- cation was found, or it did not apply because the plant was identified only at genus level. Significant differences were observed among the plant re- sponse magnitudes to AMF inoculation according to the host taxonomic identity (QM = 73.0764; df = 31; p < 0.0001). This means that certain plant species had strong and positive perfor- mance responses when inoculated with AMF (e.g., Leersia hexandra, Strophostyles helvola, Oryza sativa), while others did not show significant changes (e.g., Tripolium, Panicum, Sonneratia apetala) (Fig. 2). The complete list of hosts species is given in Online Resource 2. Host preference for wetland hab- itat also determines the response of the species to inoculation with AMF (QM= 14.0503; df = 3; p = 0.0028; Fig. 2), with the greatest effect of the fungi being observed in the facultative wet- land species, followed by the facultative upland and, to a lesser degree, the obligate species. In contrast, the host plants with facultative status showed no significant effects. Regarding the host growth habit, graminoid plants showed a significant effect ofAMF, but there are no significant differences between the three groups (QM = 5; df = 2; p = 0.0821; figure provided in Online Resource 3). Origin and complexity of AMF inoculant and AMF identity Of the data included in the meta-analysis, 52.7% originates from experiments in which the inoculation was carried out with a consortium of AMF species and the remaining percent- age with only one species (monospecific inoculum). A total of 44% of the data were obtained from native inoculant and the remaining from non-native inoculant. To learn whether the AMF taxonomic identity influences their effect on the plants associated with them, we analyzed the monospecific inocu- lant. Results indicate that plants did not show different perfor- mance responses depending on the identity of their associated fungi (QM = 12.65; df = 7;P = 0.0812) (Fig. 3). No differences were observed in the magnitude of the effects with respect to the complexity of the inoculum, i.e., using one species versus a consortium of AMF species to inoculate the plants (QM = 1.89; df = 1; p = 0.1628). Regardless of the complexity of the inoculant, the overall effect on hosts was positive and signif- icant (Fig. 4). There were no differences in relation to the origin of the inoculum (QM = 1.77, df = 1, p = 0.1828); regard- less of the origin of the inoculant, the overall effect on the host is positive and significant (Fig. 4). Nutrient addition More than a half of the information corresponded to experiments that included nutrient addition to the substrate (61.1%withN and 54.3% with P). Significant differences were observed in the Fig. 2 Weighted mean effect sizes and 95% bias-corrected confidence intervals of the different included hosts and their wetland indicator status (WIS; obligate, facultative wetland, facultative, and facultative upland). Sample sizes for each category are shown in parentheses. Figure only shows host plant species with sample sizes > 10. The size of each dot representing each mean effect size is proportional to its weight or contribution to the overall mean calculation. Dotted line shows Hedges’ d = 0. When confidence intervals overlap zero, the effect sizes are not significantly different from zero. Non-overlapping confidence intervals among host plants’ and WIS’ effect sizes imply significant differences among them 484 Mycorrhiza (2018) 28:477–493 effects of AMF depending on whether P was added or not in the experiments (QM= 22.24; df = 1; p< 0.0001). When P was not added, the effect of the AMF on their hosts was much greater than in experiments that added P (Fig. 5), but regardless of the condition (addition or non-addition), the overall effect on the host is positive and significant. A similar situation can be observed for the addition of N: when it is not added, the effects of the AMF on the performance of the plant tend to be greater than with the addition of N, but these differences were not significant (QM= 0.5186; df = 1; p= 0.4714; Fig. 5). Water availability and salinity in the substrate From the analyzed data, 18.9% of the data corresponded to salt addition treatments and 78.5% to absence of salt addition. Regarding water availability in the soil, 11% corresponded to flood treatments, 36.2% to field capacity, 35.7% to irrigation below field capacity, 2.3% to a dry treatment, and a total of 4% to change of field capacity to dry and from dry to field capacity. Regarding salinity treatments, we found that AMF, either with or without salt application to pots, exert positive and significant effects on their hosts. No significant differences were observed between salt application or non-application conditions (QM = 0.1428; df = 1; p = 0.7055; Fig. 6). The levels of water availability in the substrate differentially influ- enced the effect of AMF on their plant hosts (QM = 57.35; df = 5; p < 0.0001; Fig. 6). The treatments that positively and significantly influenced the effect of AMF on their hosts were flooding (100% saturation), irrigation below field capacity (69–25% saturation), and the change of field capacity to dry (change of 70–90% to < 25% saturation). The highest mean AMF effect on their hosts was related to below field capacity water availability, followed by the treatments of Bchange from field capacity to dry^ and finally saturated (Fig. 6). Fig. 3 Weighted mean effect sizes and 95% bias-corrected confidence intervals of different AMF species used in monospecific inoculum. Sample sizes for each category are shown in parentheses. Figure only shows AMF species with sample sizes > 10. The size of each dot representing each mean effect size is proportional to its weight or contri- bution to the overall mean calculation. Dotted line shows Hedges’ d = 0. When confidence intervals overlap zero, the effect sizes are not signifi- cantly different from zero Fig. 4 Weighted mean effect sizes and 95% bias-corrected confidence intervals of different inoculum origins (native and non- native) and complexities (multiple or single species). Sample sizes for each category are shown in parentheses. The size of each dot representing each mean effect size is proportional to its weight or contribution to the overall mean calculation. Dotted line shows Hedges’ d = 0. When confidence intervals overlap zero, the effect sizes are not significantly different from zero Mycorrhiza (2018) 28:477–493 485 Mycorrhiza development time extended and time of final harvest A total of 61.9% of the data originated from studies that in- cluded additional treatments besides inoculation with AMF, and the remainder originated from studies where AMF inoc- ulation was the only treatment applied. 28.4% of the data were obtained from experiments in which an inoculation time was provided prior to the application of other treatments and 33.5% from experiments where the inoculation was applied at the same time as the other treatments. Duration of each of the different experiments registered in the literature differed considerably, ranging from 7 to 504 days (109.1 ± 22.43), with 84 days being the most recurrent experiment duration used in 6 articles of the total 48 analyzed. Regarding the inclusion of an inoculation period prior to the application of the other treatments (e.g., fertility, flooding, or salinity), significant effects were found only for AMF in- oculation as the single treatment applied (Fig. 5), but the ef- fects were not significantly different between the three levels of this category (QM = 1.29; df = 2; p = 0.5237) (Fig. 5). The results of the meta-regression with log-transformed time of final harvest as the independent variable indicated that no significant relationship exists between the harvest time and the effect of AMF on their wetland hosts (QM = 0.0265; df = 1; p = 0.9706; Online Resource 3). Fig. 5 Weighted mean effect sizes and 95% bias-corrected confidence intervals of different fertilization treatments (P and N added and not added) and promotion of inoculation period (promoted, not promoted, or single treatment). Sample sizes for each category are shown in parentheses. The size of each dot representing each mean effect size is proportional to its weight or contribution to the overall mean calculation. Dotted line shows Hedges’ d = 0. When confidence intervals overlap zero, the effect sizes are not significantly different from zero. Similarly, non-overlapping confidence intervals among pot experiments manipulating P′ effect sizes imply significant differences among them Fig. 6 Weighted mean effect sizes and 95% bias-corrected confidence intervals of different salinity treatments (salt added and not added) and water availability in the substrate resulting from irrigation treatments (dry, saturated, field capacity, below field capacity, dry to field capacity, and field capacity to dry). Sample sizes for each category are shown in parentheses. The size of each dot representing each mean effect size is proportional to its weight or contribution to the overall mean calculation. Dotted line shows Hedges’ d = 0. When confidence intervals overlap zero, the effect sizes are not significantly different from zero. Similarly, non-overlapping confidence intervals among pot experiments manipulating salinity’s and irrigation treatments’ effect sizes imply significant differences among them 486 Mycorrhiza (2018) 28:477–493 Discussion Wetland habitat is unlike any land habitat, given that the or- ganisms that develop there are exposed to specific environ- mental problems deriving from water saturation of the sub- strate (Moore 2006). This saturation may be permanent or periodic, with the soil full of water in the wet season but dry in the dry season (Tiner 1991). Fluctuation in water levels implies that wetland organisms must be able to deal with both dry and wet conditions (Moore 2006). The presence of spores, extra-radical mycelium, and root colonization byAMF in wet- land plants has been reported on numerous occasions (Ipsilantis and Sylvia 2007; Radhika and Rodrigues 2007; Harner et al. 2011; Wang et al. 2015). The results of our meta-analysis of pot assays suggest that AMF are not only capable of surviving in wetland conditions, but they also are functional and beneficial symbionts for the plants that estab- lish in these ecosystems. According to this meta-analysis, the benefit delivered by AMF to their wetland hosts can be observed in tissue nutrient content, biomass production, photosynthesis, and saline stress relief attributes, and it reflects differentially depending on the kind of attribute selected to evaluate it. According to the ana- lyzed data, nutrient content could be the most reliable attribute for evaluating the response of plants to mycorrhizal inocula- tion; ultimately, nutrient acquisition is the core benefit that plants receive from associating with AMF (Smith and Read 2008). In experiment chambers, it has been observed that AMF can deliver up to 80% of P and 42% of N in the plant (Marschner and Dell 1994; Cuenca 2015). According to our results, the overall degree of benefit provided by AMF to their wetland hosts in pot assays depends on the identity of the host plant, the P addition, and water availability in the soil where both symbionts develop. Identity of the symbionts As it has been registered for upland plants (Jun and Allen 1991), the identity of the wetland host plant in pot studies determines the degree of benefit that can be observed in the inoculated plants. Different plant and AMF species differ in their capacity to acquire and deliver nutrients and carbon to their symbiotic partner (Johnson 2010). This, along with as- pects like root structure (e.g., suberin molecules that impede fungal colonization or root volume occupied by aerenchyma that could reduce cortex spaces for AMF establishment but which on the other hand, under flooding could deliver more oxygen to the rhizosphere) or mycorrhizal dependency, makes plant response to AMF inoculation be host identity dependent. This differential effect apparently is not dependent on plant growth habit but is dependent on their preference for wetland habitat. Wetland plants are classified according to their frequency of occurrence in wetland conditions, which has been reported to be influenced by soil redox potential and the ability of these species to maintain an oxygenated root environment (Reddy and DeLaune 2008). Regarding the preference of different plant species for the wetland environment, among the indica- tors influencing the AMF effect, the highest significant effect was registered for the facultative wetland species and the fac- ultative upland, while the lowest was for the obligate species. This could suggest a difference regarding the mycorrhizal de- pendency or precisely the flood conditions they must with- stand and under which they are found with greatest frequency. For example, if facultative species (which receive the greatest positive effect of AMF) tolerate flooding to a lesser degree than a wetland obligate plant, these are found less frequently in permanently flooded soils, which also are more adverse for the AMF than soils flooded with less frequency. These rela- tionships require further examination because it has been not- ed that the categories of the wetland indicator status fail in their correlation with the taxonomy of the plants (Lichvar et al. 2012). Nevertheless, these categories which are useful for multiple purposes (such as delimitation, evaluation, mitiga- tion, and restoration of habitats), besides helping us to delimit this study, allow us to emphasize that the plant species restrict- ed to the wetland environment (obligate wetland) are benefit- ted consistently by establishing the arbuscular mycorrhizal association. This highlights the potential importance of the mycorrhizal association for plants establishing in the strictest wetlands. As different plant species differ in their capacity to acquire and deliver their symbiotic fee (Johnson 2010) AMF also differ in that capacity and in their competitive ability for col- onizing roots (Jansa et al. 2008). Thus, the effect that plants receive from AMF can be fungus identity dependent. Unexpectedly, AMF identity of the monospecific inoculant did not show a significant influence on the magnitude of the mycorrhiza effect and neither were differences in the effect observed depending on the origin of the inoculant. This also was contrary to what was expected, considering that different species of plants and AMF have adapted to their environment and are thus optimized for working together (Rúa et al. 2016). This lack of taxonomic identity and origin influence in our meta-analysis may indicate the plasticity of the fungi to adapt to different environmental conditions. Nonetheless, we must keep in mind that the AMF identity moderator variable only accounted for 48% of the total data information (monospecific inoculant), so it is possible that this result could change with a greater number of observations or under field conditions. Regarding functional complementarity, there exists a great- er possibility of complementing root functions or having a wider capacity for resource exploitation with a consortium of AMF species, rather than with only one species (Koide 2000). The results of the present meta-analysis, however, Mycorrhiza (2018) 28:477–493 487 show that there is no difference in the AMF effect, whether it is generated by one species or by a consortium of AMF. It is feasible that plants have not shown the differential benefit of having more than one AMF species (with different survival and nutrient and water acquisition/delivery strategies) in their rhizosphere, because most analyzed pot studies (except water availability levels inMiller and Sharitz 2000) maintained their treatments at relatively constant levels from the beginning to the end of the assay (e.g., salinity or flooding). Thus, there likely were no different niches to occupy in the restricted pot environment. This does not mean that inoculum complexity is not important in natural wetland systems; it probably is the opposite situation because wetlands are very dynamic ecosys- tems (Moore 2006). Associating with fungi that possess dif- ferent hypoxia, drought, or salinity tolerance capacities is like- ly the best strategy to maintain the benefits of the association functioning in seasonally fluctuating soil conditions (Abbott and Gazey 1994; Pringle and Bever 2002), representing a strategy for buffering against change (Jansa et al. 2008). As will be discussed further, AMF are capable of tolerating and delivering benefits to their wetland host under varying stress- ful soil conditions that are common in wetland ecosystems. Pot assays that aim to find optimal AMF for wetland refor- estation and remediation should take this experimental issue into account. Our results show that in pot assays, the overall effects of AMF on their wetland host do not depend on the identity, origin, or complexity of the inoculant, but that could be because of the controlled conditions of pot experiments that do not necessarily mimic the conditions under which the sym- bionts develop in nature (Allen 1996) and do not allow us to observe a differential effect regarding the origin or the com- plexity of the mycorrhizal inoculum. Nutrient addition Growth depression of hosts has been reported as result of high P in the substrate, which may arise from the demand for car- bon compounds exceeding nutrient delivery by AMF (Janos 2007). Plants growing in wetlands are considered efficient with respect to their use of nutrients, given that these are not very abundant in a natural form (e.g., Small 1972; Rejmánková 2005). Our results show, however, that even when wetland plants receive P fertilization, they continue re- ceiving significant benefits from their associated AMF. Nevertheless, as with land plants, the benefit is greatest with- out the addition of P. This result, although requiring detailed examination (e.g., mycorrhizal dependency assays), high- lights the relevance of arbuscular mycorrhizas for wetland plants. In the case of N, contrary to expectation, the addition (if sufficient N is available, photosynthesis is not restricted nor is the carbon delivery to AMF; Johnson 2010; Johnson et al. 2015) or non-addition of this element (low N could restrict mycorrhizal benefits; Johnson 2010; Johnson et al. 2015) does not appear to determine its effect. In other words, the effect is positive, regardless of the addition of N. Nitrogen addition effects could be obscured by the driving force of P, the main benefit of AM symbiosis, because despite added N, P avail- ability would determine if symbiosis tended to be parasitic (high P) or mutualistic (low P), or if N was not added, P availability would determine if the symbiosis tended to be commensal (high P) or a limited mutualism (low P). Our mod- erator variable addition versus non-addition of N and P is not sensitive enough to determine with certainty if the lack of N influence is a consequence of P and N stoichiometry. Water availability and salinity in the substrate Water saturation of the substrate is the most determinant force for biological communities inhabiting wetlands (Cowardin et al. 1979), and arbuscular mycorrhizal association provides no exception. Regarding the water availability levels examined in the present study, the largest effect of AMF on their hosts was observed in below field capacity water availability. Even for the 100% saturation (equivalent to flooding), however, signif- icant benefits were found. In the same way that plants established in wetlands have adapted to survive under flooded conditions, AMF must possess strategies that allow them to establish and develop in these environments. In plant species, such adaptations include the use of two kind of strategies: (i) anatomical: the risk of suffocation is minimized by internal routes of impediment-free transport consisting of a continuous plant tissue (aerenchyma) which contains enlarged spaces of gas (Evans 2003); (ii) metabolic: under severe conditions of oxygen deficiency, some plants are capable of respiration through anaerobic fermentation (Evans 2003; Reddy and DeLaune 2008). In the case of AMF, they might be able to use three types of adaptations. First, they may have low oxygen requirements (Helgason and Fitter 2009; Le Tacon et al. 1983). Second, they may have a capacity to remain quiescent in the absence of oxygen and to recover their activity once the environment is oxygenated. Germination and hyphal growth are affected by flooding, but these effects may be reversible (Le Tacon et al. 1983). In this sense, the fluctuation of flooding in some wet- lands could also be crucial for the survival of susceptible AMF species in such environments. If so, the spores with greatest probability of germinating and colonizing plants are those that are produced in the low tide seasons when there is the most oxygen in the substrate. Third, AMF may be able to cluster in the oxygenated rhizosphere of their hosts. The presence of aerenchyma in plant tissues has a secondary effect that in- volves leakage of oxygen from roots into the surrounding substrate, a process called Boxygen radial loss^ (Armstrong et al. 1991; Brune et al. 2000). Oxygen radial loss can become the main source of oxygen supply in flooded soils (Stepniewski and Glinski 1988). The leaked oxygen from 488 Mycorrhiza (2018) 28:477–493 the roots of wetland plants allows aerobic organisms to pros- per in this particular environment, at least temporarily, by providing them with an oxygenated space in the rhizosphere (Brune et al. 2000; Evans 2003; Lai et al. 2012). It has been proposed that the radial loss of oxygen also favors the devel- opment of AMF around roots (Brown and Bledsoe 1996). In addition to the three types of adaptations listed, one aspect that has been poorly explored is the acquisition of oxygen directly from the aerenchyma of hosts. The presence of structures pertaining to AMF has been reported in the aerenchyma of salt marsh plants (Brown and Bledsoe 1996). Stevens et al. (2011) support that flooding of the soil can inhibit the development of AMF in some emergent wetland species under certain conditions, but this is not always the case and arbuscular mycorrhizal associations can establish in flooded soils. The results of our meta-analysis support to that conclusion and allow us to assert that, in general, AMF deliver benefits to their hosts even under flooded conditions. Thus, although there may be species of AMF that tend to act as parasites during flooding, they generally function as mutual- ists. The premise that AMF act as parasites in wetlands arises from the inverse relationship between root colonization and spore density in field soils with the level or permanence of flooding (Anderson et al. 1984; D’Souza 2016). It is important to emphasize, however, that a low level of root colonization does not necessarily imply low functionality, and similarly for AMF spore density (Mosse 1981). Most mutualisms are vul- nerable to cheating by some of the symbionts, and some sym- bionts will be ineffective in carrying out their function (Helgason and Fitter 2009) which may lead to parasitism on some occasions, but the experimental tests that have been carried out to date show that the association with AMF is of benefit to wetland plants under different conditions of flooding, P fertility, and salinity. Coastal wetlands are higly variable systems not only with respect to oxygen availability, but also to salinity. Unfortunately, we were not able to obtain enough suitable quan- titative data on substrate salinity to examine its influence on the overall effect of AMF on their hosts. Different studies that ap- plied salt treatments were conducted under dissimilar experimen- tal conditions, making salinity a very heterogeneous variable to analyze without a larger number of observations. Nonetheless, our results show that AMF overall effect is positive and signifi- cant, either under non-saline conditions or under saline condi- tions. On the other hand, we found that AMF do significantly alleviate saline stress in their wetland hosts, as has been found for upland plants (Chandrasekaran et al. 2014). Little is known of the combined effect of this variable with flooding because its rela- tionship is complex, depending on the levels of both variables and on texture and filtration in the substrate (Lugo and Snedaker 1974; Odum et al. 1985; Feller and Sitnik 1996; Pennings et al. 2005; Moreno-Casasola et al. 2006), but it likely is a relevant factor affecting the symbiosis, and it needs further exploration. Timing of experimental procedures Regarding the timing of experimental procedures, contrary to expectations, an extended mycorrhiza development time and extended time of the final harvest did not show significant influences on the overall effect of AMF upon wetland hosts in pot assays. Nevertheless, we did observe that positive ef- fects were consistently obtained when inoculation was the only treatment. This suggests that in the pot assays without further pot environment variability, arbuscular mycorrhizal association is free of impediments to functioning, but when other treatments are applied, the effect that AMF exert on their hosts can vary and even diminish. Our results suggest that in pot studies, it is irrelevant if association already was established or if it must establish under complex environmen- tal conditions. Ultimately, in natural conditions, the mycorrhi- zal association must establish under many soil conditions, stressful or not for the fungi (Brundrett 1991). This result also suggests that allowing a mycorrhiza development time before application of experimental treatments is unnecessary, which could help to shorten experiments. Conclusion This meta-analysis not only synthesizes the relationship of AMF with plant species found in wetlands in pot assays, but also highlights the importance of arbuscular mycorrhizas for the plants that establish in these ecosystems. AMF are able to benefit their hosts under diverse conditions of water availabil- ity, nitrogen and phosphorus fertility, and salinity. They deliv- er improvements in nutrient acquisition, photosynthetic activ- ity, biomass generation, and saline stress reduction with the magnitude of effects depending upon host identity as well as phosphorus addition and water availability (the defining wet- land condition). Previously, it had been established that AMF represent an integral part of wetland ecosystems (Khan 2004), and now, we know by synthesizing the results of the pot stud- ies carried out to date that AMF actually may be of compara- ble importance to wetland plants as they are to terrestrial plants. Funding information To Posgrado en Ciencias Biológicas of the Universidad Nacional Autónoma de México and to Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología. R.A. is a researcher of CONICET (Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas) supported by grants PIP 2015- 0371 and PICT 2016-0764. To the projects: Enseñanza de las metodologías para establecer las bases ecológicas de la restauración y conservación de humedales costeros PAPIME-DGAPA (Programa de Apoyo a Proyectos para la Innovación y Mejoramiento de la enseñanza), PE204012. Diversidad vegetal y fúngica del sistema lagunar de la Carbonera, Reserva Estatal de Ciénagas y Manglares de la costa norte de Yucatán Mycorrhiza (2018) 28:477–493 489 CONABIO (Comisión Nacional para el Conocimiento y uso de la Biodiversidad), JF078. Bases metodológicas para la restauración ecológica de ecosistemas costeros: de las dunas a los humedales PAPIME-DGAPA (Programa de Apoyo a Proyectos para la Innovación y Mejoramiento de la enseñanza), PE207216. Consideraciones bio-ecológicas para establecer zonas prioritarias para la conservación de la biodiversidad costera de Yucatán PAPIIT-DGAPA (Programa de Apoyo a Proyectos de Investigación e Innovación Tecnológica), IN219515 Diversidad funcional y diversidad taxonómica de la comunidad de peces que habita en el sistema de humedales de la costa norte de Yucatán PAPIIT-DGAPA (Programa de Apoyo a Proyectos de Investigación e Innovación Tecnológica), IN220318 References Abbott LK, Gazey C (1994) An ecological view of the formation of VA mycorrhizas. Plant Soil 159:69–78 Abdelhalim TS et al (2013) Species composition and diversity of arbuscular mycorrhizal fungi in White Nile state, Central Sudan. Arch Agron Soil Sci. https://doi.org/10.1080/03650340.2013. 793453 Aggarwal A et al (2012) Arbuscular mycorrhizal symbiosis and allevia- tion of salinity stress. 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Online Resource 1 Data set from the article: Wetland plant species increase performance when inoculated with arbuscular mycorrhizal fungi: a meta-analysis of experimental pot studies. NA = non-applicable; ND = data were not reported in the article. Journal: Mycorrhiza Thai Ramírez-Viga1, Ramiro Aguilar2,3, Silvia Castillo-Argüero1, Xavier Chiappa-Carrara4, Patricia Guadarrama4, José Ramos-Zapata5 1. Universidad Nacional Autónoma de México, México. Facultad de Ciencias. Av. Universidad 3000, Circuito Exterior S/N Delegación Coyoacán, C.P. 04510 Ciudad Universitaria, Ciudad de México, México. 2. Instituto Multidisciplinario de Biología Vegetal, Universidad Nacional de Córdoba CONICET, CC 495, 5000 Córdoba, Argentina. 3. Laboratorio Nacional de Análisis y Síntesis Ecológica (LANASE), Universidad Nacional Autónoma de México, 58190 Morelia, México. 4. Universidad Nacional Autónoma de México. Puerto de Abrigo s/n, C.P. 97356, Sisal, Yucatán, México. Corresponding autor XCC: xcc@ciencias.unam.mx, +52(988)931-1000 ext. 7206. 5. Departamento de Ecología Tropical, Universidad Autónoma de Yucatán, México. Carretera Mérida-Xmatkuil Km. 15.5 C.P. 97100 Mérida, Yucatán, México. P la n t a tt r ib u te P la n t a tt r ib u te c a te g o r y H e d g e 's d V (d ) P a d d it io n N a d d it io n W a te r c o n te n t in t h e s o il (s a tu r a ti o n % ) S a li n it y P la n t id e n ti ty P la n t g r o w th h a b it W e tl a n d In d ic a to r S ta tu s In o c u la c o m p le x it y A M F i d e n ti ty In o c u la o r ig in M y c o r r h iz a d e v e lo p m e n t ti m e e x te n d e d F in a l h a r v e st (d a y s) S o u r c e p u b li c a ti o n Total dry weight Biomass 3.4014 0.8023 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus microcarpum, Rhizophagus fasciculatus, F. caledonium, Claroideoglomus etunicatum Native No developm ent time extended 45 Dhillion SS (1992) Soil biol. Biochem. 24(5):405-411 Total dry weight Biomass 3.1051 0.738 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus microcarpum, Rhizophagus fasciculatus, F. caledonium, Claroideoglomus etunicatum Native No developm ent time extended 45 Dhillion SS (1992) Soil biol. Biochem. 24(5):405-412 Root length Biomass 2.3506 0.6008 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus microcarpum, Rhizophagus fasciculatus, F. caledonium, Claroideoglomus etunicatum Native No developm ent time extended 45 Dhillion SS (1992) Soil biol. Biochem. 24(5):405-413 120 Root length Biomass 1.0321 0.4522 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus microcarpum, Rhizophagus fasciculatus, F. caledonium, Claroideoglomus etunicatum Native No developm ent time extended 45 Dhillion SS (1992) Soil biol. Biochem. 24(5):405-414 Total dry weight Biomass 0.3828 1.0183 P non- added N added Saturate d (100%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Glomus sp. Native Developm ent time extended 28 Solaiman & Hirata Soil Science and Plant Nutrition 42(3):561-571 Shoot dry weight Biomass 0.2327 1.0068 P non- added N added Saturate d (100%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Glomus sp. Native Developm ent time extended 28 Solaiman & Hirata Soil Science and Plant Nutrition 42(3):561-571 Root dry weight Biomass 1 1.125 P non- added N added Saturate d (100%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Glomus sp. Native Developm ent time extended 28 Solaiman & Hirata Soil Science and Plant Nutrition 42(3):561-571 P in shoot Nutrient acquisiti on 0.1429 1.0026 P non- added N added Saturate d (100%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Glomus sp. Native Developm ent time extended 28 Solaiman & Hirata Soil Science and Plant Nutrition 42(3):561-571 Height Biomass 0.073 1.0007 P non- added N added Saturate d (100%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Glomus sp. Native Developm ent time extended 28 Solaiman & Hirata Soil Science and Plant Nutrition 42(3):561-571 N in shoot Nutrient acquisiti on 0.4789 1.0287 P non- added N added Saturate d (100%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Glomus sp. Native Developm ent time extended 28 Solaiman & Hirata Soil Science and Plant Nutrition 42(3):561-571 121 K in shoot Nutrient acquisiti on -0.2048 1.0052 P non- added N added Saturate d (100%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Glomus sp. Native Developm ent time extended 28 Solaiman & Hirata Soil Science and Plant Nutrition 42(3):561-571 Root dry weight Biomass 4.8394 0.7855 P non- added N added Below field capacity (<70%) ND Sonneratia apetala Tree ND Multiple species inocula Rhizophagus intraradices, Funneliformis mosseae, R. aggregatus , F. geosporum Native Single treatment 110 Wang et al. Plant soil 331:181-191 Stem dry weight Biomass 3.9224 0.5846 P non- added N added Below field capacity (<70%) ND Sonneratia apetala Tree ND Multiple species inocula Rhizophagus intraradices, Funneliformis mosseae, R. aggregatus , F. geosporum Native Single treatment 110 Wang et al. Plant soil 331:181-191 Leaf dry weight Biomass 1.9855 0.2986 P non- added N added Below field capacity (<70%) ND Sonneratia apetala Tree ND Multiple species inocula Rhizophagus intraradices, Funneliformis mosseae, R. aggregatus , F. geosporum Native Single treatment 110 Wang et al. Plant soil 331:181-191 P in root Nutrient acquisiti on 1.0294 0.2265 P non- added N added Below field capacity (<70%) ND Sonneratia apetala Tree ND Multiple species inocula Rhizophagus intraradices, Funneliformis mosseae, R. aggregatus , F. geosporum Native Single treatment 110 Wang et al. Plant soil 331:181-191 P in stem Nutrient acquisiti on -0.8928 0.2199 P non- added N added Below field capacity (<70%) ND Sonneratia apetala Tree ND Multiple species inocula Rhizophagus intraradices, Funneliformis mosseae, R. aggregatus , F. geosporum Native Single treatment 110 Wang et al. Plant soil 331:181-191 P in leaf Nutrient acquisiti on 1.3248 0.2439 P non- added N added Below field capacity (<70%) ND Sonneratia apetala Tree ND Multiple species inocula Rhizophagus intraradices, Funneliformis mosseae, R. aggregatus , F. geosporum Native Single treatment 110 Wang et al. Plant soil 331:181-191 122 N in root Nutrient acquisiti on -1.1782 0.2347 P non- added N added Below field capacity (<70%) ND Sonneratia apetala Tree ND Multiple species inocula Rhizophagus intraradices, Funneliformis mosseae, R. aggregatus , F. geosporum Native Single treatment 110 Wang et al. Plant soil 331:181-191 N in stem Nutrient acquisiti on -2.3837 0.342 P non- added N added Below field capacity (<70%) ND Sonneratia apetala Tree ND Multiple species inocula Rhizophagus intraradices, Funneliformis mosseae, R. aggregatus , F. geosporum Native Single treatment 110 Wang et al. Plant soil 331:181-191 N in leaf Nutrient acquisiti on -2.2357 0.325 P non- added N added Below field capacity (<70%) ND Sonneratia apetala Tree ND Multiple species inocula Rhizophagus intraradices, Funneliformis mosseae, R. aggregatus , F. geosporum Native Single treatment 110 Wang et al. Plant soil 331:181-191 K in root Nutrient acquisiti on -0.6796 0.2115 P non- added N added Below field capacity (<70%) ND Sonneratia apetala Tree ND Multiple species inocula Rhizophagus intraradices, Funneliformis mosseae, R. aggregatus , F. geosporum Native Single treatment 110 Wang et al. Plant soil 331:181-191 K in stem Nutrient acquisiti on -1.5665 0.2613 P non- added N added Below field capacity (<70%) ND Sonneratia apetala Tree ND Multiple species inocula Rhizophagus intraradices, Funneliformis mosseae, R. aggregatus , F. geosporum Native Single treatment 110 Wang et al. Plant soil 331:181-191 K in leaf Nutrient acquisiti on 0.9297 0.2216 P non- added N added Below field capacity (<70%) ND Sonneratia apetala Tree ND Multiple species inocula Rhizophagus intraradices, Funneliformis mosseae, R. aggregatus , F. geosporum Native Single treatment 110 Wang et al. Plant soil 331:181-191 Height Biomass 2.8509 0.4032 P non- added N added Below field capacity (<70%) ND Sonneratia apetala Tree ND Multiple species inocula Rhizophagus intraradices, Funneliformis mosseae, R. aggregatus , F. geosporum Native Single treatment 110 Wang et al. Plant soil 331:181-191 123 Diamete r at ground level Biomass 1.2811 0.241 P non- added N added Below field capacity (<70%) ND Sonneratia apetala Tree ND Multiple species inocula Rhizophagus intraradices, Funneliformis mosseae, R. aggregatus , F. geosporum Native Single treatment 110 Wang et al. Plant soil 331:181-191 Shoot dry weight Biomass 0.2903 0.2021 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus irregularis Non- native Single treatment 7 Lopez de Andrade et al. Chemosphere 134:141- 149 Root dry weight Biomass 0.2789 0.2019 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus irregularis Non- native Single treatment 14 Lopez de Andrade et al. Chemosphere 134:141- 149 Total chloroph yll Photosy nthesis 2.9876 0.4231 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus irregularis Non- native Single treatment 21 Lopez de Andrade et al. Chemosphere 134:141- 149 PSII Photosy nthesis -0.5 1.0313 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus irregularis Non- native Single treatment 35 Lopez de Andrade et al. Chemosphere 134:141- 149 NPQ Photosy nthesis -0.1974 1.0049 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus irregularis Non- native Single treatment 42 Lopez de Andrade et al. Chemosphere 134:141- 149 ETR Photosy nthesis 0.0756 1.0007 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus irregularis Non- native Single treatment 49 Lopez de Andrade et al. Chemosphere 134:141- 149 124 Internal CO2 Photosy nthesis -3.2405 1.5417 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus irregularis Non- native Single treatment 56 Lopez de Andrade et al. Chemosphere 134:141- 149 CO2 assimilat ion rate Photosy nthesis 0.8231 0.7231 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus irregularis Non- native Single treatment 63 Lopez de Andrade et al. Chemosphere 134:141- 149 Stomatal conduct ance Photosy nthesis -0.0423 0.6668 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus irregularis Non- native Single treatment 77 Lopez de Andrade et al. Chemosphere 134:141- 149 Transpir ation rate Photosy nthesis -0.1242 0.668 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus irregularis Non- native Single treatment 84 Lopez de Andrade et al. Chemosphere 134:141- 149 Water- use efficienc y Saline stress reductio n 1.3699 0.823 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus irregularis Non- native Single treatment 91 Lopez de Andrade et al. Chemosphere 134:141- 149 Seed producti on Biomass 0.124 0.334 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus intraradices Non- native Single treatment 42 Li et al. Chemosphere 145:224-230 Shoot dry weight Biomass 2.4487 0.2333 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 125 Shoot dry weight Biomass 1.8917 0.193 P added N added Below field capacity (<70%) 50-75 mM NaCl Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Shoot dry weight Biomass 1.8244 0.1888 P added N added Below field capacity (<70%) 150- 200 mM Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Water content in shoot Saline stress reductio n -0.5996 0.1393 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Water content in shoot Saline stress reductio n 0.4035 0.136 P added N added Below field capacity (<70%) 50-75 mM NaCl Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Water content in shoot Saline stress reductio n 1.0008 0.15 P added N added Below field capacity (<70%) 150- 200 mM Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 CO2 assimilat ion rate Photosy nthesis 1.9395 0.294 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 CO2 assimilat ion rate Photosy nthesis 1.0515 0.2276 P added N added Below field capacity (<70%) 50-75 mM NaCl Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 126 CO2 assimilat ion rate Photosy nthesis 2.7395 0.3876 P added N added Below field capacity (<70%) 150- 200 mM Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Stomatal conduct ance Photosy nthesis 1.1779 0.2347 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Stomatal conduct ance Photosy nthesis 0.7551 0.2143 P added N added Below field capacity (<70%) 50-75 mM NaCl Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Stomatal conduct ance Photosy nthesis 2.1316 0.3136 P added N added Below field capacity (<70%) 150- 200 mM Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Water- use efficienc y Saline stress reductio n 0.1305 0.2004 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Water- use efficienc y Saline stress reductio n -0.0726 0.2001 P added N added Below field capacity (<70%) 50-75 mM NaCl Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Water- use efficienc y Saline stress reductio n 0.3607 0.2033 P added N added Below field capacity (<70%) 150- 200 mM Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 127 Transpir ation rate Photosy nthesis 1.9877 0.2988 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Transpir ation rate Photosy nthesis 0.5871 0.2086 P added N added Below field capacity (<70%) 50-75 mM NaCl Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Transpir ation rate Photosy nthesis 2.6408 0.3743 P added N added Below field capacity (<70%) 150- 200 mM Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Chlorop hyll a Photosy nthesis 0.6665 0.2111 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Chlorop hyll a Photosy nthesis 0.1819 0.2008 P added N added Below field capacity (<70%) 50-75 mM NaCl Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Chlorop hyll a Photosy nthesis 1.0981 0.2301 P added N added Below field capacity (<70%) 150- 200 mM Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Chlorop hyll b Photosy nthesis 0.2015 0.201 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 128 Chlorop hyll b Photosy nthesis -0.3486 0.203 P added N added Below field capacity (<70%) 50-75 mM NaCl Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Chlorop hyll b Photosy nthesis 0.5733 0.2082 P added N added Below field capacity (<70%) 150- 200 mM Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Caroten oids Photosy nthesis 0.7986 0.2159 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Caroten oids Photosy nthesis 0.1899 0.2009 P added N added Below field capacity (<70%) 50-75 mM NaCl Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Caroten oids Photosy nthesis 0.7886 0.2155 P added N added Below field capacity (<70%) 150- 200 mM Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 PSII Photosy nthesis -0.0871 0.2002 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 PSII Photosy nthesis 1.0387 0.227 P added N added Below field capacity (<70%) 50-75 mM NaCl Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 129 PSII Photosy nthesis 0.9422 0.2222 P added N added Below field capacity (<70%) 150- 200 mM Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 NPQ Photosy nthesis -0.5722 0.2082 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 NPQ Photosy nthesis -1.8089 0.2818 P added N added Below field capacity (<70%) 50-75 mM NaCl Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 NPQ Photosy nthesis -2.071 0.3072 P added N added Below field capacity (<70%) 150- 200 mM Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 63 Porcel et al. Journal of Plant Physiology 185:75-83 Total dry weight Biomass 3.4394 1.2393 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Miscanthus sacchariflorus Graminoid ND Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Flora 212:46-54 Total chloroph yll Photosy nthesis 3.2659 1.1666 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Miscanthus sacchariflorus Graminoid ND Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Flora 212:46-54 N in root Nutrient acquisiti on 6.244 2.9367 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Miscanthus sacchariflorus Graminoid ND Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Flora 212:46-54 130 N in stem Nutrient acquisiti on 2.3656 0.8497 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Miscanthus sacchariflorus Graminoid ND Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Flora 212:46-54 N in leaf Nutrient acquisiti on 0.7129 0.5318 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Miscanthus sacchariflorus Graminoid ND Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Flora 212:46-54 P in root Nutrient acquisiti on 1.5348 0.6472 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Miscanthus sacchariflorus Graminoid ND Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Flora 212:46-54 P in stem Nutrient acquisiti on 1.2562 0.5986 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Miscanthus sacchariflorus Graminoid ND Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Flora 212:46-54 P in leaf Nutrient acquisiti on 0.9014 0.5508 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Miscanthus sacchariflorus Graminoid ND Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Flora 212:46-54 Height Biomass 0.1169 0.6678 P non- added N non- added Below field capacity (<70%) 17-19 ppt Kandelia obovata Tree ND Multiple species inocula Funneliformis geosporum, Rhizophagus intraradices, Claroideoglomus claroideum, C. etunicatum Native No developm ent time extended 42 Xie et al. Applied Soil Ecology 75:162-171 Height Biomass -3.9681 1.9788 P added N non- added Below field capacity (<70%) 17-19 ppt Kandelia obovata Tree ND Multiple species inocula Funneliformis geosporum, Rhizophagus intraradices, Claroideoglomus claroideum, C. etunicatum Native No developm ent time extended 42 Xie et al. Applied Soil Ecology 75:162-171 131 Height Biomass -3.6087 1.7519 P added N non- added Below field capacity (<70%) 17-19 ppt Kandelia obovata Tree ND Multiple species inocula Funneliformis geosporum, Rhizophagus intraradices, Claroideoglomus claroideum, C. etunicatum Native No developm ent time extended 42 Xie et al. Applied Soil Ecology 75:162-171 Height Biomass -2.1572 1.0545 P added N non- added Below field capacity (<70%) 17-19 ppt Kandelia obovata Tree ND Multiple species inocula Funneliformis geosporum, Rhizophagus intraradices, Claroideoglomus claroideum, C. etunicatum Native No developm ent time extended 42 Xie et al. Applied Soil Ecology 75:162-171 Height Biomass -2.701 1.2746 P added N non- added Below field capacity (<70%) 17-19 ppt Kandelia obovata Tree ND Multiple species inocula Funneliformis geosporum, Rhizophagus intraradices, Claroideoglomus claroideum, C. etunicatum Native No developm ent time extended 42 Xie et al. Applied Soil Ecology 75:162-171 Root dry weight Biomass 2.5429 0.9042 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Phragmites japonica Graminoid ND Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Communications in Soil Science and Plant Analysis 47(1):87-100 Stem dry weight Biomass 2.0488 0.7623 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Phragmites japonica Graminoid ND Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Communications in Soil Science and Plant Analysis 47(1):87-100 Leaf dry weight Biomass -1.5691 0.6539 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Phragmites japonica Graminoid ND Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Communications in Soil Science and Plant Analysis 47(1):87-100 P in root Nutrient acquisiti on 3.4074 1.2257 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Phragmites japonica Graminoid ND Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Communications in Soil Science and Plant Analysis 47(1):87-100 132 P in stem Nutrient acquisiti on 2.34 0.8422 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Phragmites japonica Graminoid ND Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Communications in Soil Science and Plant Analysis 47(1):87-100 P in leaf Nutrient acquisiti on 0.8358 0.5437 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Phragmites japonica Graminoid ND Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Communications in Soil Science and Plant Analysis 47(1):87-100 N in root Nutrient acquisiti on 2.8324 1.0014 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Phragmites japonica Graminoid ND Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Communications in Soil Science and Plant Analysis 47(1):87-100 N in stem Nutrient acquisiti on 2.3353 0.8408 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Phragmites japonica Graminoid ND Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Communications in Soil Science and Plant Analysis 47(1):87-100 N in leaf Nutrient acquisiti on 2.9617 1.0482 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Phragmites japonica Graminoid ND Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Communications in Soil Science and Plant Analysis 47(1):87-100 Root dry weight Biomass -0.6134 0.5235 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Polygonum cuspidatum Forb FAC U Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Communications in Soil Science and Plant Analysis 47(1):87-100 Stem dry weight Biomass 0.8382 0.5439 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Polygonum cuspidatum Forb FAC U Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Communications in Soil Science and Plant Analysis 47(1):87-100 133 Leaf dry weight Biomass -0.4786 0.5143 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Polygonum cuspidatum Forb FAC U Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Communications in Soil Science and Plant Analysis 47(1):87-100 P in root Nutrient acquisiti on -0.0448 0.5001 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Polygonum cuspidatum Forb FAC U Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Communications in Soil Science and Plant Analysis 47(1):87-100 P in stem Nutrient acquisiti on -0.1457 0.5013 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Polygonum cuspidatum Forb FAC U Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Communications in Soil Science and Plant Analysis 47(1):87-100 P in leaf Nutrient acquisiti on 1.4533 0.632 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Polygonum cuspidatum Forb FAC U Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Communications in Soil Science and Plant Analysis 47(1):87-100 N in root Nutrient acquisiti on -1.4192 0.6259 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Polygonum cuspidatum Forb FAC U Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Communications in Soil Science and Plant Analysis 47(1):87-100 N in stem Nutrient acquisiti on 3.2604 1.1644 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Polygonum cuspidatum Forb FAC U Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Communications in Soil Science and Plant Analysis 47(1):87-100 N in leaf Nutrient acquisiti on 0.8694 0.5472 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Polygonum cuspidatum Forb FAC U Single species inocula Gigaspora margarita Non- native Single treatment 110 Sarkar et al. Communications in Soil Science and Plant Analysis 47(1):87-100 134 Shoot dry weight Biomass -1.2277 0.7923 ND N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native Single treatment 56 Lin et al. Ecotoxicology 23:2053-2061 Root dry weight Biomass 1.0516 0.7588 ND N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native Single treatment 56 Lin et al. Ecotoxicology 23:2053-2062 P in root Nutrient acquisiti on 0.2294 0.6711 ND N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native Single treatment 56 Lin et al. Ecotoxicology 23:2053-2063 P in shoot Nutrient acquisiti on -0.662 0.7032 ND N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native Single treatment 56 Lin et al. Ecotoxicology 23:2053-2064 Shoot dry weight Biomass -1.3803 0.6191 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-585 Root dry weight Biomass -0.7051 0.5311 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-586 Shoot dry weight Biomass 0.609 0.5232 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-587 135 Root dry weight Biomass 3.7275 1.3684 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-588 Shoot dry weight Biomass 3.7745 1.3904 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-589 Root dry weight Biomass 1.3503 0.614 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-590 Chlorop hyll a Photosy nthesis 1.7001 0.6806 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-591 Chlorop hyll b Photosy nthesis 0 0.5 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-592 Caroten oids Photosy nthesis 1.2046 0.5907 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-593 Chlorop hyll a Photosy nthesis 0.521 0.517 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-594 136 Chlorop hyll b Photosy nthesis 0.0981 0.5006 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-595 Caroten oids Photosy nthesis 0.6834 0.5292 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-596 Chlorop hyll a Photosy nthesis 0 0.5 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-597 Chlorop hyll b Photosy nthesis 4.6957 1.8781 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-598 Caroten oids Photosy nthesis 0.1488 0.5014 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-599 CO2 assimilat ion rate Photosy nthesis 1.9443 0.7363 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-600 Transpir ation rate Photosy nthesis 0.1882 0.5022 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-601 137 Stomatal conduct ance Photosy nthesis -1.2912 0.6042 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-602 CO2 assimilat ion rate Photosy nthesis 2.6607 0.9425 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-603 Transpir ation rate Photosy nthesis 0.2024 0.5026 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-604 Stomatal conduct ance Photosy nthesis 3.8878 1.4447 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-605 CO2 assimilat ion rate Photosy nthesis 3.6445 1.3301 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-606 Transpir ation rate Photosy nthesis 0.2305 0.5033 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-607 Stomatal conduct ance Photosy nthesis 4.9772 2.0483 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-608 138 Soluble sugars in shoot Saline stress reductio n 1.5927 0.6585 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-609 Starch in shoot Saline stress reductio n -0.1159 0.5008 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-610 Free amino acids in shoot Saline stress reductio n 1.1586 0.5839 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-611 Proline in shoot Saline stress reductio n -0.5784 0.5209 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-612 Soluble sugars in root Saline stress reductio n -0.2126 0.5028 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-613 Starch in root Saline stress reductio n -0.1159 0.5008 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-614 Free amino acids in root Saline stress reductio n 1.3366 0.6117 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-615 139 Proline in root Saline stress reductio n 1.9864 0.7466 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-616 Soluble sugars in shoot Saline stress reductio n 2.1506 0.7891 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-617 Starch in shoot Saline stress reductio n -0.2998 0.5056 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-618 Starch in root Saline stress reductio n 1.374 0.618 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-619 Proline in shoot Saline stress reductio n -1.311 0.6074 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-620 Soluble sugars in root Saline stress reductio n 1.2095 0.5914 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-621 Starch in root Saline stress reductio n -0.9379 0.555 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-622 140 Free amino acids in root Saline stress reductio n -0.2986 0.5056 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-623 Proline in root Saline stress reductio n 0.4889 0.5149 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-624 Soluble sugars in shoot Saline stress reductio n 2.2441 0.8147 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-625 Starch in shoot Saline stress reductio n 1.314 0.6079 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-626 Free amino acids in shoot Saline stress reductio n 4.6989 1.88 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-627 Proline in shoot Saline stress reductio n -1.4973 0.6401 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-628 Soluble sugars in root Saline stress reductio n -0.4444 0.5123 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-629 141 Starch in root Saline stress reductio n -1.8981 0.7252 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-630 Free amino acids in root Saline stress reductio n -0.2605 0.5042 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-631 Proline in root Saline stress reductio n -5.9045 2.6789 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-632 K uptake Nutrient acquisiti on -0.0748 0.5004 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-633 K uptake Nutrient acquisiti on 1.456 0.6325 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-634 K uptake Nutrient acquisiti on 2.7343 0.9673 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-635 Root K:Na Saline stress reductio n 3.6867 1.3495 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-636 142 Shoot K:Na Saline stress reductio n -3.239 1.1557 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-637 Root K:Na Saline stress reductio n 0.6701 0.5281 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-638 Shoot K:Na Saline stress reductio n -1.6501 0.6702 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-639 Root K:Na Saline stress reductio n 0.246 0.5038 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-640 Shoot K:Na Saline stress reductio n -1.5072 0.642 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-641 Water content in leaf Saline stress reductio n -0.7209 0.5325 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-642 Water- use efficienc y Saline stress reductio n 2.0792 0.7702 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-643 143 Water content in leaf Saline stress reductio n -0.802 0.5402 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-644 Water- use efficienc y Saline stress reductio n 3.7608 1.384 P added N added Field capacity (70- 90%) 50-75 mM NaCl Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-645 Water content in leaf Saline stress reductio n -0.2246 0.5032 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-646 Water- use efficienc y Saline stress reductio n 1.7578 0.6931 P added N added Field capacity (70- 90%) 150- 200 mM Aeluropus littoralis Graminoid ND Single species inocula Claroideoglomus etunicatum Non- native Developm ent time extended 140 Hajiboland et al. Photosynthetica. 53(4):572-647 Shoot dry weight Biomass -1.5634 0.8704 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis geosporum, Glomus versiforme, F. moseae Non- native Single treatment 183 Wu et al. Environmental Science and Pollution Research 22:8919-8926 Root dry weight Biomass -0.5028 0.6877 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis geosporum, Glomus versiforme, F. moseae Non- native Single treatment 183 Wu et al. Environmental Science and Pollution Research 22:8919-8926 Seed producti on Biomass 0.377 0.6785 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis geosporum, Glomus versiforme, F. moseae Non- native Single treatment 183 Wu et al. Environmental Science and Pollution Research 22:8919-8926 144 P in shoot Nutrient acquisiti on 1.238 0.7944 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis geosporum, Glomus versiforme, F. moseae Non- native Single treatment 183 Wu et al. Environmental Science and Pollution Research 22:8919-8926 P in root Nutrient acquisiti on 0.3206 0.6752 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis geosporum, Glomus versiforme, F. moseae Non- native Single treatment 183 Wu et al. Environmental Science and Pollution Research 22:8919-8926 P in grain Nutrient acquisiti on 1.8339 0.9469 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis geosporum, Glomus versiforme, F. moseae Non- native Single treatment 183 Wu et al. Environmental Science and Pollution Research 22:8919-8926 Shoot number Biomass 0.8644 0.7289 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Phragmites australis Graminoid FAC W Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native Single treatment 455 Lingua et al. Environmental Science and Pollution Research 22:18616-18625 Bud number Biomass 1.3084 0.8093 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Phragmites australis Graminoid FAC W Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native Single treatment 455 Lingua et al. Environmental Science and Pollution Research 22:18616-18626 Height Biomass 0.6733 0.7044 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Phragmites australis Graminoid FAC W Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native Single treatment 455 Lingua et al. Environmental Science and Pollution Research 22:18616-18627 Leaf number Biomass 1.7695 0.9276 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Phragmites australis Graminoid FAC W Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native Single treatment 455 Lingua et al. Environmental Science and Pollution Research 22:18616-18628 145 Shoot dry weight Biomass 1.0627 0.7608 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Phragmites australis Graminoid FAC W Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native Single treatment 455 Lingua et al. Environmental Science and Pollution Research 22:18616-18629 Root dry weight Biomass 2.703 1.2755 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Phragmites australis Graminoid FAC W Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native Single treatment 455 Lingua et al. Environmental Science and Pollution Research 22:18616-18630 Total dry weight Biomass 4.3016 0.8283 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Lygodium microphyllum Forb FAC W Multiple species inocula ND Native Single treatment 49 Soti et al. Symbiosis 62:81-92 Relative growth rate Biomass 2.0091 0.3761 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Lygodium microphyllum Forb FAC W Multiple species inocula ND Native Single treatment 49 Soti et al. Symbiosis 62:81-93 Leaf area Biomass 1.5256 0.3227 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Lygodium microphyllum Forb FAC W Multiple species inocula ND Native Single treatment 49 Soti et al. Symbiosis 62:81-94 Total P Nutrient acquisiti on 4.2805 0.8226 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Lygodium microphyllum Forb FAC W Multiple species inocula ND Native Single treatment 49 Soti et al. Symbiosis 62:81-95 Total dry weight Biomass -0.0893 0.0167 P added N added ND 0 Distichlis Spicata Graminoid FAC Multiple species inocula ND Native Single treatment 504 Reuss-Schmidt et al. International Journal of Plant Sciences 176(2):141-149 146 CO2 assimilat ion rate Photosy nthesis -0.2578 0.0168 P added N added ND 0 Distichlis Spicata Graminoid FAC Multiple species inocula ND Native Single treatment 504 Reuss-Schmidt et al. International Journal of Plant Sciences 176(2):141-150 Stomatal conduct ance Photosy nthesis 0 0.0167 P added N added ND 0 Distichlis Spicata Graminoid FAC Multiple species inocula ND Native Single treatment 504 Reuss-Schmidt et al. International Journal of Plant Sciences 176(2):141-151 Transpir ation rate Photosy nthesis 0.0181 0.0167 P added N added ND 0 Distichlis Spicata Graminoid FAC Multiple species inocula ND Native Single treatment 504 Reuss-Schmidt et al. International Journal of Plant Sciences 176(2):141-152 Water- use efficienc y Saline stress reductio n 0.1078 0.0167 P added N added ND 0 Distichlis Spicata Graminoid FAC Multiple species inocula ND Native Single treatment 504 Reuss-Schmidt et al. International Journal of Plant Sciences 176(2):141-153 Total chloroph yll Photosy nthesis -0.359 0.0169 P added N added ND 0 Distichlis Spicata Graminoid FAC Multiple species inocula ND Native Single treatment 504 Reuss-Schmidt et al. International Journal of Plant Sciences 176(2):141-154 Total P Nutrient acquisiti on 0.8801 0.4387 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus intraradices Non- native Single treatment 97 Liu et al. Journal of Agricultural Science doi:10.1017/S00218596 14000434 Total N Nutrient acquisiti on 1.0346 0.4535 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus intraradices Non- native Single treatment 97 Liu et al. Journal of Agricultural Science doi:10.1017/S00218596 14000434 147 Total chloroph yll Photosy nthesis 1.1197 0.4627 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus intraradices Non- native Single treatment 97 Liu et al. Journal of Agricultural Science doi:10.1017/S00218596 14000434 Soluble sugars in root Saline stress reductio n 1.2096 0.4732 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus intraradices Non- native Single treatment 97 Liu et al. Journal of Agricultural Science doi:10.1017/S00218596 14000434 Starch total content Saline stress reductio n 1.7481 0.5528 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus intraradices Non- native Single treatment 97 Liu et al. Journal of Agricultural Science doi:10.1017/S00218596 14000434 Root length Biomass 0.9169 0.442 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus intraradices Non- native Single treatment 97 Liu et al. Journal of Agricultural Science doi:10.1017/S00218596 14000434 Water content in root Saline stress reductio n 0.226 0.4026 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus intraradices Non- native Single treatment 97 Liu et al. Journal of Agricultural Science doi:10.1017/S00218596 14000434 Height Biomass -0.5216 0.5503 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Phragmites australis Graminoid FAC W Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Rhizopha gus clarus, Claroideogl omus claroideum, C. etunicatum, R. Intraradices Non- native Single treatment 120 Zheng et al. International Journal of Phytoremediation 17(3)208-214 Shoot dry weight Biomass -0.2571 0.5375 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Phragmites australis Graminoid FAC W Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Rhizopha gus clarus, Claroideogl omus claroideum, C. etunicatum, R. Intraradices Non- native Single treatment 120 Zheng et al. International Journal of Phytoremediation 17(3)208-215 148 Root dry weight Biomass 0.307 0.5392 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Phragmites australis Graminoid FAC W Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Rhizopha gus clarus, Claroideogl omus claroideum, C. etunicatum, R. Intraradices Non- native Single treatment 120 Zheng et al. International Journal of Phytoremediation 17(3)208-216 Leaf area Biomass 0.5668 0.6867 P added N added ND 0 Phragmites australis Graminoid FAC W Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Rhizophagus irregularis Non- native Single treatment 63 Wu et al. Journal of Applied Microbiology 116:1593-1606 Root dry weight Biomass 2.259 0.9856 P added N added ND 0 Phragmites australis Graminoid FAC W Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Rhizophagus irregularis Non- native Single treatment 63 Wu et al. Journal of Applied Microbiology 116:1593-1607 Shoot dry weight Biomass 0.3032 0.6724 P added N added ND 0 Phragmites australis Graminoid FAC W Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Rhizophagus irregularis Non- native Single treatment 63 Wu et al. Journal of Applied Microbiology 116:1593-1608 Height Biomass 0.5394 0.6848 P added N added ND 0 Phragmites australis Graminoid FAC W Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Rhizophagus irregularis Non- native Single treatment 63 Wu et al. Journal of Applied Microbiology 116:1593-1609 Root length Biomass 3.2951 1.3453 P added N added ND 0 Phragmites australis Graminoid FAC W Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Rhizophagus irregularis Non- native Single treatment 63 Wu et al. Journal of Applied Microbiology 116:1593-1610 Root length Biomass 1.3806 0.7858 P added N added ND 0 Phragmites australis Graminoid FAC W Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Rhizophagus irregularis Non- native Single treatment 63 Wu et al. Journal of Applied Microbiology 116:1593-1611 149 Shoot dry weight Biomass 1.338 1.0123 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Rhiophagus intraradices, Funneliformis geosporum Non- native Single treatment 180 Li et al. Environmental Pollution 159:2537- 2545 Root dry weight Biomass 0.7143 0.8844 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Rhiophagus intraradices, Funneliformis geosporum Non- native Single treatment 180 Li et al. Environmental Pollution 159:2537- 2546 Seed producti on Biomass 1.1029 0.955 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Rhiophagus intraradices, Funneliformis geosporum Non- native Single treatment 180 Li et al. Environmental Pollution 159:2537- 2547 P in grain Nutrient acquisiti on 1.4076 1.0315 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Rhiophagus intraradices, Funneliformis geosporum Non- native Single treatment 180 Li et al. Environmental Pollution 159:2537- 2548 P in shoot Nutrient acquisiti on 0.6933 0.8814 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Rhiophagus intraradices, Funneliformis geosporum Non- native Single treatment 180 Li et al. Environmental Pollution 159:2537- 2549 P in root Nutrient acquisiti on 1.0751 0.9489 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Rhiophagus intraradices, Funneliformis geosporum Non- native Single treatment 180 Li et al. Environmental Pollution 159:2537- 2550 Shoot dry weight Biomass 1.8612 1.1797 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Rhiophagus intraradices, Funneliformis geosporum Non- native Single treatment 180 Li et al. Environmental Pollution 159:2537- 2551 150 Root dry weight Biomass -0.0735 0.8339 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Rhiophagus intraradices, Funneliformis geosporum Non- native Single treatment 180 Li et al. Environmental Pollution 159:2537- 2552 Seed producti on Biomass 0.5395 0.8624 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Rhiophagus intraradices, Funneliformis geosporum Non- native Single treatment 180 Li et al. Environmental Pollution 159:2537- 2553 P in grain Nutrient acquisiti on -0.033 0.8334 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Rhiophagus intraradices, Funneliformis geosporum Non- native Single treatment 180 Li et al. Environmental Pollution 159:2537- 2554 P in shoot Nutrient acquisiti on 2.2795 1.3529 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Rhiophagus intraradices, Funneliformis geosporum Non- native Single treatment 180 Li et al. Environmental Pollution 159:2537- 2555 P in root Nutrient acquisiti on 0.8454 0.9048 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Rhiophagus intraradices, Funneliformis geosporum Non- native Single treatment 180 Li et al. Environmental Pollution 159:2537- 2556 Root length Biomass -0.5226 0.6894 P added N added ND 0 Bidens frondosa Forb FAC W Multiple species inocula ND Native Single treatment 50 Stevens et al. Mycorrhiza 21:279-288 Root volume Biomass 0.7097 0.7086 P added N added ND 0 Bidens frondosa Forb FAC W Multiple species inocula ND Native Single treatment 50 Stevens et al. Mycorrhiza 21:279-289 151 Root area Biomass 0.2174 0.6706 P added N added ND 0 Bidens frondosa Forb FAC W Multiple species inocula ND Native Single treatment 50 Stevens et al. Mycorrhiza 21:279-290 Root length Biomass -1.0312 0.7553 P added N added ND 0 Eclipta prostrata Forb FAC Multiple species inocula ND Native Single treatment 50 Stevens et al. Mycorrhiza 21:279-291 Root volume Biomass -0.2865 0.6735 P added N added ND 0 Eclipta prostrata Forb FAC Multiple species inocula ND Native Single treatment 50 Stevens et al. Mycorrhiza 21:279-292 Root area Biomass -0.4762 0.6856 P added N added ND 0 Eclipta prostrata Forb FAC Multiple species inocula ND Native Single treatment 50 Stevens et al. Mycorrhiza 21:279-293 Total dry weight Biomass 0.548 0.1038 ND ND ND 0 Spartina spp. Graminoid NA Multiple species inocula Rhizophagus intraradices, Rhizophagus aggregatus, Funneliformis mosseae, Claroideoglomus etunicatum Non- native Single treatment 84 Eberl Aquatic Biology 14:1-7 Shoot dry weight Biomass 0.7667 0.1073 ND ND ND 0 Spartina spp. Graminoid NA Multiple species inocula Rhizophagus intraradices, Rhizophagus aggregatus, Funneliformis mosseae, Claroideoglomus etunicatum Non- native Single treatment 84 Eberl Aquatic Biology 14:1-8 Root dry weight Biomass 0.2244 0.1006 ND ND ND 0 Spartina spp. Graminoid NA Multiple species inocula Rhizophagus intraradices, Rhizophagus aggregatus, Funneliformis mosseae, Claroideoglomus etunicatum Non- native Single treatment 84 Eberl Aquatic Biology 14:1-9 152 Height Biomass 0.7207 0.1065 ND ND ND 0 Spartina spp. Graminoid NA Multiple species inocula Rhizophagus intraradices, Rhizophagus aggregatus, Funneliformis mosseae, Claroideoglomus etunicatum Non- native Single treatment 84 Eberl Aquatic Biology 14:1-10 Shoot number Biomass 0.2073 0.1005 ND ND ND 0 Spartina spp. Graminoid NA Multiple species inocula Rhizophagus intraradices, Rhizophagus aggregatus, Funneliformis mosseae, Claroideoglomus etunicatum Non- native Single treatment 84 Li et al. Information Tech. and Agricultural Eng. 134:935-942 Height Biomass 3.0304 1.432 ND ND ND 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native Single treatment ND Li et al. Information Tech. and Agricultural Eng. 134:935-943 Shoot dry weight Biomass 1.521 0.8595 ND ND ND 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native Single treatment ND Li et al. Information Tech. and Agricultural Eng. 134:935-944 Root dry weight Biomass 1.8863 0.9632 ND ND ND 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native Single treatment ND Li et al. Information Tech. and Agricultural Eng. 134:935-945 Total chloroph yll Photosy nthesis 3.1822 0.9063 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Strophostyles helvola Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Single treatment 42 Tsang & Maun. Plant Ecology 144:159-166 Shoot dry weight Biomass 0.1842 0.4017 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Strophostyles helvola Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Single treatment 42 Tsang & Maun. Plant Ecology 144:159-167 153 Root dry weight Biomass 2.3065 0.666 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Strophostyles helvola Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Single treatment 42 Tsang & Maun. Plant Ecology 144:159-168 Total chloroph yll Photosy nthesis 2.3222 0.6696 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Strophostyles helvola Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Developm ent time extended 56 Tsang & Maun. Plant Ecology 144:159-169 Total chloroph yll Photosy nthesis 0.4911 0.4121 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 10 ppt Strophostyles helvola Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Developm ent time extended 56 Tsang & Maun. Plant Ecology 144:159-170 Total chloroph yll Photosy nthesis 1.7782 0.5581 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 20 ppt Strophostyles helvola Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Developm ent time extended 56 Tsang & Maun. Plant Ecology 144:159-171 Total chloroph yll Photosy nthesis 0.7838 0.4307 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 30 ppt Strophostyles helvola Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Developm ent time extended 56 Tsang & Maun. Plant Ecology 144:159-172 Root dry weight Biomass 0.479 0.4115 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Strophostyles helvola Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Developm ent time extended 56 Tsang & Maun. Plant Ecology 144:159-173 Root dry weight Biomass -1.1634 0.4677 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 10 ppt Strophostyles helvola Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Developm ent time extended 56 Tsang & Maun. Plant Ecology 144:159-174 154 Root dry weight Biomass -0.9888 0.4489 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 20 ppt Strophostyles helvola Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Developm ent time extended 56 Tsang & Maun. Plant Ecology 144:159-175 Root dry weight Biomass -0.759 0.4288 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 30 ppt Strophostyles helvola Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Developm ent time extended 56 Tsang & Maun. Plant Ecology 144:159-176 Shoot dry weight Biomass 2.2193 0.6463 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Strophostyles helvola Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Developm ent time extended 56 Tsang & Maun. Plant Ecology 144:159-177 Shoot dry weight Biomass 0.3123 0.4049 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 10 ppt Strophostyles helvola Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Developm ent time extended 56 Tsang & Maun. Plant Ecology 144:159-178 Shoot dry weight Biomass 0.8243 0.434 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 20 ppt Strophostyles helvola Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Developm ent time extended 56 Tsang & Maun. Plant Ecology 144:159-179 Shoot dry weight Biomass 1.4516 0.5054 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 30 ppt Strophostyles helvola Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Developm ent time extended 56 Tsang & Maun. Plant Ecology 144:159-180 Shoot dry weight Biomass -0.0455 0.6668 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus versiforme, Funneliformis geosporum, Scutellospora spp Native Single treatment 120 Tang et al. Acta Oecologica 35:227-235 155 P in shoot Nutrient acquisiti on -0.7856 0.7181 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus versiforme, Funneliformis geosporum, Scutellospora spp Native Single treatment 120 Tang et al. Acta Oecologica 35:227-236 N in shoot Nutrient acquisiti on 0.1843 0.6695 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus versiforme, Funneliformis geosporum, Scutellospora spp Native Single treatment 120 Tang et al. Acta Oecologica 35:227-237 Root volume Biomass -0.6237 0.2622 ND ND Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus intraradices Non- native Single treatment 24 Herdler et al. Soil Biology & Biochemistry 40:660- 668 Root length Biomass -1.2562 0.2993 ND ND Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus intraradices Non- native Single treatment 24 Herdler et al. Soil Biology & Biochemistry 40:660- 669 Shoot dry weight Biomass 0.7225 0.2663 ND ND Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus intraradices Non- native Single treatment 24 Herdler et al. Soil Biology & Biochemistry 40:660- 670 Root dry weight Biomass 0.9173 0.2763 ND ND Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus intraradices Non- native Single treatment 24 Herdler et al. Soil Biology & Biochemistry 40:660- 671 N in shoot Nutrient acquisiti on 0.5348 0.2589 ND ND Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus intraradices Non- native Single treatment 24 Herdler et al. Soil Biology & Biochemistry 40:660- 672 156 P in shoot Nutrient acquisiti on 0.2364 0.2517 ND ND Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus intraradices Non- native Single treatment 24 Herdler et al. Soil Biology & Biochemistry 40:660- 673 K in shoot Nutrient acquisiti on 0.2674 0.2522 ND ND Below field capacity (<70%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Rhizophagus intraradices Non- native Single treatment 24 Herdler et al. Soil Biology & Biochemistry 40:660- 674 P in shoot Nutrient acquisiti on -0.0316 0.5001 ND N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native Single treatment 56 Zhang et al. Chemosphere 64:1627- 1632 P in root Nutrient acquisiti on -1.4201 0.626 ND N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native Single treatment 56 Zhang et al. Chemosphere 64:1627- 1633 Shoot dry weight Biomass 0.25 0.5039 ND N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native Single treatment 56 Zhang et al. Chemosphere 64:1627- 1634 Root dry weight Biomass 1.2431 0.5966 ND N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native Single treatment 56 Zhang et al. Chemosphere 64:1627- 1635 Shoot dry weight Biomass 1.166 0.78 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Lolium mutiflorum Graminoid FAC Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus versiforme Non- native Single treatment 84 Ye et al. Applied Soil Ecology 90:26-34 157 Root dry weight Biomass 0.841 0.7256 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Lolium mutiflorum Graminoid FAC Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus versiforme Non- native Single treatment 84 Ye et al. Applied Soil Ecology 90:26-34 Shoot dry weight Biomass -1.5324 0.6468 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Lolium mutiflorum Graminoid FAC Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus versiforme Non- native Single treatment 66 Ye et al. Applied Soil Ecology 90:26-34 Root dry weight Biomass -2.5788 0.9156 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Lolium mutiflorum Graminoid FAC Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus versiforme Non- native Single treatment 66 Ye et al. Applied Soil Ecology 90:26-34 N in shoot Nutrient acquisiti on 0.7476 0.5349 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Lolium mutiflorum Graminoid FAC Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus versiforme Non- native Single treatment 66 Ye et al. Applied Soil Ecology 90:26-34 N in root Nutrient acquisiti on 1.1406 0.5813 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Lolium mutiflorum Graminoid FAC Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus versiforme Non- native Single treatment 66 Ye et al. Applied Soil Ecology 90:26-34 P in shoot Nutrient acquisiti on -0.8134 0.5414 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Lolium mutiflorum Graminoid FAC Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus versiforme Non- native Single treatment 66 Ye et al. Applied Soil Ecology 90:26-34 P in root Nutrient acquisiti on 2.2671 0.8212 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Lolium mutiflorum Graminoid FAC Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus versiforme Non- native Single treatment 66 Ye et al. Applied Soil Ecology 90:26-34 158 P in shoot Nutrient acquisiti on 2.037 0.6075 P non- added ND Below field capacity (<70%) 0 Typha latifolia Forb OBL Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in shoot Nutrient acquisiti on 0.9694 0.447 P non- added ND Saturate d (100%) 0 Typha latifolia Forb OBL Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in shoot Nutrient acquisiti on -1.2378 0.4766 P added ND Below field capacity (<70%) 0 Typha latifolia Forb OBL Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in shoot Nutrient acquisiti on 0.2379 0.4028 P added ND Saturate d (100%) 0 Typha latifolia Forb OBL Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in shoot Nutrient acquisiti on -0.9987 0.4499 P added ND Below field capacity (<70%) 0 Typha latifolia Forb OBL Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in shoot Nutrient acquisiti on -0.3337 0.4056 P added ND Saturate d (100%) 0 Typha latifolia Forb OBL Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in root Nutrient acquisiti on 0.378 0.4071 P non- added ND Below field capacity (<70%) 0 Typha latifolia Forb OBL Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 159 P in root Nutrient acquisiti on -0.0879 0.4004 P non- added ND Saturate d (100%) 0 Typha latifolia Forb OBL Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in root Nutrient acquisiti on 1.9066 0.5818 P added ND Below field capacity (<70%) 0 Typha latifolia Forb OBL Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in root Nutrient acquisiti on 0.0604 0.4002 P added ND Saturate d (100%) 0 Typha latifolia Forb OBL Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in root Nutrient acquisiti on -0.213 0.4023 P added ND Below field capacity (<70%) 0 Typha latifolia Forb OBL Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in root Nutrient acquisiti on -1.0604 0.4562 P added ND Saturate d (100%) 0 Typha latifolia Forb OBL Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Shoot dry weight Biomass 3.7646 1.1086 P non- added ND Below field capacity (<70%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Shoot dry weight Biomass -0.1397 0.401 P non- added ND Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 160 Shoot dry weight Biomass -1.5896 0.5263 P added ND Below field capacity (<70%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Shoot dry weight Biomass -0.1265 0.4008 P added ND Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Shoot dry weight Biomass -0.7185 0.4258 P added ND Below field capacity (<70%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Shoot dry weight Biomass 1.5274 0.5167 P added ND Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Root dry weight Biomass 1.9297 0.5862 P non- added ND Below field capacity (<70%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Root dry weight Biomass -0.2717 0.4037 P non- added ND Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Root dry weight Biomass -1.538 0.5183 P added ND Below field capacity (<70%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 161 Root dry weight Biomass -0.0377 0.4001 P added ND Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Root dry weight Biomass -0.2994 0.4045 P added ND Below field capacity (<70%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Root dry weight Biomass 0.2386 0.4028 P added ND Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Height Biomass 3.3695 0.9677 P non- added ND Below field capacity (<70%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Height Biomass -0.1884 0.4018 P non- added ND Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Height Biomass -0.3861 0.4075 P added ND Below field capacity (<70%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Height Biomass 0.0986 0.4005 P added ND Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 162 Height Biomass 0.0484 0.4001 P added ND Below field capacity (<70%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Height Biomass 0.7237 0.4262 P added ND Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Shoot number Biomass 1.8303 0.5675 P non- added ND Below field capacity (<70%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Shoot number Biomass 0.2928 0.4043 P non- added ND Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Shoot number Biomass -0.6809 0.4232 P added ND Below field capacity (<70%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Shoot number Biomass -0.1545 0.4012 P added ND Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Shoot number Biomass -1.0989 0.4604 P added ND Below field capacity (<70%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 163 Shoot number Biomass 0.7175 0.4257 P added ND Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in shoot Nutrient acquisiti on 2.6493 0.7509 P non- added ND Below field capacity (<70%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in shoot Nutrient acquisiti on 0.8 0.432 P non- added ND Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in shoot Nutrient acquisiti on 2.5649 0.7289 P added ND Below field capacity (<70%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in shoot Nutrient acquisiti on 0.7535 0.4284 P added ND Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in shoot Nutrient acquisiti on 0.9181 0.4421 P added ND Below field capacity (<70%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in shoot Nutrient acquisiti on -0.2523 0.4032 P added ND Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 164 P in root Nutrient acquisiti on 2.6794 0.759 P non- added ND Below field capacity (<70%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in root Nutrient acquisiti on 0.4062 0.4082 P non- added ND Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in root Nutrient acquisiti on 1.3324 0.4888 P added ND Below field capacity (<70%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in root Nutrient acquisiti on -0.2995 0.4045 P added ND Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in root Nutrient acquisiti on 1.6417 0.5348 P added ND Below field capacity (<70%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 P in root Nutrient acquisiti on 0.112 0.4006 P added ND Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 70 Ipsilantis & Sylvia. Applied Soil Ecology 35:261-271 Shoot dry weight Biomass 0.5126 0.193 ND N added ND 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Acaulospora spinosa, Acaulospora scrobiculata Non- native Single treatment 120 Ammani & Rao. Microbiological Research 151:235-237 165 Height Biomass 0.6962 0.4242 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native No developm ent time extended ND Liu et al. Plant Physiology and Biochemistry 71:87-95 Height Biomass 0.0198 0.4 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native No developm ent time extended ND Liu et al. Plant Physiology and Biochemistry 71:87-95 Root length Biomass 0.3831 0.4073 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native No developm ent time extended ND Liu et al. Plant Physiology and Biochemistry 71:87-95 Root length Biomass 0.2227 0.4025 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native No developm ent time extended ND Liu et al. Plant Physiology and Biochemistry 71:87-95 Shoot dry weight Biomass 0.5844 0.4171 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native No developm ent time extended ND Liu et al. Plant Physiology and Biochemistry 71:87-95 Shoot dry weight Biomass 0.8632 0.4373 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native No developm ent time extended ND Liu et al. Plant Physiology and Biochemistry 71:87-95 Root dry weight Biomass 2.0295 0.6059 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native No developm ent time extended ND Liu et al. Plant Physiology and Biochemistry 71:87-95 166 Root dry weight Biomass 0.5125 0.4131 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native No developm ent time extended ND Liu et al. Plant Physiology and Biochemistry 71:87-95 N in shoot Nutrient acquisiti on 1.6062 0.529 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native No developm ent time extended ND Liu et al. Plant Physiology and Biochemistry 71:87-95 N in shoot Nutrient acquisiti on 0.6682 0.4223 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native No developm ent time extended ND Liu et al. Plant Physiology and Biochemistry 71:87-95 N in root Nutrient acquisiti on 1.4774 0.5091 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native No developm ent time extended ND Liu et al. Plant Physiology and Biochemistry 71:87-95 N in root Nutrient acquisiti on 0.2079 0.4022 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native No developm ent time extended ND Liu et al. Plant Physiology and Biochemistry 71:87-95 P in shoot Nutrient acquisiti on 0.9246 0.4427 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native No developm ent time extended ND Liu et al. Plant Physiology and Biochemistry 71:87-95 P in shoot Nutrient acquisiti on 1.5449 0.5193 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native No developm ent time extended ND Liu et al. Plant Physiology and Biochemistry 71:87-95 167 P in root Nutrient acquisiti on 1.6692 0.5393 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native No developm ent time extended ND Liu et al. Plant Physiology and Biochemistry 71:87-95 P in root Nutrient acquisiti on 1.1979 0.4718 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native No developm ent time extended ND Liu et al. Plant Physiology and Biochemistry 71:87-95 Soluble sugars in shoot Saline stress reductio n 1.348 0.4909 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native No developm ent time extended ND Liu et al. Plant Physiology and Biochemistry 71:87-95 Soluble sugars in shoot Saline stress reductio n 1.1091 0.4615 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native No developm ent time extended ND Liu et al. Plant Physiology and Biochemistry 71:87-95 Soluble sugars in root Saline stress reductio n 1.4133 0.4999 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native No developm ent time extended ND Liu et al. Plant Physiology and Biochemistry 71:87-95 Soluble sugars in root Saline stress reductio n 0.6386 0.4204 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula Funneliformis mosseae Non- native No developm ent time extended ND Liu et al. Plant Physiology and Biochemistry 71:87-95 Height Biomass -3.8531 0.9519 P non- added N added ND 0 Typha latifolia Forb OBL Multiple species inocula ND Native Single treatment 77 Dunham et al. Wetlands 23(4):890-896 168 Shoot dry weight Biomass -1.4875 0.4255 P non- added N added ND 0 Typha latifolia Forb OBL Multiple species inocula ND Native Single treatment 77 Dunham et al. Wetlands 23(4):890-897 Root dry weight Biomass -2.1124 0.5193 P non- added N added ND 0 Typha latifolia Forb OBL Multiple species inocula ND Native Single treatment 77 Dunham et al. Wetlands 23(4):890-898 CO2 assimilat ion rate Photosy nthesis 1.4497 0.4209 P non- added N added ND 0 Typha latifolia Forb OBL Multiple species inocula ND Native Single treatment 77 Dunham et al. Wetlands 23(4):890-899 P in shoot Nutrient acquisiti on -0.5171 0.3445 P non- added N added ND 0 Typha latifolia Forb OBL Multiple species inocula ND Native Single treatment 77 Dunham et al. Wetlands 23(4):890-900 P in root Nutrient acquisiti on -1.6994 0.4537 P non- added N added ND 0 Typha latifolia Forb OBL Multiple species inocula ND Native Single treatment 77 Dunham et al. Wetlands 23(4):890-901 N in shoot Nutrient acquisiti on -1.7881 0.4666 P non- added N added ND 0 Typha latifolia Forb OBL Multiple species inocula ND Native Single treatment 77 Dunham et al. Wetlands 23(4):890-902 N in root Nutrient acquisiti on -1.4776 0.4243 P non- added N added ND 0 Typha latifolia Forb OBL Multiple species inocula ND Native Single treatment 77 Dunham et al. Wetlands 23(4):890-903 169 Total dry weight Biomass 0.705 0.7081 P added N added ND 0 Littorella uniflora Forb OBL Multiple species inocula ND Native Single treatment 60 Andersen & Andersen. Freshwater Biology 51:1623-1633 Shoot dry weight Biomass 1.1737 0.7815 P added N added ND 0 Littorella uniflora Forb OBL Multiple species inocula ND Native Single treatment 60 Andersen & Andersen. Freshwater Biology 51:1623-1634 Root dry weight Biomass 0.3993 0.68 P added N added ND 0 Littorella uniflora Forb OBL Multiple species inocula ND Native Single treatment 60 Andersen & Andersen. Freshwater Biology 51:1623-1635 P in shoot Nutrient acquisiti on 0.8069 0.7209 P added N added ND 0 Littorella uniflora Forb OBL Multiple species inocula ND Native Single treatment 60 Andersen & Andersen. Freshwater Biology 51:1623-1636 P in root Nutrient acquisiti on 2.3598 1.1307 P added N added ND 0 Littorella uniflora Forb OBL Multiple species inocula ND Native Single treatment 60 Andersen & Andersen. Freshwater Biology 51:1623-1637 N in shoot Nutrient acquisiti on -0.2289 0.671 P added N added ND 0 Littorella uniflora Forb OBL Multiple species inocula ND Native Single treatment 60 Andersen & Andersen. Freshwater Biology 51:1623-1638 N in root Nutrient acquisiti on -0.7289 0.7109 P added N added ND 0 Littorella uniflora Forb OBL Multiple species inocula ND Native Single treatment 60 Andersen & Andersen. Freshwater Biology 51:1623-1639 170 Root dry weight Biomass 1.0612 0.5837 P added N added ND 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Acaulospora sp, A. laevis, Paraglomus albidum, Funneliformis caledonium, Rhizophagus fasciculatus, Glomus Macrocarpum, G. monosporum, F. Mosseae, Gigaspora Margarita, Scutellospora calospora Non- native Single treatment 145 Secilia & Bagyaraj Mycorrhiza 4:265-268 Shoot dry weight Biomass 0.1299 0.556 P added N added ND 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Acaulospora sp, A. laevis, Paraglomus albidum, Funneliformis caledonium, Rhizophagus fasciculatus, Glomus Macrocarpum, G. monosporum, F. Mosseae, Gigaspora Margarita, Scutellospora calospora Non- native Single treatment 145 Secilia & Bagyaraj Mycorrhiza 4:265-268 Height Biomass 0.0296 0.5556 P added N added ND 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Acaulospora sp, A. laevis, Paraglomus albidum, Funneliformis caledonium, Rhizophagus fasciculatus, Glomus Macrocarpum, G. monosporum, F. Mosseae, Gigaspora Margarita, Scutellospora calospora Non- native Single treatment 145 Secilia & Bagyaraj Mycorrhiza 4:265-268 Shoot number Biomass 1.9877 0.6543 P added N added ND 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Acaulospora sp, A. laevis, Paraglomus albidum, Funneliformis caledonium, Rhizophagus fasciculatus, Glomus Macrocarpum, G. monosporum, F. Mosseae, Gigaspora Margarita, Scutellospora calospora Non- native Single treatment 145 Secilia & Bagyaraj Mycorrhiza 4:265-268 171 P in shoot Nutrient acquisiti on 1.2653 0.5956 P added N added ND 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Acaulospora sp, A. laevis, Paraglomus albidum, Funneliformis caledonium, Rhizophagus fasciculatus, Glomus Macrocarpum, G. monosporum, F. Mosseae, Gigaspora Margarita, Scutellospora calospora Non- native Single treatment 145 Secilia & Bagyaraj Mycorrhiza 4:265-268 P in root Nutrient acquisiti on 1.0908 0.5853 P added N added ND 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Acaulospora sp, A. laevis, Paraglomus albidum, Funneliformis caledonium, Rhizophagus fasciculatus, Glomus Macrocarpum, G. monosporum, F. Mosseae, Gigaspora Margarita, Scutellospora calospora Non- native Single treatment 145 Secilia & Bagyaraj Mycorrhiza 4:265-268 Seed producti on Biomass 1.2058 0.5919 P added N added ND 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Acaulospora sp, A. laevis, Paraglomus albidum, Funneliformis caledonium, Rhizophagus fasciculatus, Glomus Macrocarpum, G. monosporum, F. Mosseae, Gigaspora Margarita, Scutellospora calospora Non- native Single treatment 145 Secilia & Bagyaraj Mycorrhiza 4:265-268 Shoot dry weight Biomass -3.155 0.374 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus microcarpum, Rhizophagus fasciculatus, Gigaspora margarita, Acaulospora laevis Native Single treatment 45 Dhillion. Biol. Fertil Soils 13:147-151 Root dry weight Biomass 2.6583 0.3139 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus microcarpum, Rhizophagus fasciculatus, Gigaspora margarita, Acaulospora laevis Native Single treatment 45 Dhillion. Biol. Fertil Soils 13:147-152 Total dry weight Biomass 1.6872 0.226 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus microcarpum, Rhizophagus fasciculatus, Gigaspora margarita, Acaulospora laevis Native Single treatment 45 Dhillion. Biol. Fertil Soils 13:147-153 172 Root length Biomass -2.4358 0.2903 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus microcarpum, Rhizophagus fasciculatus, Gigaspora margarita, Acaulospora laevis Native Single treatment 45 Dhillion. Biol. Fertil Soils 13:147-154 Root length Biomass -3.3164 0.3958 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus microcarpum, Rhizophagus fasciculatus, Gigaspora margarita, Acaulospora laevis Native Single treatment 45 Dhillion. Biol. Fertil Soils 13:147-155 Total P Nutrient acquisiti on 0.519 0.1723 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus microcarpum, Rhizophagus fasciculatus, Gigaspora margarita, Acaulospora laevis Native Single treatment 45 Dhillion. Biol. Fertil Soils 13:147-156 Total N Nutrient acquisiti on 1.3329 0.2037 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Glomus microcarpum, Rhizophagus fasciculatus, Gigaspora margarita, Acaulospora laevis Native Single treatment 45 Dhillion. Biol. Fertil Soils 13:147-157 Shoot dry weight Biomass 1.7194 0.6848 P non- added ND Below field capacity (<70%) 0 Kummerowia striata Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Developm ent time extended 120 Nakatsubo. Ecological Research 12:231-237 Shoot dry weight Biomass 0.3677 0.5084 P added ND Below field capacity (<70%) 0 Kummerowia striata Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Developm ent time extended 120 Nakatsubo. Ecological Research 12:231-237 N in leaf Nutrient acquisiti on 1.0581 0.57 P non- added ND Below field capacity (<70%) 0 Kummerowia striata Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Developm ent time extended 120 Nakatsubo. Ecological Research 12:231-237 173 N in leaf Nutrient acquisiti on -0.062 0.5002 P added ND Below field capacity (<70%) 0 Kummerowia striata Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Developm ent time extended 120 Nakatsubo. Ecological Research 12:231-237 Seed producti on Biomass 3.4871 1.26 P non- added ND Below field capacity (<70%) 0 Kummerowia striata Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Developm ent time extended 120 Nakatsubo. Ecological Research 12:231-237 Seed producti on Biomass 0.5865 0.5215 P added ND Below field capacity (<70%) 0 Kummerowia striata Forb FAC U Multiple species inocula ND Native Developm ent time extended 120 Nakatsubo. Ecological Research 12:231-237 Shoot dry weight Biomass -1.327 0.8258 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Tripolium pannonicum Forb ND Single species inocula F. geosporum Native Single treatment 91 Carvalho et al. Plant soil 285:161-169 Root dry weight Biomass -2.3242 1.0858 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Tripolium pannonicum Forb ND Single species inocula F. geosporum Native Single treatment 91 Carvalho et al. Plant soil 285:161-170 P in shoot Nutrient acquisiti on 1.3159 0.8237 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Tripolium pannonicum Forb ND Single species inocula F. geosporum Native Single treatment 91 Carvalho et al. Plant soil 285:161-171 Shoot dry weight Biomass -0.0569 0.6669 P non- added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula F. caledonium Non- native Single treatment 80 Li et al. Plant soil 315:285-296 174 Root dry weight Biomass 0.5898 0.6957 P non- added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula F. caledonium Non- native Single treatment 80 Li et al. Plant soil 315:285-297 N in shoot Nutrient acquisiti on 0.2971 0.674 P non- added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula F. caledonium Non- native Single treatment 80 Li et al. Plant soil 315:285-298 P in root Nutrient acquisiti on 2.7707 1.3064 P non- added N added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula F. caledonium Non- native Single treatment 80 Li et al. Plant soil 315:285-299 Shoot dry weight Biomass 0.5206 0.4136 P non- added N added Field capacity (70- 90%) 0 Casuarina cunninghamia na Tree FAC Multiple species inocula Glomus Non- native Single treatment 70 Reddell et al. Australian Journal of Botany doi: 10.1071/BT96049 Shoot dry weight Biomass 1.282 0.4822 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Casuarina cunninghamia na Tree FAC Multiple species inocula Glomus Non- native Single treatment 70 Reddell et al. Australian Journal of Botany doi: 10.1071/BT96049 Shoot dry weight Biomass 0.3496 0.4061 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Casuarina cunninghamia na Tree FAC Multiple species inocula Glomus Non- native Single treatment 70 Reddell et al. Australian Journal of Botany doi: 10.1071/BT96049 Shoot dry weight Biomass -0.8058 0.4325 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Casuarina cunninghamia na Tree FAC Multiple species inocula Glomus Non- native Single treatment 70 Reddell et al. Australian Journal of Botany doi: 10.1071/BT96049 175 Shoot dry weight Biomass -0.1275 0.4008 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Casuarina cunninghamia na Tree FAC Multiple species inocula Glomus Non- native Single treatment 70 Reddell et al. Australian Journal of Botany doi: 10.1071/BT96049 Shoot dry weight Biomass 0.3392 0.4058 P added N added Field capacity (70- 90%) 0 Casuarina cunninghamia na Tree FAC Multiple species inocula Glomus Non- native Single treatment 70 Reddell et al. Australian Journal of Botany doi: 10.1071/BT96049 Shoot dry weight Biomass 0.6013 0.5226 ND N added ND 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula ND Native Single treatment 70 Reddell et al. Australian Journal of Botany doi: 10.1071/BT96049 Total P Nutrient acquisiti on 3.6542 1.3346 ND N added ND 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula ND Native Single treatment 70 Reddell et al. Australian Journal of Botany doi: 10.1071/BT96049 Total N Nutrient acquisiti on 1.8433 0.7123 ND N added ND 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula ND Native Single treatment 70 Reddell et al. Australian Journal of Botany doi: 10.1071/BT96049 Shoot number Biomass 0.1115 0.1669 P non- added N non- added Dry (<25%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-748 Shoot number Biomass 1.0598 0.1901 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) to dry (<25%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-749 176 Shoot number Biomass 0 0.1667 P non- added N non- added Dry (<25%) to field capacity (70- 90%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-750 Shoot number Biomass -0.446 0.1708 P non- added N non- added Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-751 Leaf area Biomass 1.0751 0.1907 P non- added N non- added Dry (<25%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-752 Leaf area Biomass 2.2696 0.274 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) to dry (<25%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-753 Leaf area Biomass 0.7963 0.1799 P non- added N non- added Dry (<25%) to field capacity (70- 90%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-754 Leaf area Biomass 1.314 0.2026 P non- added N non- added Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-755 177 Root length Biomass 0.3726 0.1696 P non- added N non- added Dry (<25%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-756 Root length Biomass 0.8919 0.1832 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) to dry (<25%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-757 Root length Biomass 0.1114 0.1669 P non- added N non- added Dry (<25%) to field capacity (70- 90%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-758 Root length Biomass 0.6994 0.1769 P non- added N non- added Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-759 Root length Biomass -0.446 0.1708 P non- added N non- added Dry (<25%) 0 Panicum hemitomon Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-760 Root length Biomass 0.3587 0.1693 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) to dry (<25%) 0 Panicum hemitomon Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-761 178 Root length Biomass -0.5375 0.1727 P non- added N non- added Dry (<25%) to field capacity (70- 90%) 0 Panicum hemitomon Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-762 Root length Biomass 0.5432 0.1728 P non- added N non- added Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-763 Total N Nutrient acquisiti on 0.3535 0.1693 P non- added N non- added Dry (<25%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-764 Total N Nutrient acquisiti on 3.1916 0.3789 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) to dry (<25%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-765 Total N Nutrient acquisiti on 1.2017 0.1968 P non- added N non- added Dry (<25%) to field capacity (70- 90%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-766 Total N Nutrient acquisiti on 0.7435 0.1782 P non- added N non- added Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-767 179 Total P Nutrient acquisiti on 2.3682 0.2835 P non- added N non- added Dry (<25%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-768 Total P Nutrient acquisiti on 1.8999 0.2419 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) to dry (<25%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-769 Total P Nutrient acquisiti on 2.1991 0.2674 P non- added N non- added Dry (<25%) to field capacity (70- 90%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-770 Total P Nutrient acquisiti on 3.0468 0.3601 P non- added N non- added Saturate d (100%) 0 Panicum hemitomon Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-771 Shoot number Biomass 1.2617 0.1998 P non- added N non- added Dry (<25%) 0 Leersia hexandra Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-772 Shoot number Biomass 2.4527 0.292 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) to dry (<25%) 0 Leersia hexandra Graminoid FAC W Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-773 180 Shoot number Biomass 1.8953 0.2415 P non- added N non- added Dry (<25%) to field capacity (70- 90%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-774 Shoot number Biomass 0.6689 0.176 P non- added N non- added Saturate d (100%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-775 Leaf area Biomass 1.7121 0.2277 P non- added N non- added Dry (<25%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-776 Leaf area Biomass 2.7474 0.3239 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) to dry (<25%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-777 Leaf area Biomass 2.389 0.2856 P non- added N non- added Dry (<25%) to field capacity (70- 90%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-778 Leaf area Biomass 1.9909 0.2492 P non- added N non- added Saturate d (100%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-779 181 Root length Biomass -0.5253 0.1724 P non- added N non- added Dry (<25%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-780 Root length Biomass 1.466 0.2114 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) to dry (<25%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-781 Root length Biomass 1.3308 0.2036 P non- added N non- added Dry (<25%) to field capacity (70- 90%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-782 Root length Biomass 1.9058 0.2423 P non- added N non- added Saturate d (100%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-783 Root length Biomass -1.5261 0.2152 P non- added N non- added Dry (<25%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-784 Root length Biomass -0.2299 0.1678 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) to dry (<25%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-785 182 Root length Biomass -2.1649 0.2643 P non- added N non- added Dry (<25%) to field capacity (70- 90%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-786 Root length Biomass 3.7317 0.4568 P non- added N non- added Saturate d (100%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-787 Total N Nutrient acquisiti on 0.9491 0.1854 P non- added N non- added Dry (<25%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-788 Total N Nutrient acquisiti on 2.1233 0.2606 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) to dry (<25%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-789 Total N Nutrient acquisiti on 1.4758 0.212 P non- added N non- added Dry (<25%) to field capacity (70- 90%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-790 Total N Nutrient acquisiti on 4.1188 0.5201 P non- added N non- added Saturate d (100%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-791 183 Total P Nutrient acquisiti on 1.9645 0.2471 P non- added N non- added Dry (<25%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-792 Total P Nutrient acquisiti on 3.0422 0.3595 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) to dry (<25%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-793 Total P Nutrient acquisiti on 0.8472 0.1816 P non- added N non- added Dry (<25%) to field capacity (70- 90%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-794 Total P Nutrient acquisiti on 3.7886 0.4657 P non- added N non- added Saturate d (100%) 0 Leersia hexandra Graminoid OBL Multiple species inocula Archaeospora trappei, Scutellospora heterogama, Acaulospora laevis, Ambispora leptoticha, Claroideoglomus etunicatum, Ambispora gerdemannii Native No developm ent time extended 84 Miller & Sharitz. Functional Ecology 14:738-795 Shoot dry weight Biomass 0.9723 0.2763 ND N added Dry (<25%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Claroideoglomus etunicatum Non- native Single treatment 60 Gao et al. Plant soil 290:283-291 Root dry weight Biomass 0.3835 0.2541 ND N added Dry (<25%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Multiple species inocula Funneliformis mosseae, Claroideoglomus etunicatum Non- native Single treatment 60 Gao et al. Plant soil 290:283-292 184 Total dry weight Biomass 1.2838 0.603 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-158 Total dry weight Biomass -0.5153 0.5166 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-159 Total dry weight Biomass 0.0561 0.5002 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-160 Total dry weight Biomass 1.414 0.625 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-161 Total dry weight Biomass 0.8561 0.5458 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-162 Total dry weight Biomass -0.0919 0.5005 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-163 Total dry weight Biomass 1.3151 0.6081 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-164 185 Total dry weight Biomass 1.3238 0.6095 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-165 Total dry weight Biomass 0.9211 0.553 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-166 C in shoot Biomass 1.9249 0.7316 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-167 C in shoot Biomass -0.1808 0.502 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-168 C in shoot Biomass 0.2894 0.5052 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-169 C in shoot Biomass 0 0.5 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-170 C in shoot Biomass 0.5335 0.5178 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-171 186 C in shoot Biomass 0 0.5 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-172 C in shoot Biomass 0.5218 0.517 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-173 C in shoot Biomass -0.4956 0.5154 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-174 C in shoot Biomass 0.7634 0.5364 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-175 N in shoot Nutrient acquisiti on 0 0.5 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-176 N in shoot Nutrient acquisiti on 0 0.5 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-177 N in shoot Nutrient acquisiti on -1.0135 0.5642 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-178 187 N in shoot Nutrient acquisiti on -0.8696 0.5473 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-179 N in shoot Nutrient acquisiti on 0.5185 0.5168 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-180 N in shoot Nutrient acquisiti on -2.0992 0.7754 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-181 N in shoot Nutrient acquisiti on -0.3411 0.5073 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-182 N in shoot Nutrient acquisiti on 1.0232 0.5654 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-183 N in shoot Nutrient acquisiti on 0.9152 0.5523 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-184 P in shoot Nutrient acquisiti on 1.087 0.5738 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-185 188 P in shoot Nutrient acquisiti on 1.5528 0.6507 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-186 P in shoot Nutrient acquisiti on 1.9249 0.7316 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-187 P in shoot Nutrient acquisiti on 4.6666 1.8611 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-188 P in shoot Nutrient acquisiti on 2.9207 1.0331 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-189 P in shoot Nutrient acquisiti on 2.8519 1.0083 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-190 P in shoot Nutrient acquisiti on 2.029 0.7573 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-191 P in shoot Nutrient acquisiti on 1.0232 0.5654 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-192 189 P in shoot Nutrient acquisiti on -0.0792 0.5004 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-193 Water- use efficienc y Saline stress reductio n 0 0.5 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-194 Water- use efficienc y Saline stress reductio n 2.4316 0.8695 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-195 Water- use efficienc y Saline stress reductio n 1.3227 0.6093 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-196 Water- use efficienc y Saline stress reductio n -2.6964 0.9544 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-197 Water- use efficienc y Saline stress reductio n 1.037 0.5672 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-198 Water- use efficienc y Saline stress reductio n 1.0864 0.5738 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-199 190 Water- use efficienc y Saline stress reductio n -0.9125 0.552 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-200 Water- use efficienc y Saline stress reductio n 1.4696 0.635 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-201 Water- use efficienc y Saline stress reductio n 1.3635 0.6162 P added N added Below field capacity (<70%) 0 Sorghum bicolor Graminoid FAC U Single species inocula C. etunicatum Non- native No developm ent time extended 112 Fonseca et al. Mycorrhiza 11:151-202 Shoot dry weight Biomass 0.7228 0.2131 ND ND Below field capacity (<70%) 0 symphyotrich um puniceum Forb OBL Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 84 Wolfe et al. Journal of Ecology 94:905-914 Shoot dry weight Biomass -1.3981 0.2489 ND ND Saturate d (100%) 0 symphyotrich um puniceum Forb OBL Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 84 Wolfe et al. Journal of Ecology 94:905-914 Shoot dry weight Biomass 0.7011 0.2123 ND ND Below field capacity (<70%) 0 carex hystericina Graminoid OBL Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 84 Wolfe et al. Journal of Ecology 94:905-914 Shoot dry weight Biomass -0.2169 0.2012 ND ND Saturate d (100%) 0 carex hystericina Graminoid OBL Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 84 Wolfe et al. Journal of Ecology 94:905-914 191 Shoot dry weight Biomass -0.4984 0.2062 ND ND Below field capacity (<70%) 0 lobelia siphilitica Forb FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 84 Wolfe et al. Journal of Ecology 94:905-914 Shoot dry weight Biomass -1.0128 0.2256 ND ND Saturate d (100%) 0 lobelia siphilitica Forb FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 84 Wolfe et al. Journal of Ecology 94:905-914 Shoot dry weight Biomass -1.9778 0.2978 ND ND Below field capacity (<70%) 0 muhlenbergia glomerata Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 84 Wolfe et al. Journal of Ecology 94:905-914 Shoot dry weight Biomass -0.6018 0.2091 ND ND Saturate d (100%) 0 muhlenbergia glomerata Graminoid FAC W Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 84 Wolfe et al. Journal of Ecology 94:905-914 Shoot dry weight Biomass 2.0707 0.3072 ND ND Below field capacity (<70%) 0 solidago patula Forb OBL Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 84 Wolfe et al. Journal of Ecology 94:905-914 Shoot dry weight Biomass 0 0.2 ND ND Saturate d (100%) 0 solidago patula Forb OBL Multiple species inocula ND Non- native No developm ent time extended 84 Wolfe et al. Journal of Ecology 94:905-914 Shoot dry weight Biomass 0.2506 0.2016 ND ND Below field capacity (<70%) 0 chelone glabra Forb OBL Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 84 Wolfe et al. Journal of Ecology 94:905-914 192 Shoot dry weight Biomass -0.5529 0.2076 ND ND Saturate d (100%) 0 chelone glabra Forb OBL Multiple species inocula ND Native No developm ent time extended 84 Wolfe et al. Journal of Ecology 94:905-914 Shoot dry weight Biomass 0.7618 0.0913 P non- added N non- added Saturate d (100%) 0 Nyssa sylvatica Tree FAC Single species inocula F. mosseae Non- native Single treatment 365 Keeley. American Journal of Botany 67(1):6-9 Shoot dry weight Biomass 0.4425 0.0939 P non- added N non- added Saturate d (100%) 0 Nyssa sylvatica Tree FAC Single species inocula F. mosseae Non- native Single treatment 365 Keeley. American Journal of Botany 67(1):6-10 Root dry weight Biomass 0.5683 0.0886 P non- added N non- added Saturate d (100%) 0 Nyssa sylvatica Tree FAC Single species inocula F. mosseae Non- native Single treatment 365 Keeley. American Journal of Botany 67(1):6-11 Root dry weight Biomass 0.9926 0.1029 P non- added N non- added Saturate d (100%) 0 Nyssa sylvatica Tree FAC Single species inocula F. mosseae Non- native Single treatment 365 Keeley. American Journal of Botany 67(1):6-12 Leaf number Biomass 0.3638 0.6777 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Centella asiatica Forb FAC Multiple species inocula Glomus fasiculatum, Acaulospora foveata, Gigaspora margarita Native Single treatment 80 Siddur & Garampalli. Asian Journal of Plant Science and Research 6(3):11-16 Root length Biomass -1.0448 0.7576 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Centella asiatica Forb FAC Multiple species inocula Glomus fasiculatum, Acaulospora foveata, Gigaspora margarita Native Single treatment 80 Siddur & Garampalli. Asian Journal of Plant Science and Research 6(3):11-17 193 Height Biomass 1.7008 0.9077 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Centella asiatica Forb FAC Multiple species inocula Glomus fasiculatum, Acaulospora foveata, Gigaspora margarita Native Single treatment 80 Siddur & Garampalli. Asian Journal of Plant Science and Research 6(3):11-18 Root dry weight Biomass 0.588 0.6955 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Centella asiatica Forb FAC Multiple species inocula Glomus fasiculatum, Acaulospora foveata, Gigaspora margarita Native Single treatment 80 Siddur & Garampalli. Asian Journal of Plant Science and Research 6(3):11-19 Shoot dry weight Biomass 1.0557 0.7595 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Centella asiatica Forb FAC Multiple species inocula Glomus fasiculatum, Acaulospora foveata, Gigaspora margarita Native Single treatment 80 Siddur & Garampalli. Asian Journal of Plant Science and Research 6(3):11-20 Total dry weight Biomass 0.2546 0.6721 P non- added N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Centella asiatica Forb FAC Multiple species inocula Glomus fasiculatum, Acaulospora foveata, Gigaspora margarita Native Single treatment 80 Siddur & Garampalli. Asian Journal of Plant Science and Research 6(3):11-21 Total dry weight Biomass -1.9153 0.2084 ND N non- added Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula R. intraradices Non- native Single treatment 20 Cosme et al. Mycorrhiza 21:651-658 N in shoot Nutrient acquisiti on 2.0093 0.3344 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula R. intraradices Non- native Single treatment 20 Cosme et al. Mycorrhiza 21:651-659 P in shoot Nutrient acquisiti on 1.3985 0.2765 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula R. intraradices Non- native Single treatment 20 Cosme et al. Mycorrhiza 21:651-660 194 N in root Nutrient acquisiti on 0.9338 0.2464 ND ND Field capacity (70- 90%) 0 Oryza sativa Graminoid OBL Single species inocula R. intraradices Non- native Single treatment 20 Cosme et al. Mycorrhiza 21:651-661 Total dry weight Biomass -3.2752 0.3121 ND N added Field capacity (70- 90%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-63 Total dry weight Biomass -0.3978 0.136 ND N added Saturate d (100%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-64 Shoot dry weight Biomass -3.0546 0.2888 ND N added Field capacity (70- 90%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-65 Shoot dry weight Biomass 0 0.1333 ND N added Saturate d (100%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-66 Proline in shoot Saline stress reductio n 0.0015 0.4 ND N added Field capacity (70- 90%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-67 Proline in shoot Saline stress reductio n 1.0842 0.4588 ND N added Saturate d (100%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-68 195 Proline in root Saline stress reductio n -0.1341 0.4009 ND N added Field capacity (70- 90%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-69 Proline in root Saline stress reductio n 0.3371 0.4057 ND N added Saturate d (100%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-70 CO2 assimilat ion rate Photosy nthesis 0.3845 0.4074 ND N added Field capacity (70- 90%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-71 CO2 assimilat ion rate Photosy nthesis -0.1191 0.4007 ND N added Saturate d (100%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-72 Total chloroph yll Photosy nthesis 0.0577 0.4002 ND N added Field capacity (70- 90%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-73 Total chloroph yll Photosy nthesis 0.6377 0.4203 ND N added Saturate d (100%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-74 Soluble sugars in leaf Saline stress reductio n 0.0927 0.4004 ND N added Field capacity (70- 90%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-75 196 Soluble sugars in leaf Saline stress reductio n 0.8792 0.4386 ND N added Saturate d (100%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-76 Soluble sugars in root Saline stress reductio n -1.6341 0.5335 ND N added Field capacity (70- 90%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-77 Soluble sugars in root Saline stress reductio n 2.5715 0.7306 ND N added Saturate d (100%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-78 Total N Nutrient acquisiti on -1.793 0.5607 ND N added Field capacity (70- 90%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-79 Total N Nutrient acquisiti on 1.8177 0.5652 ND N added Saturate d (100%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-80 N in shoot Nutrient acquisiti on -2.0197 0.604 ND N added Field capacity (70- 90%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-81 N in shoot Nutrient acquisiti on 2.4088 0.6901 ND N added Saturate d (100%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-82 197 N in root Nutrient acquisiti on -0.8251 0.434 ND N added Field capacity (70- 90%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-83 N in root Nutrient acquisiti on 0 0.4 ND N added Saturate d (100%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-84 C in shoot Biomass -5.1974 1.7506 ND N added Field capacity (70- 90%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-85 C in shoot Biomass 0.0133 0.4 ND N added Saturate d (100%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-86 Total C Biomass -1.6301 0.5329 ND N added Field capacity (70- 90%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-87 Total C Biomass -0.6423 0.4206 ND N added Saturate d (100%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-88 C in root Biomass -4.3252 1.3354 ND N added Field capacity (70- 90%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-89 198 C in root Biomass -1.2933 0.4836 ND N added Saturate d (100%) 17-19 ppt Tripolium pannonicum Forb ND Multiple species inocula Glomus Native Developm ent time extended 84 Neto et al. Plant and Soil 279:51-90 Height Biomass 0.4449 0.6832 P added N added ND 0 Canna indica Forb FAC W Single species inocula F. mosseae Non- native Developm ent time extended 45 Dong et al. International Journal of Phytoremediation 19(1):46-55 Root length Biomass 0.6351 0.7003 P added N added ND 0 Canna indica Forb FAC W Single species inocula F. mosseae Non- native Developm ent time extended 45 Dong et al. International Journal of Phytoremediation 19(1):46-56 Shoot dry weight Biomass 2.0956 1.0326 P added N added ND 0 Canna indica Forb FAC W Single species inocula F. mosseae Non- native Developm ent time extended 45 Dong et al. International Journal of Phytoremediation 19(1):46-57 Root dry weight Biomass 0.2931 0.6738 P added N added ND 0 Canna indica Forb FAC W Single species inocula F. mosseae Non- native Developm ent time extended 45 Dong et al. International Journal of Phytoremediation 19(1):46-58 Total chloroph yll Photosy nthesis 1.1195 0.7711 P added N added ND 0 Canna indica Forb FAC W Single species inocula F. mosseae Non- native Developm ent time extended 45 Dong et al. 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Sampling size (number of entries in the data set), estimate and confidence intervals and associated are given for each species. *** p<0.0001; ** p < 0.001; * p<0.05 Journal: Mycorrhiza Thai Ramírez-Viga1, Ramiro Aguilar2,3, Silvia Castillo-Argüero1, Xavier Chiappa-Carrara4, Patricia Guadarrama4, José Ramos-Zapata5 1. Universidad Nacional Autónoma de México, México. Facultad de Ciencias. Av. Universidad 3000, Circuito Exterior S/N Delegación Coyoacán, C.P. 04510 Ciudad Universitaria, Ciudad de México, México. 2. Instituto Multidisciplinario de Biología Vegetal, Universidad Nacional de Córdoba CONICET, CC 495, 5000 Córdoba, Argentina. 3. Laboratorio Nacional de Análisis y Síntesis Ecológica (LANASE), Universidad Nacional Autónoma de México, 58190 Morelia, México. 4. Universidad Nacional Autónoma de México. Puerto de Abrigo s/n, C.P. 97356, Sisal, Yucatán, México. Corresponding autor XCC: xcc@ciencias.unam.mx, +52(988)931-1000 ext. 7206. 5. Departamento de Ecología Tropical, Universidad Autónoma de Yucatán, México. Carretera Mérida-Xmatkuil Km. 15.5 C.P. 97100 Mérida, Yucatán, México Species n estimate ci.lb ci.ub p Plant species Aeluropus littoralis 63 0.4439 -0.5197 1.4076 n.s. Bidens frondosa 3 0.1304 -1.2006 1.4614 n.s. Canna indica 5 0.8243 -0.3871 2.0357 n.s. Carex hystericina 2 0.2298 -0.9042 1.3637 n.s. Casuarina cunninghamiana 6 0.2413 -0.8353 1.3179 n.s. Centella asiatica 6 0.4479 -0.7187 1.6145 n.s. Chelone glabra 2 -0.1453 -1.2775 0.987 n.s. Distichlis Spicata 6 -0.096 -1.0446 0.8525 n.s. Eclipta prostrata 3 -0.5824 -1.92 0.7552 n.s. Kandelia obovata 5 -1.8704 -3.205 -0.5358 ** Kummerowia striata 6 0.8955 -0.2347 2.0257 n.s. Leersia hexandra 24 1.262 0.2989 2.2251 * Littorella uniflora 7 0.5278 -0.6127 1.6683 n.s. Lobelia siphilitica 2 -0.744 -1.8855 0.3974 n.s. 203 Lolium mutiflorum 8 0.3182 -0.596 1.2324 n.s. Lygodium microphyllum 4 2.5018 1.3362 3.6674 *** Miscanthus sacchariflorus 8 1.7767 0.6499 2.9035 ** Muhlenbergia glomerata 2 -1.1694 -2.336 -0.0028 * Nyssa sylvatica 4 0.6834 -0.3062 1.6729 n.s. Oryza sativa 150 0.6194 0.3716 0.8671 *** Panicum hemitomon 60 0.5633 -0.1186 1.2452 n.s. Phragmites australis 15 0.7906 0.0914 1.4899 * Phragmites japonica 9 1.704 0.5901 2.818 ** Polygonum cuspidatum 9 0.2237 -0.8423 1.2897 n.s. solidago patula 2 0.8165 -0.3474 1.9805 n.s. Sonneratia apetala 14 0.2825 -0.701 1.266 n.s. Sorghum bicolor 45 0.5531 -0.4164 1.5226 n.s. Spartina spp. 5 0.4869 -0.4975 1.4713 n.s. Strophostyles helvola 15 0.8866 0.0884 1.6847 * Symphyotrichum puniceum 2 -0.2555 -1.4089 1.6847 n.s. Tripolium pannonicum 31 -0.5064 -1.3095 0.2968 n.s. Typha latifolia 20 -0.5428 -1.2743 0.1887 n.s. AMF species Claroideoglomus etunicatum 141 0.5494 0.0446 1.0543 * Funneliformis caledonium 4 0.641 -0.5702 1.8522 n.s. Funneliformis geosporum 3 -0.6425 -2.0116 0.7265 n.s. Funneliformis mosseae 46 0.7489 0.3406 1.1571 *** Gigaspora margarita 26 1.1949 0.6035 1.7864 *** Glomus sp. 41 -0.0331 -0.6047 0.5385 n.s. Rhizophagus intraradices 19 0.4325 -0.0878 0.9528 n.s. Rhizophagus irregularis 11 0.4529 -0.4985 1.4043 n.s. 204 A.1.4. Online Resource 3 Journal: Mycorrhiza Thai Ramírez-Viga1, Ramiro Aguilar2,3, Silvia Castillo-Argüero1, Xavier Chiappa-Carrara4, Patricia Guadarrama4, José Ramos-Zapata5 1. Universidad Nacional Autónoma de México, México. Facultad de Ciencias. Av. Universidad 3000, Circuito Exterior S/N Delegación Coyoacán, C.P. 04510 Ciudad Universitaria, Ciudad de México, México. 2. Instituto Multidisciplinario de Biología Vegetal, Universidad Nacional de Córdoba CONICET, CC 495, 5000 Córdoba, Argentina. 3. Laboratorio Nacional de Análisis y Síntesis Ecológica (LANASE), Universidad Nacional Autónoma de México, 58190 Morelia, México. 4. Universidad Nacional Autónoma de México. Puerto de Abrigo s/n, C.P. 97356, Sisal, Yucatán, México. Corresponding autor XCC: xcc@ciencias.unam.mx, +52(988)931-1000 ext. 7206. 5. Departamento de Ecología Tropical, Universidad Autónoma de Yucatán, México. Carretera Mérida-Xmatkuil Km. 15.5 C.P. 97100 Mérida, Yucatán, México A1 Weighted-mean effect sizes and 95% bias-corrected confidence intervals of different growth habit of wetland host plants (trees, graminoids, forbs). Sample sizes for each category are shown in parentheses. The size of each dot representing each mean effect size is proportional to its weight or contribution to the overall mean calculation. Dotted line showS Hedges’ d = 0. When confidence intervals overlap zero the effect sizes are not significantly different from zero. 205 A2 Relationship between the log-transformed harvest time (days) and the effect size of AMF on plant performance. The slope of the meta-regression is not different from cero (β = 0.049; QM(d.f.=1) = 0.0264; P = 0.871). The size of each dot is proportional to its weight (within-study sample size) for parameter estimation. Dotted line shows Hedges’d = 0 206 ANEXO 2. MATERIAL SUPLEMENTARIO DE METODOLOGÍA A2.1. Solución utilizada para fertilización de los experimentos Las plantas fueron suplementadas con la solución nutritiva de Hoagland al 25%, de acuerdo con Guadarrama-Chávez et al. (2008), que la presentan modificada y al 50%: Ca(NO3)2 2.5 ml L-1 KNO3 2.5 ml L-1 MgSO4 1 ml L-1 ZnSO4 0.8 ml L-1 MnSO4 0.5 ml L-1 CuSO4 0.2 ml L-1 H3BO3 2.0 ml L-1 Na2MoO4 0.1 ml L-1 FeSO4*7H2O 2.0 ml L-1 KH2PO4 Para el experimento de capacidad de respuesta se administraron tres niveles de fósforo (KH2PO4): 20gl-1, 2gl-1 y 0gl-1. Para los experimentos de efectividad, el P se suplementaró en contrentración de 0.02 g l-1de KH2PO4. Se administraron 50 ml de la solución nutritiva por maceta con las diferentes concentraciones de P, de acuerdo con Wang et al, (2010). A2.2. Tinción de raíces Tinción de raíces. Se tomó aproximadamente 1 g de raíces frescas de tres plantas de cada tratamiento después de registrar el peso fresco y se tiñieron con azul de tripano de acuerdo con la técnica de Phillips y Hayman (1970), modificada por Hernández-Cuevas et al. (2008), para posteriormente cuantificar el porcentaje de colonización micorrízica arbuscular. Especificaciones del uso de la técnica: a). El baño maría fue sustituido por el uso del microondas tal como especifica la técnica. 207 b). Cuando las raíces se observaban aún rígidas (raíces muy lignificadas) luego de calentarlas 5 minutos en microondas con KOH al 10%, se colocaban otros 2 minutos y medio, una y máximo dos veces más para que las raíces terminaran de liberar los taninos y se ablandaran. Para evitar que el tejido de las raíces se degradase con el calor extra impuesto con el KOH, éstas no fueron calentadas con el azul de tripano, en cambio permanecieron sumergidas en la tinción 24 horas y posteriormente fueron enjuagadas. Cuantificación del porcentaje de colonización micorrízica arbuscular. Esta medida estima el crecimiento de un hongo o de una comunidad fúngica dentro de la corteza de la raíz (Bagyaraj y Stürmer 2012). Para cuantificar el porcentaje de colonización en las raíces se siguió el procedimiento de McGonigle et al. (1990), modificado por Hernández-Cuevas et al. (2008). El porcentaje de colonización se estimó aplicando la siguiente fórmula: % de colonización = número de campos colonizados X 100 número total de campos observados El conteo del porcentaje de colonización se llevó a cabo por estructura fúngica dentro de la raíz (hifas, vesículas, esporas, arbúsculos y ovillos) y se contabilizó también el porcentaje total de colonización (se cuentan todas las estructuras fúngicas dentro de la raíz). A2.3. Extracción y conteo de densidad de esporas La extracción de esporas se llevó a cabo de acuerdo con la técnica de Gerdemann y Nicolson (1963) y centrifugación con gradiente de sacarosa (Daniels y Skipper 1982) modificadas por Hernández-Cuevas et al. (2008). Especificaciones del uso de la técnica: a) Se tomó suelo de tres individuos en cada tratamiento. Una vez seco fue almacenado a temperatura ambiente hasta el momento de la extracción. Para la extracción se 50 g de muestra. b) El suelo de cada muestra fue vaciado en un vaso de precipitado de 1000 ml, se adicionó agua corriente hasta 3 cm por debajo del borde. c) Se agregó jabón líquido a la muestra y se revolvió con una espátula. Se dejó reposar hasta que la tierra se hubiese precipitado en el fondo del vaso. d) Se decantó el sobrenadante sobre una serie de tamices. Se trasladaron los restos en los tamices de 45, 61, 120 y 190 μ a tubos de centrífuga con ayuda de una pipeta y se equilibraron con agua corriente. Las muestras se centrifugaron a 2000 rpm durante 5 minutos. e) El sobrenadante de los tubos fue vertido en una bomba de vacío (Air Cadet® Mod. 7059-42), en la cual fue colocada previamente una membrana millipore de 0.45μ para retener en ella las esporas. El agua fue extraída y con la ayuda de una pinza de punta fina la membrana fue colocada en una caja de petri debidamente etiquetada, la cual se almacenó en refrigeración de 1 a 3 días hasta su revisión. 208 Los patrones de densidad de esporas de los HMA reflejan la tendencia a esporular bajo cierta variedad de condiciones ambientales (D’Souza y Felinov 2013b). Una vez montadas las esporas en portaobjetos, se cuantificó el número de esporas totales en cada placa y se dividió entre los gramos de suelo utilizados en la extracción (50 g). Adicionalmente se contabilizó el número de esporas con contenido celular de cada placa para evaluar de manera indirecta la viabilidad de estos propágulos (esporas potencialmente viables = número de esporas con contenido celular / número total de esporas en la muestra. A2.4. Diseños experimentales del capítulo I Tabla 2.1 Diseño del experimento de capacidad de respuesta y respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA, bajo distintos niveles de fósforo. Saturación de agua en el sustrato NaCl añadido Micorrización P (g/L) 80-100% 0 mM NaCl Con micorriza 0 2 20 Sin micorriza 0 2 20 n = 5 209 Tabla 2.2 Cronograma del experimento de capacidad de respuesta y respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA, bajo distintos niveles de fósforo. Fertilización aplicada en octubre, diciembre, febrero y abril. Septiembre 2017 Octubre 2017 Noviembre 2017 Diciembre 2017 … Mayo 2018 Colecta de propágulos Comienzo de experimento Experimento en curso Experimento en curso Fin de experimento Inicio de tratamientos M y NM Monitoreo de crecimiento Inicio de tratamiento de P Monitoreo de crecimiento Monitoreo de crecimiento … Medición de parámetros fotosintéticos, adquisición de nutrimentos y generación de biomasa (vegetal y fúngica) Cosecha inicial Cosecha final Tabla 2.3 Diseño del experimento de respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA, bajo condiciones contrastantes de salinidad y disponibilidad de agua en el sustrato. Micorrización Saturación de agua NaCl añadido Con micorriza Sustrato inundado 0 mM NaCl 137 mMNaCl Sustrato no inundado 0 mM NaCl 137 mMNaCl Sin micorriza Sustrato inundado 0 mM NaCl 137 mMNaCl Sustrato no inundado 0 mM NaCl 137 mMNaCl n = 8 210 Tabla 2.4 Cronograma del experimento de respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA, bajo condiciones contrastantes de salinidad y disponibilidad de agua en el sustrato. Fertilización aplicada en noviembre de 2017 y febrero de 2018. Septiembre 2017 Octubre 2017 Noviembre 2017 Diciembre 2017 … Mayo 2018 - Comienzo de experimento Experimento en curso Experimento en curso … Fin de experimento Colecta de propágulos Inicio de tratamientos M y NM Monitoreo de crecimiento Aplicación de NaCl Monitoreo de crecimiento Tratamientos de saturación de agua Monitoreo de crecimiento … Medición de parámetros fotosintéticos, adquisición de nutrimentos y generación de biomasa (vegetal y fúngica) - Cosecha inicial - - … Cosecha final 211 ANEXO 3. AMPLIACIÓN DE RESULTADOS A3.1. Capítulo I. Capacidad de respuesta y respuesta de Laguncularia racemosa a la inoculación con hongos micorrizógenos arbusculares alóctonos A3.1.1 Experimento de capacidad de respuesta y respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA bajo distintos niveles de fósforo Tabla 3.1 Biomasa de las plantas de la cosecha inicial en el experimento de capacidad de respuesta y respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA, bajo distintos niveles de fósforo. Altura = altura a nivel de raíz, DBT = diámetro a la base del tallo, LR = longitud de raíz, PFh = peso fresco de hojas, PFa = peso fresco aéreo, PFs = peso fresco subterráneo, PFt = peso seco total, PSh = peso seco de hojas, PSa = peso seco aéreo, PSs = peso seco subterráneo, PSt = peso seco total. Altura (cm) DBT (cm) LR (cm) Número de hojas PFh (g) PFa (g) 9.07 ± 0.64 0.29 ± 0.01 19.93 ± 2.67 2.86 ± 0.59 0.20 ± 0.04 0.49 ± 0.05 PFs (g) PFt (g) PSh (g) PSa (g) PSs (g) PSt (g) 0.35 ± 0.04 0.84 ± 0.09 0.05 ± 0.01 0.10 ± 0.01 0.06 ± 0.01 0.16 ± 0.02 n = 5 212 Figura 3.1 Altura a nivel de sustrato (promedio ± error estándar) durante el monitoreo mensual de las plantas en el experimento de capacidad de respuesta y respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA, bajo distintos niveles de fósforo. -M = plantas no inoculadas con HMA, +M = plantas inoculadas con HMA, 0P = sin adición de fósforo, 2P = con adición de 2ppm de fósforo, 20P = con adición de 20 ppm de fósforo. n = 5. 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 nov-17 dic-17 ene-18 feb-18 mar-18 abr-18 may-18 Altura a nivel de sustrato (cm) -M0P +M0P -M2P +M2P -M20P +M20P 213 Figura 3.2 Diámetro a la base del tallo (promedio ± error estándar) durante el monitoreo mensual de las plantas en el experimento de capacidad de respuesta y respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA, bajo distintos niveles de fósforo. -M = plantas no inoculadas con HMA, +M = plantas inoculadas con HMA, 0P = sin adición de fósforo, 2P = con adición de 2ppm de fósforo, 20P = con adición de 20 ppm de fósforo. n = 5. 0 0.2 0.4 0.6 0.8 1 1.2 nov-17 dic-17 ene-18 feb-18 mar-18 abr-18 may-18 Diámetro a la base del tallo (cm) -M0P +M0P -M2P +M2P -M20P +M20P 214 Figura 3.3 Número de hojas (promedio ± error estándar) durante el monitoreo mensual de las plantas en el experimento de capacidad de respuesta y respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA, bajo distintos niveles de fósforo. -M = plantas no inoculadas con HMA, +M = plantas inoculadas con HMA, 0P = sin adición de fósforo, 2P = con adición de 2ppm de fósforo, 20P = con adición de 20 ppm de fósforo. n = 5. 0 10 20 30 40 50 60 70 nov-17 dic-17 ene-18 feb-18 mar-18 abr-18 may-18 Número de hojas -M0P +M0P -M2P +M2P -M20P +M20P 215 Tabla 3.2 Peso fresco (PF) de las plantas en el experimento de capacidad de respuesta y respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA, bajo distintos niveles de fósforo. Promedio ± error estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas dentro del mismo nivel de adición de fósforo. -M = plantas no inoculadas con HMA, +M = plantas inoculadas con HMA, 0P = sin adición de fósforo, 2P = con adición de 2ppm de fósforo, 20P = con adición de 20 ppm de fósforo. Tratamiento PF hojas (g) PF tallo (g) PF aéreo (g) PF subterráneo (g) PF total (g) -M 0P 16.05 ± 1.94a 13.76 ± 1.99ª 29.81 ± 3.83ª 37.62 ± 3.64ª 67.43 ± 7.21a +M 0P 16.35 ± 3.00a 13.10 ± 1.46ª 29.45 ± 4.40ª 36.54 ± 8.58ª 65.99 ± 12.97a -M 2P 18.67 ± 4.14ª 14.24 ± 2.03ª 32.91 ± 5.94ª 41.12 ± 6.56ª 74.03 ± 12.39a +M 2P 16.98 ± 1.94ª 13.14 ± 1.47ª 30.12 ± 3.37ª 37.96 ± 4.54ª 68.08 ± 7.73a -M 20P 17.34 ± 1.18ª 14.12 ± 0.54ª 31.46 ± 1.70ª 38.34 ± 3.92ª 69.80 ± 4.55b +M 20P 19.82 ± 0.85ª 14.56 ± 0.93ª 34.38 ± 1.64ª 51.42 ± 1.78ª 85.80 ± 3.24a n = 5 Tabla 3.3 Peso seco (PS) de las plantas en el experimento experimento de capacidad de respuesta y respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA, bajo distintos niveles de fósforo. Promedio ± error estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas dentro del mismo nivel de adición de fósforo. -M = plantas no inoculadas con HMA, +M = plantas inoculadas con HMA, 0P = sin adición de fósforo, 2P = con adición de 2ppm de fósforo, 20P = con adición de 20 ppm de fósforo. Tratamiento PS hojas (g) PS tallo (g) PS aéreo (g) PS subterráneo (g) PS total (g) -M 0P 4.66 ± 0.71ª 4.52 ± 0.90ª 13.78 ± 2.28a 8.10 ± 1.26a 21.88 ± 3.49ª +M 0P 4.46 ± 0.79ª 3.84 ± 0.59ª 12.7 ± 2.18a 7.56 ± 1.93a 20.26 ± 4.10ª -M 2P 4.52 ± 0.68ª 3.88 ± 1.14ª 12.84 ± 2.46a 7.82 ± 1.65a 20.66 ± 4.08ª +M 2P 4.76 ± 0.58ª 4.44 ± 0.70ª 13.90 ± 1.82a 8.02 ± 1.14a 21.92 ± 2.94ª -M 20P 4.92 ± 0.44ª 4.62 ± 0.33ª 14.44 ± 1.19a 8.58 ± 0.75b 23.02 ± 1.66ª +M 20P 5.88 ± 0.22ª 4.80 ± 0.27ª 16.52 ± 0.72a 11.54 ± 0.76a 28.06 ± 1.46ª n = 5 216 Tabla 3.4 Parámetros fotosintéticos estimados en las plantas del experimento de capacidad de respuesta y respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA, bajo distintos niveles de fósforo. -M = plantas no inoculadas con HMA, +M = plantas inoculadas con HMA, 0P = sin adición de fósforo, 2P = con adición de 2ppm de fósforo, 20P = con adición de 20 ppm de fósforo. Tratamiento Fotosíntesis (µmol m-2 s-1) Conduc Estom (mol m-2 s-1) Carbono intercelular (µmol mol-1) Transpiración (mmol m-2 s-1) EUA (µmol CO2/mmol H2O) Clorofila a (%) Clorofila b (%) -M 0P 11.5±0.48b 0.23±0.01abcd 281±2.6a 5.49±0.25c 2.12±0.04bcd 1.90 ±0.08a 0.71 ±0.04a +M 0P 11.9±0.31b 0.17±0.01d 253±2.6c 4.73±0.16d 2.54±0.03a 2.09 ± 0.07a 0.78 ± 0.02a -M 2P 14.5±0.50a 0.28±0.02a 273±2.5ab 6.65±0.30a 2.21±0.03bcd 2.01 ± 0.07a 0.75 ± 0.02a +M 2P 14.5±0.34a 0.25±0.01abc 265±2.4bc 6.37±0.22ab 2.31±0.03ab 2.13 ± 0.03a 0.79 ± 0.01a -M 20P 14.3±0.37a 0.27±0.01ab 270±2.3ab 6.83±0.22a 2.11±0.03cd 2.09 ± 0.05a 0.78 ±0.02a +M 20P 11.7±0.18b 0.20±0.01cd 268±2.0b 5.86±0.14bc 2.02±0.03d 2.06 ± 0.07a 0.77 ± 0.03a n = 5 Tabla 3.5 Contenido de carbono promedio (± error estándar) en las plantas del experimento de capacidad de respuesta y respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA, bajo distintos niveles de fósforo. Letras diferentes indican diferencias significativas dentro del mismo nivel de adición de fósforo. -M = plantas no inoculadas con HMA, +M = plantas inoculadas con HMA, 0P = sin adición de fósforo, 2P = con adición de 2ppm de fósforo, 20P = con adición de 20 ppm de fósforo. Tratamiento Contenido de C (%) -M 0P 42.15 ± 0.19a +M 0P 41.78 ± 0.08b -M 2P 42.04 ± 0.06b +M 2P 42.41 ± 0.09a -M 20P 42.40 ± 0.27a +M 20P 42.09 ± 0.12a n = 4 217 A3.1.2. Experimento de respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA, bajo condiciones contrastantes de salinidad y disponibilidad de agua en el sustrato Tabla 3.6 Biomasa de las plantas del experimento de respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA, bajo condiciones contrastantes de salinidad y disponibilidad de agua en el sustrato, en la cosecha inicial. Altura = altura a nivel de raíz, DBT = diámetro a la base del tallo, LR = longitud de raíz, PFh = peso fresco de hojas, PFa = peso fresco aéreo, PFs = peso fresco subterráneo, PFt = peso seco total, PSh = peso seco de hojas, PSa = peso seco aéreo, PSs = peso seco subterráneo, PSt = peso seco total. Altura (cm) DBT (cm) LR (cm) # de hojas PFh (g) PFa (g) 9.07 ± 0.64 0.29 ± 0.01 19.93 ± 2.67 2.86 ± 0.59 0.20 ± 0.04 0.49 ± 0.05 PFs (g) PFt (g) PSh (g) PSa (g) PSs (g) PSt (g) 0.35 ± 0.04 0.84 ± 0.09 0.05 ± 0.01 0.10 ± 0.01 0.06 ± 0.01 0.16 ± 0.02 n = 7 Tabla 3.7 Peso fresco (PF) de las plantas en el experimento de respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA, bajo condiciones contrastantes de salinidad y disponibilidad de agua en el sustrato. Promedio ± error estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos. +I = inundado, -I = no inundado, +S = NaCl añadido, -S = NaCl no añadido, +M = microrrizada, -M = no micorrizada. Tratamiento PF hojas (g) PF tallo (g) PF aéreo (g) PF subterráneo (g) PF total (g) -I -S-M 17.24 ± 0.69ab 11.57 ± 0.49ab 28.82 ± 0.92a 40.25 ± 2.18ab 69.07 ± 2.86ab -I -S+M 18.14 ± 0.45ab 13.04 ± 0.60ab 31.17 ± 0.91a 45.79 ± 2.02b 76.96 ± 2.62a -I +S-M 16.61 ± 1.58ab 14.41 ± 0.56ab 31.02 ± 1.74a 39.37 ± 3.03ab 70.40 ± 3.45ab -I +S+M 20.29 ± 0.97a 16.17 ± 2.18a 36.46 ± 2.42a 37.69 ± 3.78ab 74.15 ± 5.28ab +I -S-M 7.01 ± 0.85c 6.37 ± 0.83c 13.05 ± 1.66b 23.79 ± 3.15c 36.84 ± 4.79c +I -S+M 10.30 ± 0.92c 9.99 ± 1.02bc 20.29 ± 1.88b 37.17 ± 3.21ab 57.46 ± 4.97abc +I +S-M 9.15 ± 1.83c 10.16 ± 1.80bc 19.25 ± 4.12b 34.27 ± 6.34ac 54.55 ± 12.72bc +I +S+M 14.51 ± 2.55b 15.45 ± 2.75a 29.96 ± 5.28a 42.71 ± 6.12ab 72.67 ± 11.33ab n = 8 218 Tabla 3.8 Peso seco (PS) de las plantas en el experimento de respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA, bajo condiciones contrastantes de salinidad y disponibilidad de agua en el sustrato. Promedio ± error estándar. Letras diferentes indican diferencias significativas entre tratamientos. +I = inundado, -I = no inundado, +S = NaCl añadido, -S = NaCl no añadido, +M = microrrizada, -M = no micorrizada. Tratamiento PS hojas (g) PS tallo (g) PS aéreo (g) PS aéreo (g) PS subterráneo (g) PS total (g) PS total (g) -I -S-M 4.94 ± 0.15ab 4.04 ± 0.16ab 8.98 ± 0.26ab 13.90 ± 0.40abd 9.02 ± 0.48a 18.00 ± 0.66a 22.92 ± 0.81a -I -S+M 4.94 ± 0.15ab 4.37 ± 0.28ab 9.31 ± 0.40ab 14.19 ± 0.54abc 9.27 ± 0.47a 18.59 ± 0.77a 23.46 ± 0.91a -I +S-M 5.85 ± 0.24a 5.36 ± 0.24a 11.21 ± 0.46b 16.99 ± 0.69a 8.57 ± 0.55a 19.79 ± 0.99a 25.56 ± 1.20a -I +S+M 5.65 ± 0.26a 5.10 ± 0.28a 10.75 ± 0.51ab 16.35 ± 0.77ab 8.37 ± 0.36a 19.12 ± 0.79a 24.g72 ± 1.04a +I -S-M 1.82 ± 0.24c 1.85 ± 0.28c 3.68 ± 0.50c 5.49 ± 0.74d 4.64 ± 0.80b 8.31 ± 1.30b 10.12 ± 1.53b +I -S+M 2.81 ± 0.29bc 3.24 ± 0.33b 6.05 ± 0.61c 8.84 ± 0.88bcd 7.10 ± 0.70ab 13.15 ± 1.30b 15.94 ± 1.58b +I +S-M 2.64 ± 0.45bc 3.41 ± 0.64b 6.05 ± 1.10c 8.67 ± 1.54cd 6.72 ± 1.51ab 12.77 ± 2.56b 8.47 ± 3.00b +I +S+M 3.93 ± 0.75abc 5.40 ± 1.02a 9.33 ± 1.78ac 13.23 ± 2.51abd 9.10 ± 1.64a 18.43 ± 3.39a 22.33 ± 4.13a n = 8 A3.2. Capítulo II. Respuesta de Laguncularia racemosa a la inoculación con hongos micorrizógenos arbusculares autóctonos Tabla 3.9 Biomasa de las plantas del experimento de respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA autóctonos, en la cosecha inicial. Altura = altura a nivel de raíz, DBT = diámetro a la base del tallo, LR = longitud de raíz, PFh = peso fresco de hojas, PFa = peso fresco aéreo, PFs = peso fresco subterráneo, PFt = peso seco total, PSh = peso seco de hojas, PSa = peso seco aéreo, PSs = peso seco subterráneo, PSt = peso seco total, AF = área foliar, PAF = proporción de área foliar, AFE = área foliar específica. Altura (cm) DBT (cm) LR (cm) # de hojas PFh (g) PFa (g) PFs (g) PFt (g) 9.95 ± 0.61 0.27 ± 0.01 20.20 ± 2.18 4.00 ± 0.30 0.37 ± 0.06 0.72 ± 0.10 0.42 ± 0.05 1.14 ± 0.14 PSh (g) PSa (g) PSs (g) PSt (g) AF (cm2) PAF (cm2) AFE (cm2/g) 0.15 ± 0.02 0.23 ± 0.02 0.11 ± 0.01 0.34 ± 0.03 11.37 ± 1.69 30.46 ± 3.56 73.93 ± 11.02 n = 10 219 Figura 3.4 Altura a nivel de sustrato (promedio ± error estándar) de las plantas micorrizadas (+M) y no micorrizadas (-M) durante el monitoreo mensual de crecimiento en el experimento de respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA autóctonos. n =10 0 10 20 30 40 50 60 70 ene-18 feb-18 mar-18 abr-18 may-18 Altura a nivel de sustrato (cm) -M +M 220 Figura 3.5 Diámetro a la base del tallo (promedio ± error estándar) de las plantas micorrizadas (+M) y no micorrizadas (-M) durante el monitoreo mensual de crecimiento en el experimento de respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA autóctonos. n =10 0 0.1 0.2 0.3 0.4 0.5 0.6 0.7 0.8 0.9 1 ene-18 feb-18 mar-18 abr-18 may-18 Diámetro a la base del tallo (cm) -M +M 221 Figura 3.6 Número de hojas (promedio ± error estándar) de las plantas micorrizadas (+M) y no micorrizadas (-M) durante el monitoreo mensual de crecimiento en el experimento de respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA autóctonos. n =10 Tabla 3.10 Peso fresco (PF) de las plantas en el experimento de respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA autóctonos. Promedio ± error estándar. +M = plantas inoculadas con HMA, -M = plantas no inoculadas con HMA Tratamiento PF hojas (g) PF tallo (g) PF aéreo (g) PF subterráneo (g) PF total (g) +M 17.39 ± 11.99 ± 0.51 46.69 ± 2.19 36.84 ± 2.62 83.53 ± 4.62 -M 15.81 ± 1.03 10.75 ± 1.23 42.27 ± 2.81 35.04 ± 2.58 77.31 ± 5.03 n = 10 Tabla 3.11 Peso seco (PS) de las plantas en el experimento de respuesta de L. racemosa a la inoculación con HMA autóctonos. Promedio ± error estándar. +M = plantas inoculadas con HMA, -M = plantas no inoculadas con HMA Tratamiento PS hojas (g) PS tallo (g) PS aéreo (g) PS subterráneo (g) PS total (g) +M 4.55 ± 0.29 3.84 ± 0.20 8.39 ± 0.47 7.21 ± 0.48 15.60 ± 0.90 -M 3.94 ± 0.29 3.64 ± 0.29 7.58 ± 0.56 6.37 ± 0.51 13.95 ± 1.06 n = 10 0 10 20 30 40 50 60 ene-18 feb-18 mar-18 abr-18 may-18 Número de hojas -M +M